Trapianto intra-peritoneale per la generazione di leucemia mieloide acuta nei topi
Summary
Qui, l’iniezione intra-peritoneale delle cellule leucemiche viene utilizzata per stabilire e propagare la leucemia mieloide acuta (LMA) nei topi. Questo nuovo metodo è efficace nel trapianto seriale di cellule LMA e può servire come alternativa per coloro che possono sperimentare difficoltà e incongruenze con l’iniezione endovenosa nei topi.
Abstract
C’è un bisogno insoddisfatto di nuove terapie per trattare la leucemia mieloide acuta (LMA) e la ricaduta associata che coinvolge le cellule staminali persistenti della leucemia (LSC). Un modello sperimentale di roditore AML per testare terapie basate sul trapianto di successo di queste cellule tramite iniezioni retro-orbitali nei topi riceventi è irto di sfide. Lo scopo di questo studio era quello di sviluppare un metodo semplice, affidabile e coerente per generare un robusto modello murino di LMA utilizzando una via intra-peritoneale. Nel presente protocollo, le cellule del midollo osseo sono state trasdotte con un retrovirus che esprime oncoproteina di fusione umana MLL-AF9. È stata testata l’efficienza delle popolazioni di lignaggio negativo (Lin-) e Lin-Sca-1+c-Kit+ (LSK) come LSC donatrici nello sviluppo della LMA primaria ed è stata adottata l’iniezione intraperitoneale come nuovo metodo per generare LMA. Il confronto tra iniezioni intra-peritoneali e retro-orbitali è stato fatto in trapianti seriali per confrontare e contrastare i due metodi. Entrambe le cellule Lin e LSK trasdotte con il virus umano MLL-AF9 si sono innestate bene nel midollo osseo e nella milza dei riceventi, portando a una LMA conclamata. L’iniezione intra-peritoneale di cellule donatrici ha stabilito la LMA nei riceventi dopo il trapianto seriale e l’infiltrazione delle cellule AML è stata rilevata nel sangue, nel midollo osseo, nella milza e nel fegato dei riceventi mediante citometria a flusso, qPCR e analisi istologiche. Pertanto, l’iniezione intraperitoneale è un metodo efficiente di induzione della LMA utilizzando il trapianto seriale di cellule leucemiche del donatore.
Introduction
La leucemia mieloide acuta (LMA) è un tipo di tumore ematologico di diversa eziologia con prognosi infausta1. La generazione di modelli animali AML pone le basi per la comprensione delle sue complesse variazioni e patobiologia nel tentativo di scoprire nuove terapie2. La leucemogenesi nei topi comporta il trapianto di cellule donatrici che esprimono oncoproteine di fusione, comprese le fusioni che coinvolgono il gene della leucemia a linea mista (MLL) per indurre potentemente la LMA, per imitare la malattia nell’uomo3. Varie origini cellulari di cellule donatrici sono state riportate nel trapianto di AML4 associata al gene MLL, con pochissime conoscenze sulle cellule responsabili dell’origine della malattia.
Sono state sviluppate molteplici vie per il trapianto nei topi; piuttosto che un’iniezione intra-femorale, che introduce direttamente cellule donatrici mutanti nel midollo osseo5, un’iniezione endovenosa che utilizza il plesso del seno venoso, la vena caudale e la vena giugulare è stata ampiamente utilizzata per generare modelli murini di LMA 6,7,8,9. Nel caso dell’iniezione retroorbitale (r.o.), vari svantaggi intrinseci, come la limitazione del volume, l’elevata richiesta tecnica, le poche possibilità di ripetuti tentativi o errori e potenziali lesioni oculari, sono stati importanti ostacoli con alternative limitate o non praticabili7. L’iniezione della vena caudale può avere problemi simili oltre alle lesioni locali; Per facilitare la procedura, i topi spesso devono essere riscaldati per dilatare le vene della coda10. È anche difficile individuare la vena caudale senza una fonte di luce aggiuntiva, in particolare nel ceppo C57BL / 6 dei topi. Per l’iniezione della vena giugulare, il personale di ricerca richiede una formazione sufficiente per localizzare la vena e limitare le possibili complicanze. Inoltre, sia le iniezioni di seno venoso che di vena giugulare devono essere eseguite in anestesia, il che aggiunge un altro livello di complessità. Pertanto, si è tentati di esplorare nuove vie per il trapianto per facilitare la creazione di modelli murini AML.
L’iniezione intraperitoneale (i.p.) è comunemente usata per somministrare farmaci, coloranti e anestetici 11,12,13,14,15; È stato anche usato per introdurre cellule ematopoietiche per l’ematopoiesi ectopica16 e per trapiantare cellule staminali mesenchimali derivate dal midollo osseo in vari modelli murini 17,18,19,20,21. Tuttavia, è stato usato raramente per stabilire neoplasie ematopoietiche nei topi, in particolare per studiare la progressione della malattia AML.
Il presente studio descrive la fattibilità dell’iniezione di i.p. nella generazione di modelli murini AML, oltre a confrontare l’efficienza del trapianto di popolazioni di lignaggio negativo (Lin-) e Lin-Sca-1 + c-Kit + (LSK) come cellule donatrici. Questi risultati forniscono un modo semplice ed efficiente per generare modelli sperimentali di LMA e leucemie mieloidi correlate. Tale metodo ha il potenziale per migliorare la nostra comprensione dei meccanismi della malattia e fornire un modello relativamente facile per testare terapie sperimentali.
