JoVE Journal > Behavior
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Divulgaciones
Acknowledgements
Materials
Referencias
Traducción Automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Comportamiento

Сравнительный анализ экспериментальных методов количественной оценки активности животных в моделях митохондриальной болезни Caenorhabditis elegans

Published: April 04, 2021
doi:
10.3791/62244
, , , ,
1Mitochondrial Medicine Frontier Program, Division of Human Genetics, Department of Pediatrics,The Children’s Hospital of Philadelphia, 2Department of Pediatrics,University of Pennsylvania Perelman School of Medicine

Summary

В этом исследовании представлены протоколы для двух полуавтоматических подходов к анализу локомоторной активности у червей C. elegans complex I disease gas-1(fc21),а именно ZebraLab (анализ со средней пропускной способностью) и WormScan (высокопроизводительный анализ) и сравнительный анализ среди широкого спектра методов исследования для количественной оценки поведения нематод и интегрированной нервно-мышечной функции.

Abstract

Caenorhabditis elegans широко признан за его центральную полезность в качестве трансляционной модели животных для эффективного опроса механизмов и методов лечения различных заболеваний человека. Черви особенно хорошо подходят для высокопроизводительных генетических и лекарственных скринингов, чтобы получить более глубокое представление о терапевтических мишенях и методах лечения, используя их быстрый цикл развития, большой размер расплода, короткую продолжительность жизни, микроскопическую прозрачность, низкие затраты на обслуживание, надежный набор геномных инструментов, хранилища мутантов и экспериментальные методологии для опроса физиологии как in vivo, так и ex vivo. Двигательная активность червя представляет собой особенно актуальный фенотип, который часто нарушается при митохондриальных заболеваниях, которые очень неоднородны по причинам и проявлениям, но в совокупности разделяют нарушенную способность производить клеточную энергию. Хотя набор различных методологий может быть использован для опроса о поведении червей, они сильно различаются по экспериментальным затратам, сложности и полезности для геномных или лекарственных высокопроизводительных скринингов. Здесь сравнивалась относительная пропускная способность, преимущества и ограничения 16 различных методологий анализа активности, которые количественно оценивают передвижение нематод, метание, накачку глотки и / или хемотаксис у отдельных червей или популяций червей C. elegans на разных стадиях, возрастах и экспериментальных продолжительностях. Были продемонстрированы подробные протоколы для двух полуавтоматических методов количественной оценки локомоторной активности нематод, которые представляют собой новые приложения доступных программных инструментов, а именно ZebraLab (подход со средней пропускной способностью) и WormScan (высокопроизводительный подход). Данные применения этих методов продемонстрировали, что аналогичные степени снижения активности животных наблюдались на стадии личинок L4 и прогрессировали на 1-й день взрослых особей, при митохондриальном комплексе I заболевания(gas-1(fc21))мутантных червей относительно диких (N2 Bristol) C. elegans. Эти данные подтверждают полезность для этих новых приложений использования программных инструментов ZebraLab или WormScan для эффективной и объективной количественной оценки двигательной активности червей с переменной способностью поддерживать высокопроизводительный скрининг лекарств на поведение червей в доклинических моделях митохондриальных заболеваний на животных.

Introduction

Caenorhabiditis elegans широко признана как выдающаяся модель в нейробиологии, основанная на том, что она имеет 302 нейрона, которые координируют все поведение червей, включая спаривание, кормление, яйцекладку, дефекацию, плавание и передвижение на твердых носителях1. Эти гермафродитные нематоды также широко используются для понимания широкого спектра механизмов заболеваний человека, что стало возможным благодаря его хорошо охарактеризованным геному и высокой гомологии ~ 80% генов между C. elegans и людьми2,3,4. C. elegans уже давно используются для опроса митохондриальныхзаболеваний человека5,6,7,8,9,10,которые представляют собой высоко генетически и фенотипически гетерогенную группу наследственных метаболических нарушений, которые имеют нарушенную способность генерировать клеточную энергию и часто клинически присутствуют с существенно нарушенной нервно-мышечной функцией, непереносимостью физических упражнений и усталостью11 ,12,13,14. С этой целью использование моделей C. elegans позволяет доклиническое моделирование количественных аспектов активности животных и нервно-мышечной функции у различных генетических подтипов митохондриальных заболеваний, а также их реакции на кандидаты в терапии, которые могут улучшить их нервно-мышечную функцию и общую активность.

