Summary

Plate-forme de culture d’organes du segment antérieur pour le suivi des blessures du globe ouvert et des performances thérapeutiques

Published: August 25, 2021
doi:

Summary

Les blessures oculaires du globe ouvert peuvent ne pas être traitées pendant plusieurs jours dans des scénarios ruraux ou militaires, entraînant la cécité. Des thérapies sont nécessaires pour minimiser la perte de vision. Ici, nous détaillons un modèle de lésion du globe ouvert de culture d’organes. Avec ce modèle, les traitements potentiels pour stabiliser ces blessures peuvent être correctement évalués.

Abstract

Les blessures du globe ouvert ont de mauvais résultats visuels, entraînant souvent une perte permanente de la vision. Cela est dû en partie à un délai prolongé entre la blessure et l’intervention médicale dans les environnements ruraux et les applications de la médecine militaire où les soins ophtalmiques ne sont pas facilement disponibles. Les blessures non traitées sont sensibles à l’infection après que l’œil a perdu son joint étanche, ainsi qu’à la perte de viabilité des tissus due à l’hypotension intraoculaire. Les thérapies pour sceller temporairement les blessures du globe ouvert, si elles sont correctement développées, peuvent être en mesure de rétablir la pression intraoculaire et de prévenir l’infection jusqu’à ce que des soins ophtalmiques appropriés soient possibles. Pour faciliter le développement de produits, voici l’utilisation d’une plate-forme de lésions à globe ouvert de culture d’organes du segment antérieur pour suivre les performances thérapeutiques pendant au moins 72 heures après la blessure. Le tissu du segment antérieur porcin peut être maintenu dans des boîtes de culture d’organes conçues sur mesure et maintenu à la pression intraoculaire physiologique. Les blessures par perforation peuvent être créées avec un système pneumatique capable de générer des tailles de blessures allant jusqu’à 4,5 mm de diamètre, similaires aux tailles de blessures liées à l’armée. La perte de pression intraoculaire peut être observée pendant 72 heures après la blessure, confirmant l’induction correcte de la blessure et la perte de l’étanchéité de l’œil. La performance thérapeutique peut être suivie par application à l’œil après l’induction de la blessure, puis en suivant la pression intraoculaire pendant plusieurs jours. De plus, le modèle de lésion du segment antérieur est applicable aux méthodes largement utilisées pour le suivi fonctionnel et biologique de la physiologie du segment antérieur, telles que l’évaluation de la transparence, de la mécanique oculaire, de la santé de l’épithélium cornéen et de la viabilité des tissus. Dans l’ensemble, la méthode décrite ici est une prochaine étape nécessaire vers le développement de biomatériaux thérapeutiques pour sceller temporairement les blessures du globe ouvert lorsque les soins ophtalmiques ne sont pas facilement disponibles.

Introduction

Les blessures à globe ouvert (OG) peuvent entraîner une perte permanente de la vision lorsqu’elles ne sont pas traitées ou au moins stabilisées après une blessure1. Les retards, cependant, sont fréquents dans les régions éloignées où l’accès à l’intervention ophtalmique n’est pas facilement disponible, comme dans les zones rurales ou sur le champ de bataille dans les scénarios militaires. Lorsque le traitement n’est pas facilement disponible, la norme de soins actuelle consiste à protéger l’œil avec un bouclier rigide jusqu’à ce qu’une intervention médicale soit possible. En médecine militaire, ce délai est actuellement jusqu’à 24 h, mais il devrait augmenter jusqu’à 72 h dans les futures opérations de combat en milieu urbain où l’évacuation aérienne n’est pas possible2,3,4. Ces délais peuvent être encore plus longs dans les applications civiles rurales et éloignées où l’accès à l’intervention ophtalmique est limité5,6. Une lésion OG non traitée est très sensible à l’infection et à la perte de pression intraoculaire (PIO) en raison de la compromission de l’étanchéité de l’œil7,8. La perte de la PIO peut avoir un impact sur la viabilité des tissus, ce qui rend toute intervention médicale peu susceptible de restaurer la vision si le délai entre la blessure et le traitement est trop long9.

