Summary

Allevamento di Axenic Delia antiqua con diete sterili semifermentate

Published: December 22, 2023
doi:

Summary

Viene descritta una semplice procedura per l’allevamento di Delia antiqua axenica con diete sterili semifermentate. Solo un ceppo di Wolbachia è stato rilevato in ogni stadio di D. antiqua axenico utilizzando la PCR.

Abstract

Gli insetti axenici sono ottenuti da sistemi di allevamento artificiale sterili che utilizzano terreni sterili. Questi insetti, caratterizzati da piccole dimensioni, breve ciclo di crescita e basso fabbisogno alimentare, sono ideali per studiare la relazione tra microrganismi e ospiti. Il microbiota intestinale influenza in modo significativo le caratteristiche fisiologiche degli insetti ospiti e l’introduzione di ceppi specifici negli insetti axenici fornisce un metodo per verificare le funzioni microbiche intestinali. La Delia antiqua, un parassita minaccioso dell’ordine dei Ditteri, della famiglia Anthomyiidae e del genere Delia, si nutre principalmente di cipolle, aglio, porri e altri ortaggi della famiglia delle Liliaceae. Le sue larve si nutrono dei bulbi, causando marciume, appassimento e persino la morte di intere piante. Allevando larve axeniche, è possibile condurre studi di follow-up per osservare gli effetti della microflora intestinale sulla crescita e sullo sviluppo di D. antiqua. A differenza del metodo che prevede l’eliminazione antibiotica dei microbi associati, questo articolo presenta un approccio a basso costo e ad alta efficienza per l’allevamento di D. antiqua axenico. Dopo la sterilizzazione superficiale delle uova di D. antiqua , sono state utilizzate diete sterili semifermentate per allevare le larve e lo stato axenico di D. antiqua è stato verificato attraverso saggi dipendenti dalla coltura e indipendenti dalla coltura. In conclusione, la combinazione della sterilizzazione delle uova di insetti e la preparazione di diete sterili per la coltura larvale ha permesso lo sviluppo di un metodo efficiente e semplice per ottenere D. antiqua axenico. Questo metodo fornisce un potente approccio allo studio delle interazioni tra insetti e microflora.

Introduction

Gli animali axenici, definiti come animali in cui non è possibile rilevare microrganismi o parassiti vitali, sono validi modelli sperimentali per lo studio delle interazioni ospite-microrganismo 1,2. Gli insetti, il gruppo più numeroso di invertebrati, possono formare relazioni simbiotiche con i microrganismi3. Gli insetti axenici possono essere utilizzati per studiare le interazioni ospite-simbionte in sistemi simbiotici4. Ad esempio, Nishide et al.5 hanno stabilito una pratica procedura di allevamento sterile per il verme maleodorante Plautia stali, consentendo un’analisi affidabile e rigorosa delle interazioni ospite-simbionte in sistemi simbiotici modello. Gli insetti axenici possono essere prodotti sterilizzando lo stadio di uovo e fornendo cibo sterile alle larve e agli adulti 6,7. Gli insetti axenici sono di grande importanza e sono ampiamente utilizzati nella ricerca biologica. Ad esempio, uno studio condotto da Somerville et al.8 ha dimostrato che le falene diamondback inoculate con cloache di Enterobacter hanno migliorato l’adattabilità dei maschi transgenici.

La Delia antiqua Meigen è un parassita economicamente importante per le cipolle e altre colture di Liliaceae in tutto il mondo, con le sue larve che danneggiano i bulbi delle cipolle e di altre colture di Liliaceae9. D. antiqua si trova principalmente nei climi temperati ed è diffusa nelle aree di coltivazione delle cipolle delle Americhe, dell’Europa e dell’Asia. Se non adeguatamente controllata, può causare perdite di raccolto nelle cipolle (Allium cepa L.), nell’aglio (Allium sativum L.), nello scalogno (Allium fistulosum L.) e nei porri (Alliumchoenoprasum L.) che vanno dal 50% al 100%10,11. Le larve si nutrono delle parti sotterranee delle piante e questa alimentazione fa appassire le piantine e alla fine morire. Inoltre, le piante danneggiate possono consentire l’ingresso di agenti patogeni, portando alla decomposizione del bulbo12. Anche se le piante non vengono completamente consumate dalle larve, i danni che provocano rendono le piante di cipolla non commerciabili e si traducono in perdite economiche.

