Summary

Dithranol come Matrix Assisted Laser per Matrix desorbimento / ionizzazione Imaging su una trasformata di Fourier Ionorisonanza Ciclotronica Mass Spectrometer

Published: November 26, 2013
doi:

Summary

Dithranol (DT; 1,8-diidrossi-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) è stato precedentemente segnalato come una matrice MALDI per l'imaging tessuto di piccole molecole; protocolli per l'uso di DT per l'imaging MALDI di lipidi endogeni sul superficie di sezioni di tessuto di positivo-ion MALDI-MS su uno strumento quadrupolo-FTICR altissima risoluzione sono forniti qui.

Abstract

Spettrometria di massa di imaging (MSI) determina la localizzazione e distribuzione pattern spaziali di composti sulla superficie di una sezione di tessuto, principalmente utilizzando MALDI (matrice desorbimento laser assistita / ionizzazione) basati tecniche analitiche. Sono necessarie nuove matrici per piccola molecola MSI, che possono migliorare l'analisi di basso peso molecolare (MW) composti,. Queste matrici dovrebbero fornire maggiori segnali di analiti riducendo segnali di fondo MALDI. Inoltre, l'uso di strumenti ad altissima risoluzione, come trasformata di Fourier ciclotrone ionico (FTICR) spettrometri di massa, ha la capacità di risolvere segnali analita da segnali a matrice, e questo può parzialmente superare molti problemi associati con lo sfondo proveniente dalla MALDI matrice. La riduzione delle intensità dei cluster matrice metastabili di FTICR MS può anche contribuire a superare alcuni dei disturbi associati con picchi matrice su altri strumenti. Ad alta risoluzionestrumenti quali gli spettrometri di massa FTICR sono vantaggiosi in quanto possono produrre modelli di distribuzione di molti composti contemporaneamente pur fornendo fiducia in identificazioni chimici. Dithranol (DT; 1,8-diidrossi-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) è stato precedentemente segnalato come una matrice MALDI per imaging dei tessuti. In questo lavoro, un protocollo per l'uso di DT per MALDI imaging lipidi endogeni dalle superfici di sezioni di tessuto di mammifero, da positivo ioni MALDI-MS, su un ibrido quadrupolo altissima risoluzione sono stati inseriti strumento FTICR.

Introduction

Spettrometria di massa di imaging (MSI) è una tecnica analitica per la determinazione della localizzazione e distribuzione pattern spaziali di composti sulla superficie di una sezione di tessuto 1,2. Matrix desorbimento laser assistita / ionizzazione (MALDI) MSI per l'analisi di peptidi e proteine ​​è stato usato per più di un decennio e ci sono stati grandi miglioramenti nei metodi di preparazione del campione, sensibilità di rilevamento, risoluzione spaziale, riproducibilità ed elaborazione dati 3,4. Combinando le informazioni risultanti dalle sezioni istologicamente colorate ed esperimenti MSI, patologi sono in grado di correlare le distribuzioni di composti specifici con le caratteristiche fisiopatologicamente interessanti 5.

I modelli di distribuzione di piccole molecole, tra cui farmaci esogeni 6,7 e loro metaboliti 8-10 sono stati interrogati tramite MALDI-MS tissutale 11. I lipidi sono forse il cla più ampiamente studiatass di composti con immagini MALDI, sia nelle SM 12-17 e MS / MS 18 modalità. L'uso di MALDI MSI per l'imaging piccola molecola è stata limitata da diversi fattori: 1) matrici MALDI sono essi stessi piccole molecole (tipicamente m / z <500), che generano segnali di ioni abbondanti. Questi segnali abbondanti possono sopprimere la ionizzazione di analiti piccole molecole e interferire con la loro rilevazione 19,20. Rivestimento senza solventi matrice 21, matrice sublimazione 22, e la matrice preverniciato MALDI MS 23, tra gli altri, sono stati sviluppati per migliorare l'MSI di piccole molecole.

