Summary

線虫ニューロンの細胞内輸送を分析するための固定化

Published: October 18, 2017
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Summary

線虫(C. elegans) は、軸索および細胞内輸送を勉強する良いモデルです。ここでは、生体内での記録と線虫における軸索と鞭毛内輸送の解析のためのプロトコルを述べよ

Abstract

軸索輸送および鞭毛内輸送 (IFT) 軸索と繊毛の形態形成と機能に不可欠です。キネシン スーパーファミリー蛋白質ダイニンは、それぞれ前向性および逆行の輸送を調節する分子モーター。これらのモーターは、レールとして微小管ネットワークを使用します。線虫(C. elegans) は軸索輸送および生体内でIFT を勉強する強力なモデル生物です。ここでは、私は生活の軸索輸送および IFT を観察するためのプロトコルを記述する線虫。輸送貨物は、緑色蛍光タンパク質 (GFP) などの蛍光タンパク質を用いた貨物蛋白質に付けることで視覚化できます。線虫は透過的であり、貨物の GFP 付けられた蛋白質は細胞特異的発現プロモーターの下で特定のセルで表現できます。生きているワームは、殺害やワームを麻酔なし 10% の agarose のゲルにビーズで固定できます。貨物動きこれらの条件下で軸索と生活の繊毛で直接観測することができます郭清なしの線虫。このメソッドは、ターゲット蛋白質を変更することによりセルやセルで表現する貨物分子の観察に適用できます。最も基本的なタンパク質分子モーターなどと軸索輸送および IFT に関与しているアダプター蛋白質c. の elegansで保存されます。他のモデル生物と比較して、突然変異体を入手し、簡単にc. の elegansの維持します。このメソッドを組み合わせて様々 な線虫変異体は、軸索輸送と IFT の分子機構を明確化できます。

Introduction

生細胞イメージング、細胞内輸送を分析するために不可欠なツールです。神経細胞生物学の生きているセルイメージ投射軸索輸送の解析は神経機能と形態1を理解することに不可欠です。いくつかの神経変性疾患2軸索輸送の欠陥の根底にあります。ダイニンとキネシン スーパーファミリー蛋白質を運ぶと、逆行性軸索輸送 anterogradely をそれぞれ1,2

繊毛は、別の細胞内コンパートメントに微小管ネットワークと人身売買の機械が高度3です。蛋白質の統合の機械装置が、繊毛のヒントに毛様体タンパク質を細胞質から運ばれなければならないことを意味する、繊毛でローカライズされていません。繊毛固有キネシンとダイニン、キネシン 2 と細胞質ダイニン-2、呼ばれるそれぞれ、繊毛の4鞭毛内輸送 (IFT)5と呼ばれる現象を利用した部品を輸送します。IFT の減損を引き起こす ciliopathies6と呼ばれる疾患のスペクトル。したがって、ライブセル イメージングによる IFT 機構の解析は、毛様体の形成と病態の基礎的メカニズムを理解する必要です。

線虫(C. elegans) は、軸索輸送および IFT7,8,9を勉強する良いモデルです。IFT を観察、クラミドモナスをモデル生物5,6として広く使用されています。クラミドモナスは単細胞生物、老化、神経機能の動作と IFT の関係の分析が困難でしょう。また、CRISPR/Cas9 など本質的な遺伝学的手法クラミドモナスに適用されていません。高等のモデル生物、ショウジョウバエ、マウスなどでしばしば軸索輸送と IFT の混乱が原因で致死の表現型の形態形成と、動物10の恒常性に欠かせない軸索輸送や IFT 11。マウスの場合、細胞培養とトランスフェクションが軸索輸送と多くのスキルや豊富な時間12,13を必要とする IFT を観察する一般的に必要です。さらに、多くの重要な生理学的なコンテキストは、培養細胞、細胞株の損失が発生します。軸索輸送や IFT線虫変異体が破壊され神経システムがワームの生存のために必須ではないので、ない致命的な7,9,14。軸索輸送および IFT 直接観測できる生体内で郭清なし線虫は透明なそれゆえに簡単に GFP 付けられたマーカーを観察するため。

麻酔16、またはビーズ17マイクロ流体デバイス15アガロースのパッドを使用するなど、線虫を動けなくいくつかのプロトコルがあります。麻酔の包含はニューロン15で人身売買イベントを禁じるかもしれない。マイクロ流体デバイスによる明確な欠点は、マイクロ流体デバイスの準備は、常に容易ではないです。代わりに、アガロース パッド、マイクロ ビーズへの固定化はc. の elegansのタイムラプス イメージングを実行する簡単な方法です。ここでは、私はc. の elegansを固定し、軸索輸送および IFT体内で可視化するこの基本的なプロトコルを記述する線虫。他の方法と比べて、ここで説明する方法は特別な装置を必要としないが安く、簡単に実行します。

Protocol

1 です。 サンプル準備 生成トランスジェニック c. の elegans 遺伝子導入方法論 18 を使用して興味のひずみ。また、線虫 の遺伝学センター (CGC) から適切な株を取得します。シナプス小胞前駆体の軸索輸送を視覚化する形質転換線 wyIs251 を使用して、[Pmig-13::gfp::rab-3] 7。IFT を観察するには、形質転換線 mnIs17 [osm 6:…