Нервно-мышечная активность у C. elegans объективно измерима с помощью ряда экспериментальных методологий, включая как ручные, так и полуавтоматические подходы, позволяющие проводить функциональный анализ в твердых или жидких средах(таблица 1)1,15. Точное количественное значение активности C. elegans оказалось важным для открытия, связанных с функцией и развитием мышечной и нервной системы16,17,18. В этом исследовании обобщены и сопоставлены экспериментальные требования, преимущества и ограничения 17 различных анализов, которые могут быть выполнены в исследовательских лабораториях для оценки нервно-мышечной функции и активности по четырем ключевым исходам в моделях заболеваний C. elegans, как на исходном уровне на различных стадиях развития и возраста, так и в ответ на кандидаты в терапию(таблица 1). ). Действительно, исследование дает подробный обзор диапазона доступных экспериментальных подходов к характеристике скорости метания C. elegans (изгибы тела в минуту), двигательной активности, накачки глотки и хемотаксиса – в каждом случае с указанием используемой экспериментальной и аналитической методологии, преимуществ и ограничений каждого метода, оборудования и программного обеспечения, необходимого для выполнения и анализа каждого анализа, и пропускная способность каждого метода поддерживать его использование для высокопроизводительного генетического скрининга или скрининга лекарств. Пропускная способность каждого анализа описывается как низкая, средняя или высокая на основе сложности экспериментального протокола, включая обслуживание червя, время обработки, использование одно- или многоядерных пластин и/или время экспериментатора, необходимое для завершения экспериментальной установки и анализа данных.

Ручной анализ трешинга19,двигательной активности20,глоточного насоса17,21и хемотаксиса22, 23 являются хорошо заявильными методологиями оценки активности червей, которые требуют стереомикроскопа24. В то время как измерение метательной активности червей требует анализа в жидких средах для определения частоты изгибов тела в минуту, двигательная активность червя может быть измерена как на твердых средах, так и в жидких средах. Тем не менее, ручной анализ активности отдельных червей по своей сути отнимает много времени и включает в себя неизбежную предвзятость, создаваемую пользователем. Автоматизация анализа активности червей минимизирует предвзятость, генерируемую пользователем, и может значительно увеличить экспериментальную пропускную способность25. Видеозаписи активности метания червей в жидких средах могут быть проанализированы с помощью wrMTrck, плагина ImageJ26. Однако первоначальные экспериментальные установки, которые были разработаны для wrMTrck, ограничивали его полезность, поскольку слишком много червей в одной капле жидкости приводило к перекрытию червей, что затруднялось точное отслеживание. Хотя это экспериментальное ограничение было разрешено27,метод wrMTrck не способен поддерживать высокопроизводительный скрининг.

Существует ряд методов количественной оценки локомоторной активности червей на исходном уровне и в ответ на кандидаты в терапию в моделях митохондриальных заболеваний C. elegans. К ним относятся ZebraLab (ViewPoint Life Sciences), Tierpsy Tracker28,платформа отслеживания нематод с широким полем зрения (WF-NTP)29,WormMotel, WormWatcher30,WormLab31,Infinity Chip32и WMicrotracker One33 (таблица 1). Эти методы позволяют одновременно анализировать локомоцию в нескольких штаммах или условиях червей, как правило, на пластинах с несколькими скважинами, тем самым поддерживая более высокопроизводительный скрининг лекарств. Некоторые из этих методов имеют уникальные соображения, которые могут ограничить или повысить их общую полезность, такие как потребность в дорогостоящем оборудовании по сравнению с программным обеспечением открытого доступа и различная простота выполнения экспериментальных протоколов. В целом, ни одна экспериментальная система или протокол не идеально подходит для всех экспериментов с двигательной активностью C. elegans. Скорее, важно тщательно выбирать, какой метод лучше всего подходит для экспериментальных целей и требований конкретного исследователя.

