Summary

Dithranol en tant que matrice pour Matrix Assisted Laser Désorption / Ionisation imagerie sur une transformée de Fourier Ion Cyclotron Resonance Mass Spectrometer

Published: November 26, 2013
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Summary

Dithranol (DT; la 1,8-dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) a été précédemment rapporté comme une matrice MALDI pour l'imagerie des tissus de petites molécules, des protocoles pour l'utilisation de DT pour l'imagerie MALDI des lipides endogènes sur l' surface des coupes de tissus par ions positifs MALDI-MS sur un ultra-résolution quadripolaire FTICR instrument sont fournies ici.

Abstract

Spectrométrie de masse imagerie (MSI) détermine la localisation et de la distribution spatiale des motifs de composés sur la surface d'une coupe de tissu, en utilisant principalement MALDI (laser assistée par matrice de désorption / ionisation) à base de techniques analytiques. Nouvelles matrices pour petite molécule MSI, ce qui peut améliorer l'analyse de bas poids moléculaire (MW) composés, sont nécessaires. Ces matrices doivent fournir des signaux accrus d'analyte tout en diminuant les signaux de fond MALDI. En outre, l'utilisation d'instruments très haute résolution, telles que la transformée de Fourier à résonance cyclotronique ionique (FTICR) des spectromètres de masse, a la capacité de résoudre des signaux d'analyte à partir des signaux de la matrice, ce qui peut partiellement surmonter de nombreux problèmes associés à l'arrière-plan provenant de la MALDI matrice. La réduction de l'intensité des métastables grappes de matrice par FTICR MS peut également aider à surmonter certains des interférences associées aux pics de la matrice sur d'autres instruments. Haute résolutioninstruments tels que les spectromètres de masse FTICR sont avantageux car ils peuvent produire des modèles de distribution de nombreux composés simultanément tout en offrant la confiance dans les identifications chimiques. Dithranol (DT; 1,8-dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) a déjà été rapporté comme une matrice MALDI pour l'imagerie des tissus. Dans ce travail, un protocole pour l'utilisation de MALDI DT pour l'imagerie des lipides endogènes à partir des surfaces des sections de tissus de mammifères, par-ion positif MALDI-MS, sur un hybride quadripolaire à ultra-haute résolution FTICR instrument a été fournie.

Introduction

Spectrométrie de masse imagerie (MSI) est une technique d'analyse pour déterminer la localisation et de distribution la répartition spatiale des composés sur la surface d'une coupe de tissu 1,2. Laser assistée par matrice de désorption / ionisation (MALDI) MSI pour l'analyse des peptides et des protéines a été utilisé pour plus d'une décennie et il ya eu de grandes améliorations dans les méthodes de préparation des échantillons, la sensibilité de détection, la résolution spatiale, la reproductibilité et le traitement des données de 3,4. En combinant les informations des sections histologiques colorées et expériences MSI, les médecins sont en mesure de corréler les distributions de composés spécifiques avec des caractéristiques intéressantes sur le plan physiopathologique 5.

Les modes de distribution de petites molécules, y compris les médicaments exogènes 6,7 et de leurs métabolites 8-10 ont également été interrogés par MALDI-MS imagerie des tissus 11. Les lipides sont peut-être le cla plus largement étudiéart de composés avec l'imagerie MALDI, à la fois dans les MS 12-17 et MS / MS 18 modes. L'utilisation de MALDI MSI pour l'imagerie du petit molécule a été limitée par plusieurs facteurs: 1) des matrices MALDI sont eux-mêmes de petites molécules (typiquement m / z <500), qui génèrent des signaux d'ions abondantes. Ces signaux abondantes peuvent supprimer l'ionisation des analytes à petites molécules et interférer avec leur 19,20 de détection. Sans solvant matrice revêtement 21, matrice sublimation 22, et de la matrice MALDI prérevêtue MS 23, entre autres, ont été développées pour améliorer MSI de petites molécules.

Nouvelles matrices qui peuvent améliorer l'analyse des composés de faible poids moléculaire sont d'un grand intérêt dans une petite molécule MSI. Ces matrices doivent fournir des signaux accrus d'analyte avec les signaux de la matrice diminué. Dans le mode ions positifs, le 2,5-dihydroxybenzoïque acide (DHB) et-4-hydroxycinnamique α-cyano acide (ACSSD) sont les deux matrices MALDI MS couramment utilisés pour MSI 24 </sup>. L'idéal serait de former une matrice de petits cristaux, de façon à préserver la localisation spatiale des analytes. DHB a tendance à former des cristaux plus grands, par conséquent, l'application de la matrice à l'aide de sublimation a été développé pour surmonter partiellement ce problème, et a permis l'utilisation de cette matrice pour l'imagerie sensible de phospholipides 22,25. 9-aminoacridine a été utilisé pour des analytes MSI protiques dans le mode ions positifs, et 26 pour les nucleotides et les phospholipides dans la négative, le mode ions 26 à 29. 2-mercaptobenzothiazole a été trouvée pour donner détection de MALDI efficace des lipides 30, et a été utilisée pour l'imagerie du cerveau de souris 31 gangliosides. La très haute résolution de la transformée de Fourier ion résonance cyclotron (FTICR) spectromètres de masse peuvent quelque peu atténuer ce problème en réglant les signaux d'analyte à partir des signaux de la matrice 32. Un autre avantage de l'utilisation de MS-FTICR est que les intensités des pôles de la matrice sont métastables réductioned 33, ce qui réduit également ces interférences 27.