Representative Results

DA9 ニューロンの軸索輸送前向性および GFP::RAB 3 の逆行性軸索輸送wyIs251線を使用することができます同時に DA9 運動ニューロンに記録されます。前向性および近位背 DA9 ニューロン軸索における逆行性輸送の平均速度は約 1.8 2.6 μ m/秒、それぞれ22。移動小胞の数は 0.03 と s あたりの軸索の μ m あたり 0.018 についてです。したが?…

Discussion

既存のメソッドに関して制限
ここで説明する方法は、軸索輸送や IFT など高速のイベントを観察に最適です。したがって、固定より長い潜伏よりも優先度は。我々 は重要な摂動なし、少なくとも 20 分間人身売買イベントを観察することができるされている、このメソッド適さない場合があります常に軸索伸長と細胞遊走などの長い観測を必要とする低速の出来事を観察します…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者は、彼女の役に立つ議論のため杉本亜砂子博士 (東北大学) を深く感謝します。wyIs251は、博士カン沈 (スタンフォード大学) からの寛大な贈り物だった。mnIs17は、CGC、研究インフラ プログラム (P40 OD010440) の NIH のオフィスによって資金が供給されるによって提供されました。この作品は、日本学術振興会科研費補助金 #17 H 05010 #16 H 06536 と第一三共の財団、脳科学財団と当財団によって支えられました。

Materials

Slideglass (76  x 26 mm) Matsunami S1111
Coverglass (22  x 40 mm) Matsunami C024401
Agarose Wako 318-01195
Polystylene microbeads 0.1 micron Polysciences #00876
Heat block TAITEC 0063288-000 CTU-mini
Microscope Olympus IX-71 widefield microscope
Spinning disk Scanner Yokogawa CSU-X1 spinning disc confocal scanner 
Digital CCD camera Hamamatsu Photonics C10600-10B ORCA-R2 degital CCD camera
Objective lens (x100, NA1.4) Olympus UPLSAPO 100XO
Pasteur pipette (5 inch) IWAKI IK-PAS-5P
Glass tube (1.5 cm diameter x 10.5 cm) IWAKI 9820TST15-105NP
TV9211: wyIs251 Laboratory of Kang Shen N/A
OTL11: mnIs17 Ref. 27, 29 N/A SP2101 was backcrossed with wild type for 6 times
Stereo microscope Carl Zeiss 435064-9000-000 STEMI 508 
Mirror transillumination unit Carl Zeiss 435425-9010-000
platinum wire (0.2 mm) Nilaco Corporation m78483501
60 mm plastic dish Falcon #351007
Fiji N/A N/A https://fiji.sc/
nematode growth medium (NGM)   1.7% (w/v) agarose, 50mM NaCl, 0.25% (w/v) Peptone, 1 mM CaCl2, 5 mg/mL Cholesterol, 25 mM KH2PO4, 1 mM MgSO4 