Le nuove matrici che possono migliorare l'analisi di composti a basso MW sono di grande interesse per la piccola molecola MSI. Queste matrici dovrebbero fornire maggiori segnali di analiti con i segnali a matrice diminuito. Nella modalità positiva di litio, 2,5-diidrossibenzoico acido (DHB) e α-ciano-4-idrossicinnamico acido (CHCA) sono le due matrici MALDI MS comunemente utilizzati per MSI 24 </sup>. La matrice ideale sarebbe formare piccoli cristalli, in modo da preservare la localizzazione spaziale degli analiti. DHB tende a formare cristalli più grandi, quindi applicando la matrice mediante sublimazione è stata sviluppata per superare parzialmente questo problema, e ha permesso l'uso di questa matrice per l'imaging sensibile dei fosfolipidi 22,25. 9-Aminoacridine è stato usato per MSI di analiti protici in modalità positiva di litio e 26 nucleotidi e fosfolipidi nella modalità 26-29 di ioni negativi. 2-mercaptobenzotiazolo è stato trovato che invia rilevamento MALDI efficiente di lipidi 30, ed è stato utilizzato per l'imaging di cervello di topo gangliosidi 31. La risoluzione ultra della trasformata di Fourier ioni ciclotrone risonanza (FTICR) spettrometri di massa possono in qualche modo alleviare questo problema, risolvendo i segnali di analiti dai segnali matrice 32. Un altro vantaggio dell'uso di FTICR-MS è che le intensità dei cluster matrice metastabili sono riduzioneed 33, che riduce anche queste interferenze 27.

L'uso di ditranolo (DT; 1,8-diidrossi-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) come matrice MALDI per imaging dei tessuti è stato precedentemente riportato 34. In questo lavoro attuale, un protocollo dettagliato è fornito per l'uso del DT per il MSI di lipidi endogeni sulle superfici delle sezioni di tessuto lente bovina, in modalità positiva di litio.

Protocol

1. Tissue Sezioni Flash-congelare i campioni di emissione, una volta raccolte, utilizzando azoto liquido, li spediremo in ghiaccio secco (se richiesto spedizione), e conservarli a -80 ° C fino al sezionamento dei tessuti. (Se si usano campioni commerciali, garantiscono che i campioni sono preparati in questo modo.) Tagliare gli organi a una dimensione gestibile per adattarsi al bersaglio MALDI. Tagliare le parti indesiderate dell'organo. Per questo studio qui descritto, lenti di vitello erano d…

Representative Results

I campioni di tessuto che sono sezionate e montate disgelo sui vetrini ITO rivestite devono essere intatti, senza strappi visibile. Per molti tessuti, montaggio su un vetrino ITO rivestito disgelo tessuto diretta è accettabile. Per alcuni tessuti specifici come obiettivo bovini, ampia lacerazione del tessuto è spesso visto durante il montaggio disgelo diretta viene utilizzato (Figura 1a). Prerivestimento del vetrino ITO con etanolo o acido formico (Figura 1b) aiuta a mantenere l…

Discussion

Le considerazioni più importanti per il successo MALDI MSI sono: 1) la preparazione dei tessuti; 2) scelta della matrice; 3) l'applicazione della matrice e 4) l'interpretazione dei dati e l'analisi. Quando il campione e la matrice sono opportunamente preparate, l'acquisizione dati MS è automatizzato. L'analisi dei dati da questo tipo di esperimento è piuttosto costosa.

