Een konijnen aortaklepstenosemodel geïnduceerd door direct ballonletsel
Summary
Een geschikt diermodel is nodig om de pathologische mechanismen die ten grondslag liggen aan aortaklepstenose (AVS) te begrijpen en om de werkzaamheid van therapeutische interventies te evalueren. Dit protocol beschrijft een nieuwe procedure voor de ontwikkeling van het AVS-konijnenmodel via een directe ballonverwonding in vivo.
Abstract
Diermodellen zijn in opkomst als een belangrijk hulpmiddel om de pathologische mechanismen te begrijpen die ten grondslag liggen aan aortaklepstenose (AVS) vanwege het gebrek aan toegang tot betrouwbare bronnen van zieke menselijke aortakleppen. Van de verschillende diermodellen zijn AVS-konijnenmodellen een van de meest gebruikte in grote dierstudies. Traditionele AVS-konijnenmodellen vereisen echter een langdurige periode van voedingssuppletie en genetische manipulatie om significante stenose in de aortaklep te induceren, waardoor het gebruik ervan in experimentele studies wordt beperkt. Om deze beperkingen aan te pakken, wordt een nieuw AVS-konijnenmodel voorgesteld, waarbij stenose wordt geïnduceerd door een directe ballonverwonding aan de aortaklep. Dit protocol beschrijft een succesvolle techniek voor het induceren van AVS bij Nieuw-Zeelandse witte (NZW) konijnen, met stapsgewijze procedures voor de voorbereiding, de chirurgische ingreep en de postoperatieve zorg. Dit eenvoudige en reproduceerbare model biedt een veelbelovende benadering voor het bestuderen van de initiatie en progressie van AVS en biedt een waardevol hulpmiddel voor het onderzoeken van de onderliggende pathologische mechanismen van de ziekte.
Introduction
Het wordt steeds meer erkend dat het gebruik van geschikte diermodellen kan bijdragen aan een beter begrip van de pathologische mechanismen die ten grondslag liggen aan aortaklepstenose (AVS) vanwege het gebrek aan toegang tot betrouwbare bronnen van zieke menselijke aortakleppen die verband houden met de progressie van aortastenose (AS). Van de verschillende diermodellen voor het bestuderen van AVS zijn konijnen een van de meest gebruikte AVS-modellen voor grote dieren, en het AVS-konijnenmodel wordt geïnduceerd door cholesterol/vitamine D2-suppletie of genetische manipulatie 1,2,3,4.
Hoewel AVS-modellen bij konijnen veel inzicht hebben gegeven in de ontwikkeling en progressie van AVS, blijft het nog steeds een uitdaging om AVS consistent en reproduceerbaar te induceren, zoals te zien is in onze voorlopige experimenten.
Naast door voeding geïnduceerde en genetisch gevoelige diermodellen, is een nieuw model van AVS vastgesteld door direct mechanisch letsel bij muizen 5,6. Het mechanische verwondingsmodel induceert met succes aortastenose en vertegenwoordigt een eenvoudig en reproduceerbaar AVS-model bij wildtype muizen. Voor zover wij weten, zijn er geen eerdere studies geweest die de effecten van een mechanisch letsel op de aortaklep in konijnenmodellen onderzochten. Deze studie biedt dus een nieuwe procedure voor het induceren van AVS bij mannelijke witte konijnen in Nieuw-Zeeland door middel van een directe ballonverwonding aan de aortaklep, die de toestand van klepvormige aortastenose nauwkeurig kan nabootsen. Dit protocol bevat stapsgewijze beschrijvingen van de voorbereiding, de chirurgische ingreep en de postoperatieve zorg, die nuttig zijn voor het induceren van reproduceerbare AVS-konijnenmodellen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dierlijke AVS-modellen worden vaak gebruikt om de pathologische aspecten van AVS te bestuderen, inclusief de initiatie en progressie van AVS. Dit protocol introduceert een nieuw AVS-model voor konijnen dat wordt geïnduceerd door een directe ballonverwonding aan de aortaklep. In deze studie vertoonde het aortaklepletselmodel een significante verdikking en verkalking van de blaadjes. Vergeleken met het milde AVS-model geïnduceerd door voedingssupplementen, was de aortaklep in het model met directe ballonbeschadiging sele…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd ondersteund door een subsidie van de National Research Foundation of Korea (NRF), gefinancierd door de Koreaanse regering (MSIT) (nr. 2020R1A4A3079570), het ministerie van Onderwijs (nr. 2021R1I1A1A01051425) en het Industrial Strategic Technology Development Program (nr. 20014873), gefinancierd door het ministerie van Handel, Industrie en Energie, Republiek Korea.