L'utilisation de dithranol (DT; la 1,8-dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) sous forme de matrice MALDI pour l'imagerie des tissus a été précédemment rapporté 34. Dans ce travail en cours, un protocole détaillé est fourni pour l'utilisation de DT pour la MSI des lipides endogènes sur les surfaces des sections de tissu de lentille bovine, dans le mode ions positifs.

Protocol

Une. sectionnement des tissus Flash geler les spécimens d'émission, une fois récoltés, en utilisant de l'azote liquide, les expédier sur de la glace sèche (si l'expédition est requise), et de les stocker à -80 ° C jusqu'à ce que le sectionnement de tissu. (Si les échantillons commerciaux sont utilisés, veiller à ce que les échantillons sont préparés de cette manière.) Couper les organes à une taille gérable pour s'adapter à la cible MALDI. Coupez les parties n…

Representative Results

Des échantillons de tissus qui sont sectionnés et dégel monté sur les lames de verre recouvertes d'ITO doivent être intacts, sans déchirure visible. Pour de nombreux tissus, dégel des tissus montage direct sur une lame de verre recouverte d'ITO est acceptable. Pour certains tissus spécifiques comme objectif de bovin, vaste déchirure des tissus est souvent observé lorsque dégel montage direct est utilisé (figure 1a). Pré-revêtement de la lame de verre ITO avec de l'éthano…

Discussion

Les considérations les plus importants pour la réussite MALDI MSI sont: 1) la préparation des tissus, 2) le choix de la matrice; 3) l'application de la matrice, et 4) l'interprétation et l'analyse des données. Lorsque l'échantillon et la matrice sont préparées de manière appropriée, l'acquisition des données est automatisée MS. L'analyse des données de ce type d'expérience est assez de main-d'œuvre.

Préparation de tissu approprié est crucial p…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs tiennent à remercier Génome Canada et Génome Colombie-Britannique pour le financement de la plate-forme, et de soutien. Nous remercions également le Dr Carol E. Parker pour un examen critique du manuscrit et l'édition assistance. CHL remercie également le Britannique protéomique réseau britannique de soutien.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Rat Liver Pel-Freez Biologicals 56023-2
Bovine Calf Lens Pel-Freez Biologicals 57114-2 Sample should be decapsulated29 before use
Dithranol (DT) Sigma-Aldrich 10608 MALDI Matrix
α-Cyano-4-hydroxy-cinnamic Acid (CHCA) Sigma-Aldrich 70990 MALDI Matrix
2,5-Dihydroxybenzoic Acid (DHB) Sigma-Aldrich 85707 MALDI Matrix
Reserpine Sigma-Aldrich 83580
Terfenadine Sigma-Aldrich T9652
Formic Acid Sigma-Aldrich 14265
Ammonium Formate Sigma-Aldrich 14266
Ammonium Hydroxide Sigma-Aldrich 320145
Trifluoroacetic Acid (TFA) Sigma-Aldrich 302031
Water Sigma-Aldrich 39253
Methanol Sigma-Aldrich 34860
Acetonitrile Sigma-Aldrich 34967
Ethyl Acetate Sigma-Aldrich 34972
Isopropanol Sigma-Aldrich 34965
Chloroform Sigma-Aldrich 366927
Acetone Sigma-Aldrich 34850
Ethanol Commercial Alcohols 95%
ES Tuning Mix Agilent Technologies G2431A
ITO Coated Glass Slides Hudson Surface Technology PSI1207000 Ensure that samples are placed on the electrically conductive side
Wite-Out Shake-N-Squeeze Correction Pen Bic WOSQP11
Airbrush Sprayer Iwata Eclipse HP-CS
ImagePrep Bruker 249500-LS
MALDI adapter Bruker 235380