Pour permettre le développement de thérapies faciles à appliquer pour sceller les blessures OG jusqu’à ce qu’un spécialiste ophtalmique puisse être contacté, un modèle de blessure OG de paillasse a été précédemment développé10,11. Avec ce modèle, des blessures à grande vitesse ont été créées dans des yeux porcins entiers tandis que la PIO a été capturée par des transducteurs de pression. Des produits thérapeutiques peuvent ensuite être appliqués pour évaluer leur capacité à sceller le site de la lésion OG12. Cependant, comme ce modèle utilise des yeux porcins entiers, il ne peut évaluer que la performance thérapeutique immédiate sans aucun moyen de suivre la performance à long terme à travers la fenêtre possible de 72 heures dans laquelle le thérapeutique doit stabiliser le site de la blessure jusqu’à ce que le patient atteigne des soins spécialisés. En conséquence, un modèle de lésion OG de culture d’organes du segment antérieur (ASOC) a été développé et détaillé dans ce protocole en tant que plate-forme de suivi des performances thérapeutiques à long terme13.

L’ASOC est une technique largement utilisée pour maintenir le tissu avasculaire du segment antérieur, comme la cornée, pendant plusieurs semaines après l’énucléation14,15,16,17. Le segment antérieur est maintenu sous IOP physiologique en perfusant du liquide à des débits physiologiques et en préservant la région d’écoulement du maillage trabéculaire, le tissu responsable de la régulation de la PIO, lors de la configuration ASOC18,19. La plate-forme ASOC peut maintenir les tissus physiologiquement, induire une blessure OG à l’aide d’un dispositif pneumatique, appliquer un traitement et suivre la stabilisation des blessures pendant au moins 72 heures après la blessure13.

Ici, le protocole fournit une méthodologie étape par étape pour l’utilisation de la plate-forme ASOC. Tout d’abord, il détaille comment configurer et fabriquer la plate-forme ASOC. Ensuite, le protocole détaille comment disséquer aseptiquement le segment antérieur et maintenir le maillage trabéculaire, suivi de la mise en place du tissu du segment antérieur dans des boîtes de culture d’organes construites sur mesure. Ensuite, il détaille comment créer des blessures à globe ouvert et appliquer un traitement immédiatement après la blessure. Enfin, le protocole donne un aperçu des paramètres de caractérisation qui peuvent être utilisés avec cette méthode qui évalue les propriétés fonctionnelles, mécaniques et biologiques de l’œil et la mesure dans laquelle la blessure a été stabilisée. Dans l’ensemble, ce modèle fournit une plate-forme indispensable pour accélérer le développement de produits permettant de stabiliser et de traiter les blessures du globe ouvert et d’améliorer le pronostic de la mauvaise vision après une blessure.

Protocol

Avant d’effectuer ce protocole, sachez qu’il existe des exigences légales et éthiques pour l’utilisation des animaux dans la recherche et la formation. Si des animaux vivants sont utilisés pour la source de tissu oculaire, demandez l’approbation de l’autorité éthique ou légale locale (IACUC ou comité d’éthique, etc.) avant de commencer. S’il est question d’obtenir l’approbation pour l’utilisation d’animaux, ne continuez pas. Nous avons précédemment déterminé et rapporté que les yeux por…

Representative Results

Des images capturées par tomographie par cohérence optique (OCT) sont montrées pour les yeux blessés OG afin d’illustrer à quoi ressemble une induction de blessure réussie. La figure 3 montre des images pour le contrôle et le tissu AS blessé OG immédiatement après la blessure et 72 h plus tard. Deux vues sont montrées : des images en coupe transversale à travers le site de la blessure et une projection d’intensité maximale (MIP) descendante pour visualiser la surface de l’…

Discussion

Il y a des étapes critiques avec la plate-forme asoc OG sur les blessures qui devraient être mises en évidence pour améliorer les chances de succès lors de l’utilisation de la méthodologie. Tout d’abord, lors de la dissection du segment antérieur, la préservation du maillage trabéculaire est essentielle mais difficile à faire correctement. Si la MT est perturbée, l’œil ne maintiendra pas la pression physiologique et ne répondra pas aux critères d’admissibilité à une utilisation expérimentale. Il …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce matériel est basé sur des travaux soutenus par le département de la Défense des États-Unis par le biais d’un accord inter-agences (# 19-1006-IM) avec le programme d’acquisition de réparation cornéenne temporaire (United States Army Medical Materiel Development Agency).