Preparazione dei tessuti adeguato è fondamentale per il successo delle sperimentazioni MALDI MSI. La…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori vorrebbero riconoscere Genome Canada e Genome British Columbia per il finanziamento della piattaforma e supporto. Ringraziamo anche il Dott. Carol E. Parker per la revisione critica del manoscritto assistenza e la modifica. CHL grazie anche British Columbia Proteomica di rete per il supporto.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Rat Liver Pel-Freez Biologicals 56023-2
Bovine Calf Lens Pel-Freez Biologicals 57114-2 Sample should be decapsulated29 before use
Dithranol (DT) Sigma-Aldrich 10608 MALDI Matrix
α-Cyano-4-hydroxy-cinnamic Acid (CHCA) Sigma-Aldrich 70990 MALDI Matrix
2,5-Dihydroxybenzoic Acid (DHB) Sigma-Aldrich 85707 MALDI Matrix
Reserpine Sigma-Aldrich 83580
Terfenadine Sigma-Aldrich T9652
Formic Acid Sigma-Aldrich 14265
Ammonium Formate Sigma-Aldrich 14266
Ammonium Hydroxide Sigma-Aldrich 320145
Trifluoroacetic Acid (TFA) Sigma-Aldrich 302031
Water Sigma-Aldrich 39253
Methanol Sigma-Aldrich 34860
Acetonitrile Sigma-Aldrich 34967
Ethyl Acetate Sigma-Aldrich 34972
Isopropanol Sigma-Aldrich 34965
Chloroform Sigma-Aldrich 366927
Acetone Sigma-Aldrich 34850
Ethanol Commercial Alcohols 95%
ES Tuning Mix Agilent Technologies G2431A
ITO Coated Glass Slides Hudson Surface Technology PSI1207000 Ensure that samples are placed on the electrically conductive side
Wite-Out Shake-N-Squeeze Correction Pen Bic WOSQP11
Airbrush Sprayer Iwata Eclipse HP-CS
ImagePrep Bruker 249500-LS
MALDI adapter Bruker 235380