References

  1. Chaurand, P., Stoeckli, M., Caprioli, R. M. Direct Profiling of Proteins in Biological Tissue Sections by MALDI Mass Spectrometry. Anal. Chem. 71, 5263-5270 (1999).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples. Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).
  3. Amstalden van Hove, E. R., Smith, D. F., Heeren, R. M. A. A concise review of mass spectrometry imaging. J. Chromatogr. A. 1217, 3946-3954 (2010).
  4. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of Tissue Specimens by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging Mass Spectrometry in Biological and Clinical Research. Chem. Rev. Feb 11, (2013).
  5. Walch, A., Rauser, S., Deininger, S. -. O., Höfler, H. MALDI imaging mass spectrometry for direct tissue analysis: a new frontier for molecular histology. Histochem. Cell Biol. 130, 421-434 (2008).
  6. Hsieh, Y., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry for direct measurement of clozapine in rat brain tissue. Rapid Commun. Mass Spectrom. 20, 965-972 (2006).
  7. Trim, P. J., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization-ion mobility separation-mass spectrometry imaging of vinblastine in whole body tissue sections. Anal. Chem. 80, 8628-8634 (2008).
  8. Khatib-Shahidi, S., Andersson, M., Herman, J. L., Gillespie, T. A., Caprioli, R. M. Direct molecular analysis of whole-body animal tissue sections by imaging MALDI mass spectrometry. Anal. Chem. 78, 6448-6456 (2006).
  9. Atkinson, S. J., Loadman, P. M., Sutton, C., Patterson, L. H., Clench, M. R. Examination of the distribution of the bioreductive drug AQ4N and its active metabolite AQ4 in solid tumours by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 21, 1271-1276 (2007).
  10. Drexler, D. M., et al. Utility of imaging mass spectrometry (IMS) by matrix-assisted laser desorption ionization (MALDI) on an ion trap mass spectrometer in the analysis of drugs and metabolites in biological tissues. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 279-288 (2007).
  11. Prideaux, B., Stoeckli, M. Mass spectrometry imaging for drug distribution studies. J. Proteomics. 75, 4999-5013 (2012).
  12. Sugiura, Y., Setou, M. Imaging Mass Spectrometry for Visualization of Drug and Endogenous Metabolite Distribution: Toward In Situ Pharmacometabolomes. J. Neuroimmune Pharmacol. 5, 31-43 (2009).
  13. Garrett, T. J., Yost, R. A. Analysis of intact tissue by intermediate-pressure MALDI on a linear ion trap mass spectrometer. Anal. Chem. 78, 2465-2469 (2006).
  14. Woods, A. S., Jackson, S. N. Brain tissue lipidomics: direct probing using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. AAPS J. 8, 391-395 (2006).
  15. Cha, S., Yeung, E. S. Colloidal graphite-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry and MSn of small molecules. 1. Imaging of cerebrosides directly from rat brain tissue. Anal. Chem. 79, 2373-2385 (2007).
  16. Burnum, K. E., et al. Spatial and temporal alterations of phospholipids determined by mass spectrometry during mouse embryo implantation. J. Lipid Res. 50, 2290-2298 (2009).
  17. Veloso, A., et al. Anatomical distribution of lipids in human brain cortex by imaging mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 329-338 (2011).
  18. Tanaka, H., et al. Distribution of phospholipid molecular species in autogenous access grafts for hemodialysis analyzed using imaging mass spectrometry. Anal. Bioanalyt. Chem. 400, 1873-1880 (2011).
  19. Lou, X., van Dongen, J. L., Vekemans, J. A., Meijer, E. W. Matrix suppression and analyte suppression effects of quaternary ammonium salts in matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry: an investigation of suppression mechanism. Rapid Comm. Mass Spectrom. 23, 3077-3082 (2009).
  20. Knochenmuss, R., Karbach, V., Wiesli, U., Breuker, K., Zenobi, R. The matrix suppression effect in matrix-assisted laser desorption/ionization: application to negative ions and further characteristics. Rapid Commun. Mass Spectrom. 12, 529-534 (1998).
  21. Puolitaival, S. M., Burnum, K. E., Cornett, D. S., Caprioli, R. M. Solvent-free matrix dry-coating for MALDI imaging of phospholipids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 882-886 (2008).
  22. Hankin, J. A., Barkley, R. M., Murphy, R. C. Sublimation as a Method of Matrix Application for Mass Spectrometric Imaging. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 1646-1652 (2007).
  23. Grove, K. J., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. Matrix pre-coated MALDI MS targets for small molecule imaging in tissues. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 192-195 (2011).
  24. Fuchs, B., Süss, R., Schiller, J. An update of MALDI-TOF mass spectrometry in lipid research. Prog. Lipid Res. 49, 450-475 (2010).
  25. Murphy, R. C., Hankin, J. A., Barkley, R. M., Zemski Berry, K. A. MALDI imaging of lipids after matrix sublimation/deposition. Biochim. Biophys. Acta. 1811, 970-975 (2011).