Gli insetti sono strettamente associati al microbiota intestinale e la maggior parte delle viscere degli insetti contiene una varietà di batteri simbionti che prosperano grazie ai nutrienti forniti dall’ospite13,14. Jing et al.15 hanno dimostrato che la funzione primaria della comunità simbiotica intestinale è quella di fornire nutrienti essenziali, seguiti da funzioni legate alla digestione e alla disintossicazione. In alcuni casi, i batteri intestinali possono fungere da risorsa microbica per scopi di gestione dei parassiti. Di conseguenza, è auspicabile studiare le prestazioni dei singoli batteri intestinali e le funzioni specifiche all’interno del corpo di D. antiqua. Pertanto, la preparazione di larve axeniche è particolarmente importante per studiare le interazioni tra specifici ceppi batterici e insetti16. Attualmente, un metodo comunemente usato per eliminare i batteri intestinali degli insetti è l’uso di una combinazione di antibiotici per sradicare i microbi associati 17,18,19. A differenza dell’uso dei soli antibiotici, che possono solo ridurre il numero di microbi, l’allevamento axenico degli insetti consente di controllare la composizione e la quantità di microrganismi, consentendo una convalida più accurata della funzionalità del microbiota intestinale.

Pertanto, questo articolo introduce un protocollo per la preparazione e l’allevamento di D. antiqua axenico. Il cibo larvale Axenic è ottenuto utilizzando la sterilizzazione ad alta temperatura di diete naturali combinate con alimenti semifermentati. Le uova vengono sterilizzate seguendo un protocollo sperimentale per ottenere le uova axeniche e, infine, le larve axeniche vengono coltivate dalle uova axeniche. Il sistema di allevamento axenico è stato effettuato per una sola generazione per l’esperimento. Ciò fornirà comodità per studiare l’interazione tra insetti e microbiota intestinale.

Protocol

D. antiqua sono ottenuti dal campo di Fanzhen, Taian. 1. Preparazione di diete sterili Staccare gli strati esterni dello scalogno e scartare le foglie verdi. Conservare la parte bianca dello scalogno (Figura 1A) e lavarli con acqua sterile, ripetendo il processo di risciacquo tre volte. Tagliare la parte bianca dello scalogno a pezzetti di 1-2 cm con le forbici (vedi Tabella dei materiali) sterilizzati con una s…

Representative Results

Le fasi di vita di D. antiqua sono illustrate nella Figura 4. Il ciclo vitale completo comprende uova, larve, pupe (Figura 4C) e adulti (Figura 4D). Sono coltivati in provette da centrifuga sterili e il loro aspetto e il loro tasso di sopravvivenza sono indistinguibili da D. antiqua allevati in condizioni non axeniche. I tempi di crescita e sviluppo per ogni stadio di D. antiqua sono riportati nella <stron…

Discussion

Gli insetti possiedono un microbiota intestinale altamente complesso 20,21, che richiede l’uso di insetti axenici inoculati con ceppi microbici intestinali specifici per studiare le interazioni insetto-microrganismo. La preparazione di insetti axenici è fondamentale per tali attività di ricerca. Il trattamento antibiotico è un metodo utilizzato per eliminare il microbiota intestinale. Ad esempio, Jung e Kim22 hanno nutrito Spodopter…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (32272530), dal progetto New Twenty Policies for University in Jinan (2021GXRC040), dai principali progetti di innovazione scientifica e tecnologica nella provincia di Shandong (2021TZXD002) e dal progetto di integrazione scientifica e didattica della Qilu University of Technology (2022PYI009, 2022PY016, 2022PT105).

Materials

0.22 μM filter bottle Thermo Scientific 450-0045
0.22 μM Syringe Filter Biosharp BS-QT-011
100-mesh sieve Zhejiang Shangyu Jinding Standard Sieve Factory No Catalog numbers
1x PBS solution Solarbio P1020
2x Taq PCR Master Mix GENVIEW GR1113-1ML
5.2% NaClO solution Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd. 80010428
500 mL Conical flask Thermo Scientific 4103-0500
50 mL vented centrifuge tube JET BIOFIL BRT-011-050
50x TAE buffer GENVIEW GT1307
Agar powder Ding Guo DH010-1.1
Biochemical incubator STIK 21040121500010
Cell sieve SAINING 5022200
Choline chloride Sangon Biotech A600299-0100
ddH2O Ding Guo PER018-2
Disposable grinding pestle JET BIOFIL CSP-003-002
DNA extraction kit Sangon Biotech B518221-0050
DNA Marker Sangon Biotech B600335-0250
Ethanol absolute Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd. 10009218
Filter paper NEWSTAR 1087309025
Food processor Guangdong Midea Life Electric Appliance Manufacturing Co., Ltd. WBL25B26
Illuminated  incubator Shanghai ESTABLISH Instrumentation Co., Ltd. A16110768
L-Ascorbic acid Sangon Biotech A610021-0100
L-shaped spreader SAINING 6040000
Nutrient agar medium Hope Bio HB0109
Scissors Bing Yu  BY-103 Purchase on Jingdong
Shock incubator Shanghai Zhichu Instrument Co., Ltd. 2020000014
Sucrose GENVIEW CS326-500G
Super Green nucleic acid dye Biosharp BS355A
Super-clean table Heal Force AC130052
TSB Hope Bio HB4114
Vacuum pump Zhejiang Taizhou Seeking Precision Vacuum Pump Co., Ltd. 22051031
Yeast extract Thermo Scientific LP0021B