Protocol
Representative Results
Discussion
Questi studi sopra descritti forniscono prove a sostegno del fatto che il trapianto di cellule Lin– è paragonabile alle cellule LSK nella generazione di LMA murina 1°. Inoltre, i dati attuali mostrano anche che l’iniezione i.p. è un metodo efficiente e conveniente per stabilire la LMA murina rispetto all’iniezione endovenosa (o r.o.).
Oltre alle cellule LSK, altre popolazioni come il progenitore granulocitario-monocitario (GMP), il progenitore linfoide comune (CLP) e il progenito…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Gli autori ringraziano la Flow Cytometry Core Facility dell’Huck Institute e la Histopathology Core Facility dell’Animal Diagnostic Laboratory, Dipartimento di Scienze Veterinarie e Biomediche, The Pennsylvania State University, per aver fornito un supporto tecnico tempestivo. Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni dell’American Institute for Cancer Research (KSP), Penn State College of Agricultural Sciences, Penn State Cancer Institute, USDA-NIFA project 4771, numero di adesione 00000005 a K.S.P. e R.F.P.
Materials
| a-Select competent cells | Bioline | BIO-85027 | |
| Ammonium chloride (NH4Cl) | Sigma Aldrich | Cat# A-9434 | |
| Ampicillin | Sigma Aldrich | Cat# A0797 | |
| Bovine Serum Albumin (BSA), Fraction V—Low-Endotoxin Grade | Gemini bio-products | Cat# 700-102P | |
| Ciprofloxacin HCl | GoldBio.com | Cat# C-861-100 | |
| DMEM, high glucose, no glutamine | Gibco | Cat# 11960-044 | |
| Dulbecco’s Phosphate-Buffered Saline (PBS) | Corning | Cat# 21-031-CV | |
| EDTA, Disodium Salt (EDTA-2Na), Dihydrate, Molecular Biology Grade | Calbiochem | Cat# 324503 | |
| Fetal Bovine Serum – Premium Select | Atlanta Biologicals | Cat# S11550 | |
| Holo-transferrin, bovine | Sigma Aldrich | Cat# T1283 | |
| Insulin solution human | Sigma | Cat# I-9278 | |
| Iscove's Modified Dulbecco's Medium (IMDM) | Gibco | Cat# 12440-053 | |
| L-glutamine 200 mM (100×) solution | HyClone, Gelifesciences | Cat# SH30034.01 | |
| LB broth, Lennox | NEOGEN | Cat #: 7290A | |
| LB Broth with agar (Miller) | Sigma Aldrich | Cat# L-3147 | |
| Mouse anti-mouse CD45.1 (FITC) | Miltenyi Biotec | Cat# 130-124-211 | |
| Mouse Interleukin-3 (IL-3) | Gemini bio-products | Cat# 300-324P | |
| Mouse Interleukin-6 (IL-6) | Gemini bio-products | Cat# 300-327P | |
| Mouse Stem Cell Factor (SCF) | Gemini bio-products | Cat# 300-348P | |
| Penicillin-Streptomycin Solution, 100x | Corning | Cat# 30-002-CI | |
| Phenix-Eco (pECO) cells | ATCC | CRL-3214 | |
| Potassium Bicarbonate (KHCO3), Granular | JT. Baker | Cat# 2940-01 | |
| Rat anti-mouse CD117 (c-kit) (APC) | BioLegend | Cat # 105812 | |
| Rat anti-mouse Ly-6A/E (Sca-1) (PE-Cy7) | BD Pharmingen | Cat# 558162 | |
| Recombinant Murine Flt3-Ligand | Pepro Tech, INC. | Cat# 250-31L | |
| RetroNectin Recombinant Human Fibronectin Fragment | TaKaRa | Cat# T100A | |
| TransIT-293 Reagent | MirusBio | Cat# MIR 2705 | |
| TRI Reagent | Sigma Aldrich | Cat# T9424 | |
| Trypan Blue Solution, 0.4% | Gibco | Cat # 15250061 | |
| Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red | Gibco | Cat# 25200-056 | |
| β-Mercaptoethanol (BME) | Sigma Aldrich | Cat# M3148 | |
| Commercial Assays | |||
| EasySep Mouse Hematopoietic Progenitor Cell Isolation Kit | StemCell technologies | Cat# 19856A | |
| High-Capacity cDNA Reverse Transcription Kit | Thermo Fisher | Cat# 4368813 | |
| PerfeCTa qPCR SuperMix | Quanta Bio | Cat# 95051-500 | |
| Plasmid Maxi Kit (25) | Qiagen | Cat#:12163 | |
| Animals | |||
| Ai14TdTomato mice | Jackson Laboratory | Strain # 007914 | |
| CD45.1 C57BL6/J mice | Jackson Laboratory | Strain # 002014 | |
| CD45.2 C57BL6/J mice | Jackson Laboratory | Strain # 000664 | |
| Instruments and Softwares | |||
| Adobe illustrator | Version 25.2.3 | ||
| BD accuri C6 flow cytometer | BD Biosciences | ||
| FlowJo 10.8.0 | BD | ||
| GeneSys software program | Version 1.5.7.0 | ||
| GraphPad Prism version 6 | GraphPad | ||
| Hemavet 950FS | Drew Scientific | ||
| 7300 Real time PCR system | Applied Biosystems | ||
| Syngene G:BOX Chemi XR5 Chemiluminescence Fluorescence Imaging | G:Box Chemi |
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