Глоточная накачка представляет собой еще один важный результат для оценки нервно-мышечной активности у C. elegans. Глотка C. elegans состоит из 20 мышечных клеток, 20 нейронов и 20 других клеток, которые позволяют проглатывать кишечную палочку (E. coli)на переднем конце пищеварительного тракта червя34,35,36. Было установлено несколько ручных методов для определения скорости глотки откачки17,21,37,38. Большинство методов основаны на использовании стереомикроскопа и камеры для визуализации и записи частоты накачки глотки с прямым подсчетом экспериментальным наблюдателем21. Автоматизированный анализ скорости накачки глотки возможен путем выполнения внеклеточной записи, названной электрофарингеограммой (EPG), которая предоставляет дополнительную информацию о продолжительности каждого насоса39. Анализ скорости накачки глотки также возможен в микрофлюидной системе WormSpa, где отдельные черви заключены в камеры40,41. Коммерческим методом, доступным для облегчения анализа скорости глоточного насоса, является система ScreenChip (InVivo Biosystems), которая измеряет, визуализирует и анализирует нервно-мышечные аспекты пищевого поведения у одного червя, который иммобилизован в пользовательском чипе. Этот подход к количественному накачке глотки может быть использован для оценки как нейронных, так и физиологических реакций на лекарства, старение и другие факторы42,43,44,45.

Хемотаксис описывает движение C. elegans в ответ на одорант, помещенный от червей в определенную область пластины среды роста нематод (NGM). Оценка реакции хемотаксиса обеспечивает интегрированную меру нейронной и нервно-мышечной активности червя, которая поддается количественной оценке путем наблюдения и измерения физического расстояния, пройденного червями к одоранту за определенный периодвремени 46. Multi-Worm Tracker – это автоматический метод, который может быть использован для повышения экспериментальной эффективности количественной оценки расстояния, пройденное червями к аттрактанту или от репеллента47.

Здесь описан подробный протокол для двух новых, полуавтоматических методов, созданных для количественной оценки активности червей. Первый подход использует ZebraLab – коммерческое программное обеспечение, которое было первоначально разработано для изучения плавательной активности Danio rerio (рыбки данио), для нового приложения со средней пропускной способностью для количественной оценки общей локомоторной активности в жидких средах C. elegans на основе изменений пикселей во время движения(таблица 1, рисунок 1). Вывод данных быстро получается из большого количества параллельных условий и образцов, проанализированных на стеклянной горке, хотя этот метод не подходит для формата пластины с несколькими скважинами. Второй подход представляет собой новую адаптацию методологии WormScan48,49 (рисунок 2),которая использует планшетный сканер для создания дифференциального изображения двух последовательных сканирований, которые могут по-разному использоваться с программным обеспечением с открытым исходным кодом для обеспечения полуавтоматического количественного анализа интегрированных физиологических результатов, таких как плодовитость и выживаемость. Здесь была разработана новая высокопроизводительная адаптация методологии WormScan для количественной оценки локомоторной активности червей в жидких средах в популяциях пятнадцати червей 4-й стадии (L4) на скважину плиты с плоским дном из 96 скважин. Эта полуавтоматизированная и недорогая методология WormScan может быть легко адаптирована к высокопроизводительный скринингу лекарств, а также к анализу различных стадий животных и возрастов48,49 лет.

