Summary

Vorbereitung von peripheren Nervenstimulationselektroden für die chronische Implantation bei Ratten

Published: July 14, 2020
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Summary

Bestehende Ansätze für den Bau chronisch implantierbarer peripherer Nervenmanschettenelektroden für den Einsatz bei kleinen Nagetieren erfordern oft spezielle Ausrüstung und/oder hochqualifiziertes Personal. In diesem Protokoll zeigen wir einen einfachen, kostengünstigen Ansatz zur Herstellung chronisch implantierbarer Manschettenelektroden und ihre Wirksamkeit für die Vagusnervstimulation (VNS) bei Ratten.

Abstract

Periphere Nervenmanschettenelektroden werden seit langem in den Neurowissenschaften und verwandten Bereichen zur Stimulation beispielsweise von Vagus- oder Ischiasnerven eingesetzt. Mehrere neuere Studien haben die Wirksamkeit von chronischen VNS bei der Verbesserung der Plastizität des zentralen Nervensystems gezeigt, um die motorische Rehabilitation, das Lernen zum Aussterben und die sensorische Diskriminierung zu verbessern. Der Bau chronisch implantierbarer Geräte für den Einsatz in solchen Studien ist aufgrund der geringen Größe von Ratten eine Herausforderung, und typische Protokolle erfordern eine umfassende Schulung des Personals und zeitaufwändige Mikrofertigungsmethoden. Alternativ können handelsübliche implantierbare Manschettenelektroden zu deutlich höheren Kosten erworben werden. In diesem Protokoll stellen wir eine einfache, kostengünstige Methode für den Bau kleiner, chronisch implantierbarer peripherer Nervenmanschettenelektroden für den Einsatz bei Ratten vor. Wir validieren die kurz- und langfristige Zuverlässigkeit unserer Manschettenelektroden, indem wir nachweisen, dass VNS bei Ketamin/Xylazin-Anästhesisierten Ratten eine Abnahme der Atemfrequenz im Einklang mit der Aktivierung des Hering-Breuer-Reflexes produziert, sowohl zum Zeitpunkt der Implantation als auch bis zu 10 Wochen nach der Implantation des Geräts. Darüber hinaus zeigen wir die Eignung der Manschettenelektroden für den Einsatz in chronischen Stimulationsstudien, indem wir VNS mit einer geschickten Hebelpressleistung koppeln, um die plastische Plastizität der motorischen Kartkarte zu induzieren.

Introduction

In letzter Zeit ist die Nachfrage nach chronisch implantierbaren Manschettenelektroden zur Stimulation peripherer Nerven gestiegen, da Studien zunehmend die präklinische Nützlichkeit dieser Technik zur Behandlung zahlreicher entzündlicher Erkrankungen1,2,3 und neurologische Erkrankungen4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. Chronische VNS, zum Beispiel, hat sich gezeigt, dass die neokortikale Plastizität in einer Vielzahl von Lernkontexten zu verbessern, Verbesserung der motorischen Rehabilitation4,5,6,7,8, Aussterben lernen10,11,12,13,14, und sensorische Diskriminierung15. Kommerziell erhältliche periphere Nervenmanschettenelektroden sind oft mit längeren Zeiten für die Auftragserfüllung und relativ hohen Kosten verbunden, die ihre Zugänglichkeit einschränken können. Alternativ bleiben die Protokolle für die “in-house” Herstellung von chronisch implantierbaren Manschettenelektroden begrenzt, und die Nagetieranatomie stellt aufgrund ihrer geringen Größe besondere Herausforderungen dar. Aktuelle Protokolle zur Konstruktion von Manschettenelektroden für chronische Nagetierexperimente erfordern oft den Einsatz komplexer Geräte und Techniken sowie eines intensiv geschulten Personals. In diesem Protokoll zeigen wir einen vereinfachten Ansatz für die Herstellung von Manschettenelektroden auf der Grundlage zuvor veröffentlichter und weit verbreiteter Methoden16,17. Wir validieren die Funktionalität unserer chronisch implantierten Elektroden bei Ratten, indem wir zeigen, dass zum Zeitpunkt der Manschettenimplantation um den linken Hals-Emeritus-Nerv die Stimulation der Manschettenelektroden erfolgreich zu einem Abbruch der Atmung und des Tropfens SpO2 führte. Die Stimulation der afferenten Pulmonator-Vagalfasern ist dafür bekannt, den Hering-Breuer-Reflex zu beeinflussen, bei dem die Hemmung mehrerer Atemkerne im Hirnstamm zur Unterdrückungsinspiration18führt. Somit bieten die Einstellung der Atmung im Einklang mit dem Hering-Breuer-Reflex und dem daraus resultierenden Rückgang in SpO2 einen einfachen Test für die richtige Elektrodenimplantation und Manschettenfunktion bei betääuten Ratten. Um die Langzeitfunktionalität chronisch implantierter Manschettenelektroden zu validieren, wurden reflexartige Reaktionen zum Zeitpunkt der Implantation gemessen und mit den Reaktionen verglichen, die bei denselben Tieren sechs Wochen nach der Implantation erhalten wurden. Eine zweite Gruppe von Ratten wurde nach einem Verhaltenstraining an einer Hebelpressaufgabe mit VNS-Manschettenelektroden implantiert. Bei diesen Ratten führte VNS gepaart mit der korrekten Aufgabenleistung zu einer Reorganisation der kortikalen Motorkarte, die mit den zuvor veröffentlichten Studien19,20,21,22übereinstimmte. Zum Zeitpunkt der motorkortikalen Kartierung unter Narkose, die 5–10 Wochen nach der Implantation des Geräts stattfand, validierten wir die Manschettenfunktion bei VNS-behandelten Tieren weiter, indem wir bestätigten, dass VNS erfolgreich eine Einstellung der Atmung und einen Rückgang von mehr als 5 % in SpO2induzierte.