Referenzen

  1. Al-Asmakh, M., Zadjali, F. Use of germ-free animal models in microbiota-related research. Journal of Microbiology and Biotechnology. 25 (10), 1583-1588 (2015).
  2. Bhattarai, Y., Kashyap, P. C. Germ-free mice model for studying host-microbial interactions. Methods in Molecular Biology. 1438, 123-135 (2016).
  3. Douglas, A. E. Multiorganismal insects: diversity and function of resident microorganisms. Annual Review of Entomology. 60 (1), 17-34 (2015).
  4. Wang, G. -. H., Brucker, R. M. An optimized method for Nasonia germ-free rearing. Scientific Reports. 12 (1), 219 (2022).
  5. Nishide, Y., et al. Aseptic rearing procedure for the stinkbug Plautia stali (Hemiptera: Pentatomidae) by sterilizing food-derived bacterial contaminants. Applied Entomology and Zoology. 52 (3), 407-415 (2017).
  6. Ma, M., Liu, P., Yu, J., Han, R., Xu, L. Preparing and rearing axenic insects with tissue cultured seedlings for host-gut microbiota interaction studies of the leaf beetle. Journal of Visualized Experiments. 176, e63195 (2021).
  7. Zhu, Z., Wang, D., Liu, Y., Tang, T., Wang, G. H. Optimizing the rearing procedure of germ-free wasps. Journal of Visualized Experiments. 197, e65292 (2023).
  8. Somerville, J., Zhou, L. Q., Raymond, B. Aseptic rearing and infection with gut bacteria improve the fitness of transgenic diamondback moth, Plutella xylostella. Insects. 10 (4), 89 (2019).
  9. Shuoying, N., Jiufeng, W., Jinian, F., Hugo, R. Predicting the current potential and future world wide distribution of the onion maggot, Delia antiqua using maximum entropy ecological niche modeling. PLoS ONE. 12 (2), e0171190 (2017).
  10. Ellis, P. R., Eckenrode, C. J. Factors influencing resistance in Allium sp. to onion maggot. Bulletin of the Entomological Society of America. 25 (2), 151-154 (1979).
  11. Nault, B. A., Straub, R. W., Taylor, A. G. Performance of novel insecticide seed treatments for managing onion maggot (Diptera : Anthomyiidae) in onion fields. Crop Protection. 25 (1), 58-65 (2006).
  12. Leach, A., Reiners, S., Fuchs, M., Nault, B. Evaluating integrated pest management tactics for onion thrips and pathogens they transmit to onion. Agriculture Ecosystems & Environment. 250, 89-101 (2017).
  13. Zhou, F., et al. Bacterial Inhibition on Beauveria bassiana Contributes to Microbiota Stability in Delia antiqua. Frontiers in Microbiology. 12, 710800 (2021).
  14. Zhou, F., et al. Symbiotic bacterium-derived organic acids protect delia antiqua larvae from entomopathogenic fungal infection. mSystems. 5 (6), 00778-00820 (2020).
  15. Jing, T. Z., Qi, F. H., Wang, Z. Y. Most dominant roles of insect gut bacteria: digestion, detoxification, or essential nutrient provision. Microbiome. 8 (1), 38 (2020).
  16. Kietz, C., Pollari, V., Meinander, A. Generating germ-free drosophila to study gut-microbe interactions: protocol to rear Drosophila under axenic conditions. Current Protocols in Toxicology. 77 (1), e52 (2018).
  17. Schretter, C. E., et al. A gut microbial factor modulates locomotor behaviour in Drosophila. Nature. 563 (7731), 402 (2018).
  18. Brummel, T., Ching, A., Seroude, L., Simon, A. F., Benzer, S. Drosophila lifespan enhancement by exogenous bacteria. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (35), 12974-12979 (2004).
  19. Romoli, O., Schonbeck, J. C., Hapfelmeier, S., Gendrin, M. Production of germ-free mosquitoes via transient colonisation allows stage-specific investigation of host-microbiota interactions. Nature Communications. 12 (1), 942 (2021).
  20. Ma, M., et al. Metabolic and immunological effects of gut microbiota in leaf beetles at the local and systemic levels. Integrative Zoology. 16 (3), 313-323 (2021).