Materials

10-32 Polycarbonate straight plug, male threaded pipe connector McMaster-Carr 51525K431
10-32 Socket cap screw, ½" McMaster-Carr 92196A269
10 mL syringe BD 302995
20 mL syringe BD 302830
Anti-Anti Gibco 15240-096
Ball-End L key McMaster-Carr 5020A25
Betadine Fisher Scientific NC1696484
BD Intramedic PE 160 Tubing Fisher Scientific 14-170-12E
Cotton swabs Puritan 25-8061WC
DMEM media ATCC 30-2002
FBS ATCC 30-2020
Fine forceps World Precision Instruments 15914
Gauze Covidien 8044
Gentamicin Gibco 15710-064
Glutamax Gibco 35050-061
High temperature silicone O-ring, 2 mm wide, 4 mm ID McMaster-Carr 5233T47
Large forceps World Precision Instruments 500365
Large surgical scissors World Precision Instruments 503261
Medium toothed forceps World Precision Instruments 501217
Nail (puncture object) McMaster-Carr 97808A503
Nylon syringe filters Fisher 09-719C
PBS Gibco 10010-023
Petri dish (100 mm) Fisher FB0875713
Polycarbonate, three-way, stopcock with male luer lock Fisher NC9593742
Razor blade Fisher 12-640
Stainless steel 18 G 90 degree angle dispensing needle McMaster-Carr 75165A81
Stainless steel 18 G straight ½'’ dispensing needle McMaster-Carr 75165A675
Sterile 100 mL beakers with lids VWR 15704-092
Vannas scissors World Precision Instruments WP5070