Здесь протокол и эффективность анализа двигательной активности C. elegans с использованием полуавтоматических методов ZebraLab и WormScan демонстрируется в хорошо заведомо заданной модели C. elegans для митохондриального комплекса I заболевания, gas-1(fc21). газ-1 (ген K09A9.5) является ортологом человеческого NDUFS2 (NADH: ядро убихиноноксидоредуктазы (железо-серный белок) субъедицы 2)(рисунок 3). Мутантный штамм C. elegans gas-1(fc21)несет гомозиготную мутацию p.R290K в ортологе человека NDUFS250,вызывая значительное снижение плодовитости и продолжительности жизни, нарушение способности окислительного фосфорилирования дыхательной цепи (OXPHOS)51,а также снижение митохондриальной массы и мембранного потенциала с повышенным окислительным стрессом5,8 . Несмотря на его хорошо заявленное использование в течение последних двух десятилетий для изучения митохондриальных заболеваний, о двигательной активности мутантов газа-1(fc21)ранее не сообщалось. Здесь методы ZebraLab и WormScan были применены для независимой количественной оценки локомоторной активности газа-1(fc21)по сравнению с червями дикого типа (WT, N2 Bristol), как для проверки методов, так и для демонстрации их сравнительной полезности и эффективности экспериментальных протоколов и анализа информатики. Программное обеспечение ZebraLab позволило быстро количественно оценить несколько одновременных состояний двигательной активности червей в моделях митохондриальных заболеваний C. elegans с потенциальным применением для целевого скрининга лекарств или валидационных исследований. Анализ WormScan, в частности, хорошо подходит для обеспечения высокопроизводительного скрининга лекарств в библиотеках соединений и определения приоритетов лидов, которые улучшают нервно-мышечную функцию животных и двигательную активность в доклинических моделях C. elegans первичных митохондриальных заболеваний.

Protocol

1. Анализ двигательной активности червей в жидких средах на стеклянных слайдах с помощью программного обеспечения ZebraLab Рост нематод и обращение с ними Выращивайте C. elegans на пластинах Петри, содержащих среду роста нематод (NGM), и распространяйте с Escherichia coli OP50 в качеств?…

Representative Results

Анализ локомоторной активности C. elegans в жидких средах может легко охватить интегрированный фенотип моделей червей митохондриальных заболеваний, которые не могут быть легко количественно оценены на твердых средах. ZebraLab был использован для количественной оценки локомоторной акти…

Discussion

Здесь исследование обобщило подробную информацию и обоснования для изучения нервно-мышечной активности C. elegans на уровне различных исходов, включая разбиение червей, локомоцию, накачку глотки и хемотаксис. Сравнение 16 различных методологий анализа активности было проведено с точ?…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарны Энтони Рознеру, доктору философии, за его организационную поддержку в ранней подготовке этого проекта, и Эрин Хаус за вклад в анализ протоколов. Эта работа финансировалась Фондом исследований митохондриальных заболеваний Джульетты FBXL4, Исследовательским фондом Jaxson Flynt C12ORF65 и Национальными институтами здравоохранения (R01-GM120762, R01-GM120762-08S1, R35-GM134863 и T32-NS007413). Содержание является исключительной ответственностью авторов и не обязательно отражает официальную точку зрения спонсоров или Национальных институтов здравоохранения.

Materials

C. elegans wild isolate  Caenorhabditis Genetics Center (CGC) N2 Bristol
Camera Olympus DP73
gas-1(fc-21) CGC CW152
Microscope slides ThermoFisher 4951PLUS
Nematode Growth Medium (NGM) Research Products International Corp. N81800-1000.0
OP50 Escherichia coli CGC Uracil auxotroph E. coli strain
Petri dishes (60 mm)  VWR international 25373-085
S. Basal VWR 5.85 g NaCl, 1 g K2 HPO4, 6 g KH2PO4, and 5 mg cholesterol, in 1 l H2O VWR 101175-162, 103467-156, EM1.09828.1000, 97061-660
Scanner EPSON V800
Stereomicroscope Olympus MVX10 microscope
96-well flat bottom  VWR international 29442-056
WormScan software Mathew et al. 45 S1 Standalone Java platform Software for automation of difference image of scanned plates
ZebraLab software ViewPoint Software for automated quantization and tracking of zebrafish behavior, designed by ViewPoint (http://www.viewpoint.fr/en/p/software/zebralab-zebrafish-behavior-screening) and here applied to C. elegans. This system is applicable for high-throughput behavioral analysis
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referencias