  21. Zhang, W., et al. Differences between microbial communities of pinus species having differing level of resistance to the pine wood nematode. Microbial Ecology. 84 (4), 1245-1255 (2022).
  22. Jung, S., Kim, Y. Synergistic effect of Xenorhabdus nematophila K1 and Bacillus thuringiensis subsp aizawai against Spodoptera exigua (Lepidoptera : Noctuidae). Biological Control. 39 (2), 201-209 (2006).
  23. Raymond, B., et al. A mid-gut microbiota is not required for the pathogenicity of Bacillus thuringiensis to diamondback moth larvae. Environmental Microbiology. 11 (10), 2556-2563 (2009).
  24. Weersma, R. K., Zhernakova, A., Fu, J. Y. Interaction between drugs and the gut microbiome. Gut. 69 (8), 1510-1519 (2020).
  25. Llop, P., Latorre, A., Moya, A. Experimental epidemiology of antibiotic resistance: looking for an appropriate animal model system. Microbiology Spectrum. 6 (1), (2018).
  26. Doll, J. P., Trexler, P. C., Reynolds, L. I., Bernard, G. R. The use of peracetic acid to obtain germfree invertebrate eggs for gnotobiotic studies. American Midland Naturalist. 6 (1), 239 (1963).
  27. Dillon, R., Charnley, K. Mutualism between the desert locust Schistocerca gregaria and its gut microbiota. Research in Microbiology. 153 (8), 503-509 (2002).
  28. Tegtmeier, D., Thompson, C. L., Schauer, C., Brune, A. Oxygen affects gut bacterial colonization and metabolic activities in a gnotobiotic cockroach model. Applied and Environmental Microbiology. 82 (4), 1080-1089 (2016).
  29. Muhammad, A., Habineza, P., Hou, Y. M., Shi, Z. H. Preparation of red palm weevil Rhynchophorus Ferrugineus (Olivier) (Coleoptera: Dryophthoridae) germ-free larvae for host-gut microbes interaction studies. Bio-Protocol. 9 (24), e3456 (2019).
  30. Bavani, M. M., et al. Sterilization of Lucilia sericata (Diptera: Calliphoridae) Eggs for maggot debridement therapy. Journal of Medical Entomology. 59 (3), 1076-1080 (2022).
  31. Han, L. Z., Li, S. B., Liu, P. L., Peng, Y. F., Hou, M. L. New artificial diet for continuous rearing of Chilo suppressalis (Lepidoptera: Crambidae). Annals of the Entomological Society of America. 105 (2), 253-258 (2012).
  32. Bezerra, C. E. S., Amaral, B. B., Souza, B. Rearing Chrysoperla externa larvae on artificial diets. Neotropical Entomology. 46 (1), 93-99 (2017).
  33. Feng, H. Q., Jin, Y. L., Li, G. P., Feng, H. Y. Establishment of an artificial diet for successive rearing of Apolygus lucorum (Hemiptera: Miridae). Journal of Economic Entomology. 105 (6), 1921-1928 (2012).
  34. Hassan, B., Siddiqui, J. A., Xu, Y. J. Vertically transmitted gut bacteria and nutrition influence the immunity and fitness of Bactrocera dorsalis larvae. Frontiers in Microbiology. 11, 596352 (2020).
  35. Li, X. Y., et al. Dynamics of the intestinal bacterial community in black soldier fly larval guts and its influence on insect growth and development. Insect Science. 30 (4), 947-963 (2023).
  36. Moran, N. A., McCutcheon, J. P., Nakabachi, A. Genomics and Evolution of heritable bacterial symbionts. Annual Review of Genetics. 42, 165-190 (2008).
  37. Weinert, L. A., Araujo-Jnr, E. V., Ahmed, M. Z., Welch, J. J. The incidence of bacterial endosymbionts in terrestrial arthropods. Proceedings of the Royal Society B-Biological Sciences. 282 (1807), 20150249 (2015).
  38. Weeks, A. R., Turelli, M., Harcombe, W. R., Reynolds, K. T., Hoffmann, A. A. From parasite to mutualist: Rapid evolution of Wolbachia in natural populations of Drosophila. PLOS Biology. 5 (5), 997-1005 (2007).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Cao, X., Liang, Q., Li, M., Wu, X., Fan, S., Zhang, X., Zhou, F., Zhao, Z. Rearing Axenic Delia antiqua with Half-Fermented Sterile Diets. J. Vis. Exp. (202), e66259, doi:10.3791/66259 (2023).

View Video