Referenzen

  1. Hilber, D., Mitchener, T. A., Stout, J., Hatch, B., Canham-Chervak, M. Eye injury surveillance in the US Department of Defense, 1996-2005. American Journal of Preventive Medicine. 38, 78-85 (2010).
  2. Linde, A. S., McGinnis, L. J., Thompson, D. M. Multi-Battle domain-perspective in military medical simulation trauma training. Journal of Trauma & Treatment. 06 (04), (2017).
  3. Riesberg, J., Powell, D., Loos, P. The loss of the golden hour. Special Warfare. , 49-51 (2017).
  4. Townsend, S., Lasher, W. . The US Army in Multi-Domain Operations 2028. (525-3-1), (2018).
  5. Blanch, R. J., Bishop, J., Javidi, H., Murray, P. I. Effect of time to primary repair on final visual outcome after open globe injury. The British Journal of Ophthalmology. 103 (10), 1491-1494 (2019).
  6. Lesniak, S. P., et al. Characteristics and outcomes of delayed open globe repair. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (14), 4954 (2012).
  7. Loporchio, D., Mukkamala, L., Gorukanti, K., Zarbin, M., Langer, P., Bhagat, N. Intraocular foreign bodies: A review. Survey of Ophthalmology. 61 (5), 582-596 (2016).
  8. Jonas, J. B., Budde, W. M. Early versus late removal of retained intraocular foreign bodies. Retina. 19 (3), 193-197 (1999).
  9. Watson, P. G., Jovanovik-Pandova, L. Prolonged ocular hypotension: would ciliary tissue transplantation help. Eye. 23 (10), 1916-1925 (2009).
  10. Snider, E. J., et al. Development and characterization of a benchtop corneal puncture injury model. Scientific Reports. 10 (1), 4218 (2020).
  11. Snider, E. J., et al. An open-globe porcine injury platform for assessing therapeutics and characterizing biological effects. Current Protocols in Toxicology. 86 (1), 98 (2020).
  12. Snider, E. J., Cornell, L. E., Gross, B., Zamora, D. O., Boice, E. N. Assessment of commercial off-the-shelf tissue adhesives for sealing military relevant corneal perforation injuries. Military Medicine. , (2021).
  13. Snider, E. J., Boice, E. N., Butler, J. J., Gross, B., Zamora, D. O. Characterization of an anterior segment organ culture model for open globe injuries. Scientific Reports. 11 (1), 8546 (2021).
  14. Erickson-Lamy, K., Rohen, J. W., Grant, W. M. Outflow facility studies in the perfused human ocular anterior segment. Experimental Eye Research. 52 (6), 723-731 (1991).
  15. Johnson, D. H., Tschumper, R. C. The effect of organ culture on human trabecular meshwork. Experimental Eye Research. 49 (1), 113-127 (1989).
  16. Johnson, D. H., Tschumper, R. C. Human trabecular meshwork organ culture. A new method. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 28 (6), 945-953 (1987).
  17. Snider, E. J., et al. Improving stem cell delivery to the trabecular meshwork using magnetic nanoparticles. Scientific Reports. 8 (1), 12251 (2018).
  18. Llobet, A., Gasull, X., Gual, A. Understanding trabecular meshwork physiology: a key to the control of intraocular pressure. Physiology. 18 (5), 205-209 (2003).
  19. Goel, M., Picciani, R. G., Lee, R. K., Bhattacharya, S. K. Aqueous humor dynamics: A review. The Open Ophthalmology Journal. 4, 52-59 (2010).
  20. Snider, E. J., et al. Development of a porcine organ-culture glaucoma model mimicking trabecular meshwork damage. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 62 (3), 18 (2021).
  21. Ren, H., Wilson, G. Apoptosis in the corneal epithelium. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 37 (6), 1017-1025 (1996).
  22. Komuro, A., Hodge, D. O., Gores, G. J., Bourne, W. M. Cell death during corneal storage at 4°C. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 40 (12), 2827-2832 (1999).
  23. Crespo-Moral, M., García-Posadas, L., López-García, A., Diebold, Y. Histological and immunohistochemical characterization of the porcine ocular surface. PLOS One. 15 (1), e0227732 (2020).
  24. Wilson, S. E., Medeiros, C. S., Santhiago, M. R. Pathophysiology of corneal scarring in persistent epithelial defects after prk and other corneal injuries. Journal of Refractive Surgery. 34 (1), 59-64 (2018).
  25. Auw-Haedrich, C., et al. Immunohistochemical expression of epithelial cell markers in corneas with congenital aniridia and ocular cicatrizing pemphigoid. Acta Ophthalmologica. 89 (1), 47-53 (2011).
  26. Lyngholm, M., et al. Immunohistochemical markers for corneal stem cells in the early developing human eye. Experimental Eye Research. 87 (2), 115-121 (2008).
  27. Bandamwar, K. L., Papas, E. B., Garrett, Q. Fluorescein staining and physiological state of corneal epithelial cells. Contact Lens & Anterior Eye: The Journal of the British Contact Lens Association. 37 (3), 213-223 (2014).
  28. Bandamwar, K. L., Garrett, Q., Papas, E. B. Sodium fluorescein staining of the corneal epithelium: What does it mean at a cellular level. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (14), 6496 (2011).
  29. Sherwood, J. M., Reina-Torres, E., Bertrand, J. A., Rowe, B., Overby, D. R. Measurement of outflow facility using iPerfusion. PLoS One. 11 (3), (2016).
  30. Weichel, E. D., Colyer, M. H., Ludlow, S. E., Bower, K. S., Eiseman, A. S. Combat ocular trauma visual outcomes during operations iraqi and enduring freedom. Ophthalmology. 115 (12), 2235-2245 (2008).
  31. Colyer, M. H., et al. Delayed intraocular foreign body removal without endophthalmitis during Operations Iraqi Freedom and Enduring Freedom. Ophthalmology. 114 (8), 1439-1447 (2007).
  32. Geggel, H. S., Maza, C. E. Anterior stromal puncture with the Nd:YAG laser. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 31 (8), 1555-1559 (1990).
  33. Matthews, A., et al. Indentation and needle insertion properties of the human eye. Eye. 28 (7), 880-887 (2014).
  34. Rau, A., et al. The mechanics of corneal deformation and rupture for penetrating injury in the human eye. Injury. 49 (2), 230-235 (2018).
  35. Agrawal, R., Ho, S. W., Teoh, S. Pre-operative variables affecting final vision outcome with a critical review of ocular trauma classification for posterior open globe (zone III) injury. Indian Journal of Ophthalmology. 61 (10), 541 (2013).
  36. Knyazer, B., et al. Prognostic factors in posterior open globe injuries (zone-III injuries). Clinical & Experimental Ophthalmology. 36 (9), 836-841 (2008).
  37. Tan, J., et al. C3 Transferase-Expressing scAAV2 Transduces Ocular Anterior Segment Tissues and Lowers Intraocular Pressure in Mouse and Monkey. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 17, 143-155 (2020).
  38. Bhattacharya, S. K., Gabelt, B. T., Ruiz, J., Picciani, R., Kaufman, P. L. Cochlin Expression in Anterior Segment Organ Culture Models after TGFβ2 Treatment. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 50 (2), 551-559 (2009).
  39. Zhu, W., Godwin, C. R., Cheng, L., Scheetz, T. E., Kuehn, M. H. Transplantation of iPSC-TM stimulates division of trabecular meshwork cells in human eyes. Scientific Reports. 10 (1), 2905 (2020).
check_url/de/62649?article_type=t

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Boice, E. N., Snider, E. J. Anterior Segment Organ Culture Platform for Tracking Open Globe Injuries and Therapeutic Performance. J. Vis. Exp. (174), e62649, doi:10.3791/62649 (2021).

View Video