  1. Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. Keeping track of worm trackers. WormBook. , 1-17 (2013).
  2. Shaye, D. D., Greenwald, I. OrthoList: a compendium of C. elegans genes with human orthologs. PLoS One. 6 (5), 20085 (2011).
  3. van Ham, T. J., et al. C. elegans model identifies genetic modifiers of alpha-synuclein inclusion formation during aging. PLoS Genetics. 4 (3), 1000027 (2008).
  4. Kim, W., Underwood, R. S., Greenwald, I., Shaye, D. D. OrthoList 2: A new comparative genomic analysis of human and Caenorhabditis elegans genes. Genética. 210 (2), 445-461 (2018).
  5. Dingley, S., et al. Mitochondrial respiratory chain dysfunction variably increases oxidant stress in Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 10 (2), 125-136 (2010).
  6. Polyak, E., Zhang, Z., Falk, M. J. Molecular profiling of mitochondrial dysfunction in Caenorhabditis elegans. Methods in Molecular Biology. 837, 241-255 (2012).
  7. McCormick, E., Place, E., Falk, M. J. Molecular genetic testing for mitochondrial disease: from one generation to the next. Neurotherapeutics. 10 (2), 251-261 (2013).
  8. McCormack, S., et al. Pharmacologic targeting of sirtuin and PPAR signaling improves longevity and mitochondrial physiology in respiratory chain complex I mutant Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 22, 45-59 (2015).
  9. Polyak, E., et al. N-acetylcysteine and vitamin E rescue animal longevity and cellular oxidative stress in pre-clinical models of mitochondrial complex I disease. Molecular Genetics and Metabolism. 123 (4), 449-462 (2018).
  10. Guha, S., et al. Pre-clinical evaluation of cysteamine bitartrate as a therapeutic agent for mitochondrial respiratory chain disease. Human Molecular Genetics. 28 (11), 1837-1852 (2019).
  11. Gorman, G. S., et al. Prevalence of nuclear and mitochondrial DNA mutations related to adult mitochondrial disease. Annals of Neurology. 77 (5), 753-759 (2015).
  12. Mancuso, M., Orsucci, D., Filosto, M., Simoncini, C., Siciliano, G. Drugs and mitochondrial diseases: 40 queries and answers. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 13 (4), 527-543 (2012).
  13. Gai, X., et al. Mutations in FBXL4, encoding a mitochondrial protein, cause early-onset mitochondrial encephalomyopathy. American Journal of Human Genetics. 93 (3), 482-495 (2013).
  14. Dillin, A., et al. Rates of behavior and aging specified by mitochondrial function during development. Science. 298 (5602), 2398-2401 (2002).
  15. Yemini, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes. Nature Methods. 10 (9), 877-879 (2013).
  16. Bargmann, C. I., Avery, L. Laser killing of cells in Caenorhabditis elegans. Methods in Cell Biology. 48, 225-250 (1995).
  17. Avery, L., Horvitz, H. R. Effects of starvation and neuroactive drugs on feeding in Caenorhabditis elegans. Journal of Experimental Zoology. 253 (3), 263-270 (1990).
  18. Chalfie, M., et al. The neural circuit for touch sensitivity in Caenorhabditis elegans. Journal of Neuroscience. 5 (4), 956-964 (1985).
  19. Ghosh, R., Emmons, S. W. Episodic swimming behavior in the nematode C. elegans. Journal of Experimental Biology. 211 (23), 3703-3711 (2008).
  20. Rankin, C. H., Beck, C. D., Chiba, C. M. Caenorhabditis elegans: a new model system for the study of learning and memory. Behavioural Brain Research. 37 (1), 89-92 (1990).
  21. Avery, L. Motor neuron M3 controls pharyngeal muscle relaxation timing in Caenorhabditis elegans. Journal of Experimental Zoology. 175, 283-297 (1993).