Referencias

  1. Hirokawa, N., Niwa, S., Tanaka, Y. Molecular motors in neurons: transport mechanisms and roles in brain function, development, and disease. Neuron. 68 (4), 610-638 (2010).
  2. Holzbaur, E. L., Scherer, S. S. Microtubules, axonal transport, and neuropathy. N Engl J Med. 365 (24), 2330-2332 (2011).
  3. Kamiya, R. Functional diversity of axonemal dyneins as studied in Chlamydomonas mutants. Int Rev Cytol. 219, 115-155 (2002).
  4. Scholey, J. M. Intraflagellar transport motors in cilia: moving along the cell’s antenna. J Cell Biol. 180 (1), 23-29 (2008).
  5. Rosenbaum, J. L., Witman, G. B. Intraflagellar transport. Nat Rev Mol Cell Biol. 3 (11), 813-825 (2002).
  6. Ishikawa, H., Marshall, W. F. Ciliogenesis: building the cell’s antenna. Nat Rev Mol Cell Biol. 12 (4), 222-234 (2011).
  7. Niwa, S., et al. Autoinhibition of a Neuronal Kinesin UNC-104/KIF1A Regulates the Size and Density of Synapses. Cell Rep. 16 (8), 2129-2141 (2016).
  8. Snow, J. J., et al. Two anterograde intraflagellar transport motors cooperate to build sensory cilia on C. elegans neurons. Nat Cell Biol. 6 (11), 1109-1113 (2004).
  9. Ou, G., Blacque, O. E., Snow, J. J., Leroux, M. R., Scholey, J. M. Functional coordination of intraflagellar transport motors. Nature. 436 (7050), 583-587 (2005).
  10. Zhou, R., Niwa, S., Homma, N., Takei, Y., Hirokawa, N. KIF26A is an unconventional kinesin and regulates GDNF-Ret signaling in enteric neuronal development. Cell. 139 (4), 802-813 (2009).
  11. Zhao, C., et al. Charcot-Marie-Tooth disease type 2A caused by mutation in a microtubule motor KIF1Bbeta. Cell. 105 (5), 587-597 (2001).
  12. Niwa, S., Tanaka, Y., Hirokawa, N. KIF1Bbeta- and KIF1A-mediated axonal transport of presynaptic regulator Rab3 occurs in a GTP-dependent manner through DENN/MADD. Nat Cell Biol. 10 (11), 1269-1279 (2008).
  13. Zhou, R., Niwa, S., Guillaud, L., Tong, Y., Hirokawa, N. A molecular motor, KIF13A, controls anxiety by transporting the serotonin type 1A receptor. Cell Rep. 3 (2), 509-519 (2013).
  14. Klassen, M. P., et al. An Arf-like small G protein, ARL-8, promotes the axonal transport of presynaptic cargoes by suppressing vesicle aggregation. Neuron. 66 (5), 710-723 (2010).
  15. Mondal, S., Ahlawat, S., Koushika, S. P. Simple microfluidic devices for in vivo imaging of C. elegans, Drosophila and zebrafish. J Vis Exp. (67), (2012).
  16. Chai, Y., et al. Live imaging of cellular dynamics during Caenorhabditis elegans postembryonic development. Nat Protoc. 7 (12), 2090-2102 (2012).
  17. Kim, E., Sun, L., Gabel, C. V., Fang-Yen, C. Long-term imaging of Caenorhabditis elegans using nanoparticle-mediated immobilization. PLoS One. 8 (1), 53419 (2013).
  18. Berkowitz, L. A., Knight, A. L., Caldwell, G. A., Caldwell, K. A. Generation of stable transgenic C. elegans using microinjection. J Vis Exp. (18), (2008).
  19. Collet, J., Spike, C. A., Lundquist, E. A., Shaw, J. E., Herman, R. K. Analysis of osm-6, a gene that affects sensory cilium structure and sensory neuron function in Caenorhabditis elegans. Genética. 148 (1), 187-200 (1998).
  20. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genética. 77 (1), 71-94 (1974).
  21. Niwa, S. The nephronophthisis-related gene ift-139 is required for ciliogenesis in Caenorhabditis elegans. Sci Rep. 6, 31544 (2016).
  22. Maeder, C. I., San-Miguel, A., Wu, E. Y., Lu, H., Shen, K. In vivo neuron-wide analysis of synaptic vesicle precursor trafficking. Traffic. 15 (3), 273-291 (2014).
  23. Wu, Y. E., Huo, L., Maeder, C. I., Feng, W., Shen, K. The balance between capture and dissociation of presynaptic proteins controls the spatial distribution of synapses. Neuron. 78 (6), 994-1011 (2013).
  24. Dwyer, N. D., Adler, C. E., Crump, J. G., L’Etoile, N. D., Bargmann, C. I. Polarized dendritic transport and the AP-1 mu1 clathrin adaptor UNC-101 localize odorant receptors to olfactory cilia. Neuron. 31 (2), 277-287 (2001).
  25. Fang-Yen, C., Gabel, C. V., Samuel, A. D., Bargmann, C. I., Avery, L. Laser microsurgery in Caenorhabditis elegans. Methods Cell Biol. 107, 177-206 (2012).
  26. Kumar, J., et al. The Caenorhabditis elegans Kinesin-3 motor UNC-104/KIF1A is degraded upon loss of specific binding to cargo. PLoS Genet. 6 (11), 1001200 (2010).
  27. Zheng, Q., et al. The vesicle protein SAM-4 regulates the processivity of synaptic vesicle transport. PLoS Genet. 10 (10), 1004644 (2014).
  28. Blacque, O. E., et al. The WD repeat-containing protein IFTA-1 is required for retrograde intraflagellar transport. Mol Biol Cell. 17 (12), 5053-5062 (2006).
  29. Evans, J. E., et al. Functional modulation of IFT kinesins extends the sensory repertoire of ciliated neurons in Caenorhabditis elegans. J Cell Biol. 172 (5), 663-669 (2006).
  30. Shaner, N. C., Steinbach, P. A., Tsien, R. Y. A guide to choosing fluorescent proteins. Nat Methods. 2 (12), 905-909 (2005).
  31. Bindels, D. S., et al. mScarlet: a bright monomeric red fluorescent protein for cellular imaging. Nat Methods. 14 (1), 53-56 (2017).
  32. Prevo, B., Mangeol, P., Oswald, F., Scholey, J. M., Peterman, E. J. Functional differentiation of cooperating kinesin-2 motors orchestrates cargo import and transport in C. elegans cilia. Nat Cell Biol. 17 (12), 1536-1545 (2015).
  33. Robison, P., et al. Detyrosinated microtubules buckle and bear load in contracting cardiomyocytes. Science. 352 (6284), 0659 (2016).
  34. Hayashi, S., Okada, Y. Ultrafast superresolution fluorescence imaging with spinning disk confocal microscope optics. Mol Biol Cell. 26 (9), 1743-1751 (2015).
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Citar este artículo
Niwa, S. Immobilization of Caenorhabditis elegans to Analyze Intracellular Transport in Neurons. J. Vis. Exp. (128), e56690, doi:10.3791/56690 (2017).

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