  26. Vermillion-Salsbury, R. L., Hercules, D. M. 9-Aminoacridine as a matrix for negative mode matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Commun. Mass Spectrom. 16, 1575-1581 (2002).
  27. Hu, C., et al. Analytical strategies in lipidomics and applications in disease biomarker discovery. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 877, 2836-2846 (2009).
  28. Miura, D., et al. Ultrahighly sensitive in situ metabolomic imaging for visualizing spatiotemporal metabolic behaviors. Anal. Chem. 82, 9789-9796 (2010).
  29. Cerruti, C. D., Benabdellah, F., Laprevote, O., Touboul, D., Brunelle, A. MALDI Imaging and Structural Analysis of Rat Brain Lipid Negative Ions with 9-Aminoacridine Matrix. Anal. Chem. 84, 2164-2171 (2012).
  30. Astigarraga, E., et al. Profiling and Imaging of Lipids on Brain and Liver Tissue by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Using 2-Mercaptobenzothiazole as a Matrix. Anal. Chem. 80, 9105-9114 (2008).
  31. Whitehead, S. N., et al. Imaging mass spectrometry detection of gangliosides species in the mouse brain following transient focal cerebral ischemia and long-term recovery. PloS one. 6, e20808 (2011).
  32. Cornett, D. S., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. MALDI-FTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal. Chem. 80, 5648-5653 (2008).
  33. Deininger, S. O., et al. Normalization in MALDI-TOF imaging datasets of proteins: practical considerations. Anal. Bioanalyt. Chem. 401, 167-181 (2011).
  34. Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a MALDI matrix for tissue imaging of lipids by Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Anal. Chem. 84, 8391-8398 (2012).
  35. Han, J., Schey, K. L. MALDI Tissue Imaging of Ocular Lens α-Crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2990-2996 (2006).
  36. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J. Mass Spectrom. 38, 699-708 (2003).
  37. Chen, Y., et al. Imaging MALDI mass spectrometry of sphingolipids using an oscillating capillary nebulizer matrix application system. Meth. Mol. Biology. 656, 131-146 (2010).
  38. Han, J., et al. Towards high throughput metabolomics using ultrahigh field Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Metabolomics. 4, 128-140 (2008).
  39. Smith, C. A., et al. METLIN: a metabolite mass spectral database. Ther. Drug Monit. 27, 747-751 (2005).
  40. Wishart, D. S., et al. HMDB: a knowledgebase for the human metabolome. Nucleic Acids Res. 37, D603-D610 (2009).
  41. Hoteling, A. J., Erb, W. J., Tyson, R. J., Owens, K. G. Exploring the importance of the relative solubility of matrix and analyte in MALDI sample preparation using HPLC. Anal. Chem. 76, 5157-5164 (2004).
  42. Hoteling, A. J., Mourey, T. H., Owens, K. G. Importance of solubility in the sample preparation of poly(ethylene terephthalate. for MALDI TOFMS. Anal. Chem. 77, 750-756 (2005).
  43. Shroff, R., Rulísek, L., Doubsky, J., Svatos, A. Acid-base-driven matrix-assisted mass spectrometry for targeted metabolomics. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 106, 10092-10096 (2009).
  44. Eikel, D., et al. Liquid extraction surface analysis mass spectrometry (LESA-MS) as a novel profiling tool for drug distribution and metabolism analysis: the terfenadine example. Rapid Comm. Mass Spectrom. 25, 3587-3596 (2011).
  45. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Appl. Surf. Sci. 127 – 129, 226-234 (1998).
  46. O’Connor, P. B., Costello, C. E. Internal Calibration on Adjacent Samples (InCAS) with Fourier Transform Mass Spectrometry. Anal. Chem. 72, 5881-5885 (2000).
  47. Jing, L., Amster, I. J. An improved calibration method for the matrix-assisted laser desorption/ionization-Fourier transform ion cyclotron resononance analysis of 15N-metabolically- labeled proteome digests using a mass difference approach. Eur. J. Mass Spectrom. 18, 269-277 (2012).
  48. Zhang, L. -. K., Rempel, D., Pramanik, B. N., Gross, M. L. Accurate mass measurements by Fourier transform mass spectrometry. Mass Spectrom. Rev. 24, 286-309 (2005).
  49. Clemis, E. J., et al. Quantitation of spatially-localized proteins in tissue samples using MALDI-MRM imaging. Anal. Chem. 84, 3514-3522 (2012).
  50. Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry–looking beyond classical histology. Nat. Rev. Cancer. 10, 639-646 (2010).
  51. Oppenheimer, S. R., Mi, D., Sanders, M. E., Caprioli, R. M. Molecular analysis of tumor margins by MALDI mass spectrometry in renal carcinoma. J. Proteome Res. 9, 2182-2190 (2010).
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Citer Cet Article
Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a Matrix for Matrix Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging on a Fourier Transform Ion Cyclotron Resonance Mass Spectrometer. J. Vis. Exp. (81), e50733, doi:10.3791/50733 (2013).

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