  22. Ward, S. Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: identification of attractants and analysis of the response by use of mutants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70 (3), 817-821 (1973).
  23. Bargmann, C. I., Thomas, J. H., Horvitz, H. R. Chemosensory cell function in the behavior and development of Caenorhabditis elegans. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. 55, 529-538 (1990).
  24. Anne, C. H. Behavior. WormBook: The Online Review of C. elegans Biology. 2005-2018, (2006).
  25. Biston, M. C., et al. An objective method to measure cell survival by computer-assisted image processing of numeric images of Petri dishes. Physics in Medicine & Biology. 48 (11), 1551-1563 (2003).
  26. Nussbaum-Krammer, C. I., Neto, M. F., Brielmann, R. M., Pedersen, J. S., Morimoto, R. I. Investigating the spreading and toxicity of prion-like proteins using the metazoan model organism C. elegans. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e52321 (2015).
  27. Shi, W., Qin, J., Ye, N., Lin, B. Droplet-based microfluidic system for individual Caenorhabditis elegans assay. Lab on a Chip. 8 (9), 1432-1435 (2008).
  28. Javer, A., et al. An open-source platform for analyzing and sharing worm-behavior data. Nature Methods. 15 (9), 645-646 (2018).
  29. Koopman, M., et al. Assessing motor-related phenotypes of Caenorhabditis elegans with the wide field-of-view nematode tracking platform. Nature Protocols. 15 (6), 2071-2106 (2020).
  30. Churgin, M. A., et al. Longitudinal imaging of Caenorhabditis elegans in a microfabricated device reveals variation in behavioral decline during aging. eLife. 6, 26652 (2017).
  31. Angstman, N. B., Kiessling, M. C., Frank, H. G., Schmitz, C. High interindividual variability in dose-dependent reduction in speed of movement after exposing C. elegans to shock waves. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 9, 12 (2015).
  32. Rahman, M., et al. NemaLife chip: a micropillar-based microfluidic culture device optimized for aging studies in crawling C. elegans. Scientific Reports. 10 (1), 16190 (2020).
  33. Bianchi, J. I., Stockert, J. C., Buzzi, L. I., Blazquez-Castro, A., Simonetta, S. H. Reliable screening of dye phototoxicity by using a Caenorhabditis elegans fast bioassay. PLoS One. 10 (6), 0128898 (2015).
  34. Albertson, D. G., Thomson, J. N. The pharynx of Caenorhabditis elegans. Philososophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 275 (938), 299-325 (1976).
  35. Raizen, D. M., Avery, L. Electrical activity and behavior in the pharynx of Caenorhabditis elegans. Neuron. 12 (3), 483-495 (1994).
  36. Avery, L., You, Y. J. C. elegans feeding. WormBook. , 1-23 (2012).
  37. Morck, C., Rauthan, M., Wagberg, F., Pilon, M. pha-2 encodes the C. elegans ortholog of the homeodomain protein HEX and is required for the formation of the pharyngeal isthmus. Biología del desarrollo. 272 (2), 403-418 (2004).
  38. Song, B. M., Avery, L. Serotonin activates overall feeding by activating two separate neural pathways in Caenorhabditis elegans. TheJournal of Neuroscience. 32 (6), 1920-1931 (2012).
  39. Avery, L., Raizen, D., Lockery, S. Electrophysiological methods. Methods in Cell Biology. 48, 251-269 (1995).
  40. Kopito, R. B., Levine, E. Durable spatiotemporal surveillance of Caenorhabditis elegans response to environmental cues. Lab in a Chip. 14 (4), 764-770 (2014).
  41. Lee, K. S., et al. Serotonin-dependent kinetics of feeding bursts underlie a graded response to food availability in C. elegans. Nature Communications. 8, 14221 (2017).