Die kürzlich veröffentlichten Protokolle von Childs et al.17 und Rios et al.16 bieten einen gut validierten Ausgangspunkt für einen vereinfachten Ansatz zur Herstellung von Manschettenelektroden, da diese beliebte Methode von mehreren Labors verwendet wurde, die chronische VNS-Studien an Nagetieren1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11. Das ursprüngliche Verfahren umfasst mehrere hochpräzise Schritte zur Manipulation der feinen Mikrodrähte, so dass die Herstellung von Manschettenelektroden mehr als eine Stunde dauert, und umfangreiches Training, um zuverlässig zu arbeiten. Der hier beschriebene vereinfachte Ansatz erfordert deutlich weniger Materialien und Werkzeuge und kann in weniger als einer Stunde von minimal geschultem Personal absolviert werden.

Protocol

Alle in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren werden in Übereinstimmung mit dem NIH-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und vom Institutional Animal Care and Use Committee der University of Texas in Dallas genehmigt. 1. Stimulierende Manschettenelektroden-Fertigung Bereiten Sie die Manschettenschläuche vor. Schneiden Sie mit einer Rasierklinge ein Stück Polymerschläuche mit einer Länge von 2,5 mm. Setzen Sie Zangenspitzen oder eine B…

Representative Results

Vagus Nervenmanschettenelektroden und Kopfkappen wurden chronisch bei Ratten nach zuvor veröffentlichten chirurgischen Verfahren17,19,20,21,22. Vor der Implantation wurde die Impedanz bei 1 kHz über die Manschettenleitungen gemessen, wobei die Manschettenschläuche in der Saline versunken waren (Impedanz = 1,2 x 0,17 k. [Mittelwert sst]; N = 9). Es wurden nu…

Discussion

Hier beschreiben wir einen einfachen, kostengünstigen Ansatz für die Montage chronisch implantierbarer stimulierender Manschettenelektroden für den Einsatz bei Nagetieren, der präklinische Untersuchungen dieser aufkommenden Therapie erleichtert. Diese vereinfachte Methode erfordert keine spezielle Schulung oder Ausrüstung und verwendet eine kleine Anzahl von Werkzeugen und Zubehör, die für die meisten Forschungslabore leicht zugänglich sind, wodurch sowohl die monetären als auch die Arbeitskosten der Gerätehers…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde von der University of Texas in Dallas und dem UT Board of Regents finanziert. Wir danken Solomon Golding, Bilaal Hassan, Marghi Jani und Ching-Tzu Tseng für die technische Unterstützung.

Materials

Biocompatible polyurethane-based polymer tubing, 0.080" OD x 0.040" ID Braintree Scientific MRE080 36 FT
Dissecting microscope AM Scopes #SM-6T-FRL
Fine Serrated Scissors, straight, 22mm cutting edge Fine Science Tools #14058-09 for cutting Pt/Ir wire and suture thread
Forceps, #5 Dumont forceps, straight, 11 cm, 0.1 x 0.06 mm tip Fine Science Tools #11626-11
Forceps, ceramic tipped forceps, 0.3 mm x 30 mm tips Electron Microscopy Sciences #78127-71
Gold Pins, PCB Press Fit Socket Mill-Max #1001-0-15-15-30-27-04-0 or similar small pins for connecting cuff leads to headcap
Isobutane lighter BIC #LCP21-AST for de-insulating Pt/Ir wire
Micro strip connector with latch, 4-pin Omnetics A24002-004 / PS1-04-SS-LT
Pipette tip, 10 uL VWR 89079-464
Platinum-Iridium (90/10%) Wire, 0.001" (diameter) x 9 strands, PTFE insulated Sigmund Cohn 10IR9/49T
Razor Blade, Single Edge, Surgical Carbon Steel No.9 VWR #55411-050 for cutting MicroRenathane tubing
Sewing needle, ca. 4.0 cm length x 0.7 mm diameter (size 6-7) Singer 00276 Smaller needle for threading Pt/Ir wire
Sewing needle, ca. 4.5 cm length x 0.8 mm diameter (size 2-3) Singer 00276 Larger needle for pinning cuff during assembly and for threading suture
Small foam board Juvo+/Amazon B07C9637SJ for fabrication platform; our dimensions are ca. 2.5" x 3.5" x 1" (L x W x H)
Solder, multicore lead-free, 0.38mm diameter Loctite/Multicore #796037
Soldering station Weller WES51 or similar soldering iron compatible with long conical tips (this part has been discontinued)
Soldering tip, long conical, 0.01" / 0.4 mm Weller 1UNF8
Suture, nonabsorbable braided silk ,size 6/0 Fine Science tools #18020-60
UV (405 nm) spot light Henkel/Loctite #2182207
UV Light Cure Adhesive 25 ml Henkel/Loctite AA 3106 or similar biocompatible UV cure adhesive
Wire wrapping wire, 30 AWG Digikey K396-ND

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Sanchez, C. A., Brougher, J., Rahebi, K. C., Thorn, C. A. Preparation of Peripheral Nerve Stimulation Electrodes for Chronic Implantation in Rats. J. Vis. Exp. (161), e61128, doi:10.3791/61128 (2020).

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