Materials
| 3-0 Silk suture | AILEE | SK312 | |
| 4% paraformaldehyde(PFA) | Intron | IBS-BP031-2 | |
| Alizarin red Solution | Millpore | TMS-008-C | |
| ASAHI SION BLUE | ASAHI | Guide wire | |
| Back Table Cover | Yuhan kimberly | 80101-30 | |
| Balloon In-deflation Device | Demax Medical | DID30s | |
| Bionet Veterinary monitor | BIONET | BM3 VET | |
| C-Arm | SIEMENS Healthcare GmbH | Cios alpha | |
| Certified Rabbit Diet | Purina | 5322 | 4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, & 1% Molasse |
| Curadle Smart Incubator | Autoelex | CS-CV206 | Intensive Care Unit (ICU) |
| Ergocalciferol | Sigma-aldrich | E5750 | Vitamin D2 |
| Fechtner conjunctiva forceps titanium | WORLD PRECISSION Instrument | WP1820 | |
| Forceps | HEBU | HB203 | |
| Gentamicin | Shin Poong | ||
| Glycopyrrolate | SamChunDang | ||
| Greenflex NS | DAI HAN PHARM | Normal saline 500 mL | |
| Hematoxylin solution | Sigma-aldrich | HT1079-1 SET | |
| Heparin | JW pharmaceutical | 25,000 U | |
| Infusion set for single use | SWOON MEDICAL | ||
| Iodine | Green pharmaceutical | ||
| Iodixanol | GE Healthcare | Visipaque | Inflation solution (contrast agent) |
| IV catheter 22 G | BD | 382423 | |
| IV catheter 24 G | BD | 382412 | |
| Ketoprofen | SamChunDang | ||
| Luer-Lok syringe 10 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Luer-Lok syringe 3 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Microscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| Microtome | ThermoFisher Scientific | HM 325 | |
| MT stain kit | Sigma-aldrich | HT15-1kt | |
| Needel holder | Solco | 009-1304 | |
| Needle Holder with Lock and Suture | JEUNGDO BIO & PLANT | H-1222-18 | |
| Paraffin | LK LABKOREA | H06-660-107 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| Potassium chloride 40 | Daihan Pharm | KCl | |
| Prelude Ideal Hydrophilic Sheath | MERIT MEDICAL | PID4F11018SS | Sheath 4F |
| PTA Balloon Dilatation catheter | Boston Scientific | H749-3903280208-0 | Balloon catheter 8.0 mm |
| Rompun | Elanco | Xylaxine | |
| sterile Gauze | DAE HAN Medical | 10 cm x 20 cm | |
| Surgical Gloves | Ansell | Ansell | |
| Surgical Gown | Yuhan kimberly | 90002-02 | |
| Surgical Scissors | Nopa, Germany | AC020/16 | |
| Surgical Tape | 3M micopore | 1530-1 | |
| Syringe 1 mL | Shin Chang Medical | ||
| Syringe 10 mL | Shin Chang Medical | ||
| Tissue cassette | Scilav korea | Cas3003 | |
| Transducer gel | SUNGHEUNG | SH102 | |
| Tridol | Yuhan Corp. | Tramadol HCl | |
| Ultrasound system | Philps | Affiniti 50 | |
| Von Kossa stain kit | Abcam | ab105689 | |
| Zoletil 50 | Virbac korea | Tiletamine & zolazepam |
Referenzen
- Aliev, G., Burnstock, G. Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis. Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).
- Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study. Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).
- Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium. Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).
- Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).
- Honda, S., et al. A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).
- Niepmann, S. T., et al. Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype. Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).
- Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease. Journal of Visualized Experiments. (93), e52172 (2014).
- Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).
- Jung, S. H., et al. Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts. Nature Communications. 13 (1), 4580 (2022).
- Freeman, R. V., Otto, C. M. Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies. Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).
- Lindman, B. R., et al. Calcific aortic stenosis. Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006 (2016).
- Cuniberti, L. A., et al. Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).
- Marechaux, S., et al. Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis. Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).
- Hara, T., et al. Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits. Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).