  42. Brinkmann, V., Ale-Agha, N., Haendeler, J., Ventura, N. The Aryl Hydrocarbon Receptor (AhR) in the aging process: Another puzzling role for this highly conserved transcription factor. Frontiers in Physiology. 10, 1561 (2019).
  43. Huang, C., et al. Intrinsically aggregation-prone proteins form amyloid-like aggregates and contribute to tissue aging in Caenorhabditis elegans. eLife. 8, 43059 (2019).
  44. Zhu, B., et al. Functional analysis of epilepsy-associated variants in STXBP1/Munc18-1 using humanized Caenorhabditis elegans. Epilepsia. 61 (4), 810-821 (2020).
  45. Weeks, J. C., Robinson, K. J., Lockery, S. R., Roberts, W. M. Anthelmintic drug actions in resistant and susceptible C. elegans revealed by electrophysiological recordings in a multichannel microfluidic device. International Journal of Parasitology. Drugs and Drug Resistance. 8 (3), 607-628 (2018).
  46. Haroon, S., et al. Multiple molecular mechanisms rescue mtDNA disease in C. elegans. Cell Reports. 22 (12), 3115-3125 (2018).
  47. Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. High-throughput behavioral analysis in C. elegans. Nature Methods. 8 (7), 592-598 (2011).
  48. Mathew, M. D., Mathew, N. D., Ebert, P. R. WormScan: a technique for high-throughput phenotypic analysis of Caenorhabditis elegans. PLoS One. 7 (3), 33483 (2012).
  49. Mathew, M. D., et al. Using C. elegans forward and reverse genetics to identify new compounds with anthelmintic activity. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (10), 0005058 (2016).
  50. Kayser, E. B., Morgan, P. G., Hoppel, C. L., Sedensky, M. M. Mitochondrial expression and function of GAS-1 in Caenorhabditis elegans. Journal Biological Chemistry. 276 (23), 20551-20558 (2001).
  51. Falk, M. J., Kayser, E. B., Morgan, P. G., Sedensky, M. M. Mitochondrial complex I function modulates volatile anesthetic sensitivity in C. elegans. Current Biology. 16 (16), 1641-1645 (2006).
  52. Kwon, Y. J., Guha, S., Tuluc, F., Falk, M. J. High-throughput BioSorter quantification of relative mitochondrial content and membrane potential in living Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 40, 42-50 (2018).
  53. Hirsh, D., Oppenheim, D., Klass, M. Development of the reproductive system of Caenorhabditis elegans. Biología del desarrollo. 49 (1), 200-219 (1976).
  54. Steele, W. B., Mole, R. A., Brooks, B. W. Experimental protocol for examining behavioral response profiles in larval fish: Application to the Neuro-stimulant caffeine. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e57938 (2018).
  55. Carlsson, G., Blomberg, M., Pohl, J., Orn, S. Swimming activity in zebrafish larvae exposed to veterinary antiparasitic pharmaceuticals. Environmental Toxicology and Pharmacology. 63, 74-77 (2018).
  56. Yang, X., et al. High-throughput screening in larval zebrafish identifies novel potent sedative-hypnotics. Anesthesiology. 129 (3), 459-476 (2018).

Tags

Keywords: Caenorhabditis ElegansMitochondrial DiseaseLocomotor ActivityMotility AssaySemiautomated AssayLiquid MediumZebraLab SoftwareVideo RecordingActivity DetectionWorm BehaviorDrug Screening
check_url/es/62244?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artículo
Lavorato, M., Mathew, N. D., Shah, N., Nakamaru-Ogiso, E., Falk, M. J. Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease. J. Vis. Exp. (170), e62244, doi:10.3791/62244 (2021).
Descargar cita
Reimpresiones y permisos

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image