References

  1. Chaurand, P., Stoeckli, M., Caprioli, R. M. Direct Profiling of Proteins in Biological Tissue Sections by MALDI Mass Spectrometry. Anal. Chem. 71, 5263-5270 (1999).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples. Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).
  3. Amstalden van Hove, E. R., Smith, D. F., Heeren, R. M. A. A concise review of mass spectrometry imaging. J. Chromatogr. A. 1217, 3946-3954 (2010).
  4. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of Tissue Specimens by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging Mass Spectrometry in Biological and Clinical Research. Chem. Rev. Feb 11, (2013).
  5. Walch, A., Rauser, S., Deininger, S. -. O., Höfler, H. MALDI imaging mass spectrometry for direct tissue analysis: a new frontier for molecular histology. Histochem. Cell Biol. 130, 421-434 (2008).
  6. Hsieh, Y., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry for direct measurement of clozapine in rat brain tissue. Rapid Commun. Mass Spectrom. 20, 965-972 (2006).
  7. Trim, P. J., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization-ion mobility separation-mass spectrometry imaging of vinblastine in whole body tissue sections. Anal. Chem. 80, 8628-8634 (2008).
  8. Khatib-Shahidi, S., Andersson, M., Herman, J. L., Gillespie, T. A., Caprioli, R. M. Direct molecular analysis of whole-body animal tissue sections by imaging MALDI mass spectrometry. Anal. Chem. 78, 6448-6456 (2006).
  9. Atkinson, S. J., Loadman, P. M., Sutton, C., Patterson, L. H., Clench, M. R. Examination of the distribution of the bioreductive drug AQ4N and its active metabolite AQ4 in solid tumours by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 21, 1271-1276 (2007).
  10. Drexler, D. M., et al. Utility of imaging mass spectrometry (IMS) by matrix-assisted laser desorption ionization (MALDI) on an ion trap mass spectrometer in the analysis of drugs and metabolites in biological tissues. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 279-288 (2007).
  11. Prideaux, B., Stoeckli, M. Mass spectrometry imaging for drug distribution studies. J. Proteomics. 75, 4999-5013 (2012).
  12. Sugiura, Y., Setou, M. Imaging Mass Spectrometry for Visualization of Drug and Endogenous Metabolite Distribution: Toward In Situ Pharmacometabolomes. J. Neuroimmune Pharmacol. 5, 31-43 (2009).
  13. Garrett, T. J., Yost, R. A. Analysis of intact tissue by intermediate-pressure MALDI on a linear ion trap mass spectrometer. Anal. Chem. 78, 2465-2469 (2006).
  14. Woods, A. S., Jackson, S. N. Brain tissue lipidomics: direct probing using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. AAPS J. 8, 391-395 (2006).
  15. Cha, S., Yeung, E. S. Colloidal graphite-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry and MSn of small molecules. 1. Imaging of cerebrosides directly from rat brain tissue. Anal. Chem. 79, 2373-2385 (2007).
  16. Burnum, K. E., et al. Spatial and temporal alterations of phospholipids determined by mass spectrometry during mouse embryo implantation. J. Lipid Res. 50, 2290-2298 (2009).
  17. Veloso, A., et al. Anatomical distribution of lipids in human brain cortex by imaging mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 329-338 (2011).
  18. Tanaka, H., et al. Distribution of phospholipid molecular species in autogenous access grafts for hemodialysis analyzed using imaging mass spectrometry. Anal. Bioanalyt. Chem. 400, 1873-1880 (2011).
  19. Lou, X., van Dongen, J. L., Vekemans, J. A., Meijer, E. W. Matrix suppression and analyte suppression effects of quaternary ammonium salts in matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry: an investigation of suppression mechanism. Rapid Comm. Mass Spectrom. 23, 3077-3082 (2009).
  20. Knochenmuss, R., Karbach, V., Wiesli, U., Breuker, K., Zenobi, R. The matrix suppression effect in matrix-assisted laser desorption/ionization: application to negative ions and further characteristics. Rapid Commun. Mass Spectrom. 12, 529-534 (1998).
  21. Puolitaival, S. M., Burnum, K. E., Cornett, D. S., Caprioli, R. M. Solvent-free matrix dry-coating for MALDI imaging of phospholipids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 882-886 (2008).
  22. Hankin, J. A., Barkley, R. M., Murphy, R. C. Sublimation as a Method of Matrix Application for Mass Spectrometric Imaging. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 1646-1652 (2007).
  23. Grove, K. J., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. Matrix pre-coated MALDI MS targets for small molecule imaging in tissues. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 192-195 (2011).
  24. Fuchs, B., Süss, R., Schiller, J. An update of MALDI-TOF mass spectrometry in lipid research. Prog. Lipid Res. 49, 450-475 (2010).
  25. Murphy, R. C., Hankin, J. A., Barkley, R. M., Zemski Berry, K. A. MALDI imaging of lipids after matrix sublimation/deposition. Biochim. Biophys. Acta. 1811, 970-975 (2011).
  26. Vermillion-Salsbury, R. L., Hercules, D. M. 9-Aminoacridine as a matrix for negative mode matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Commun. Mass Spectrom. 16, 1575-1581 (2002).
  27. Hu, C., et al. Analytical strategies in lipidomics and applications in disease biomarker discovery. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 877, 2836-2846 (2009).
  28. Miura, D., et al. Ultrahighly sensitive in situ metabolomic imaging for visualizing spatiotemporal metabolic behaviors. Anal. Chem. 82, 9789-9796 (2010).
  29. Cerruti, C. D., Benabdellah, F., Laprevote, O., Touboul, D., Brunelle, A. MALDI Imaging and Structural Analysis of Rat Brain Lipid Negative Ions with 9-Aminoacridine Matrix. Anal. Chem. 84, 2164-2171 (2012).
  30. Astigarraga, E., et al. Profiling and Imaging of Lipids on Brain and Liver Tissue by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Using 2-Mercaptobenzothiazole as a Matrix. Anal. Chem. 80, 9105-9114 (2008).
  31. Whitehead, S. N., et al. Imaging mass spectrometry detection of gangliosides species in the mouse brain following transient focal cerebral ischemia and long-term recovery. PloS one. 6, e20808 (2011).
  32. Cornett, D. S., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. MALDI-FTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal. Chem. 80, 5648-5653 (2008).
  33. Deininger, S. O., et al. Normalization in MALDI-TOF imaging datasets of proteins: practical considerations. Anal. Bioanalyt. Chem. 401, 167-181 (2011).
  34. Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a MALDI matrix for tissue imaging of lipids by Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Anal. Chem. 84, 8391-8398 (2012).
  35. Han, J., Schey, K. L. MALDI Tissue Imaging of Ocular Lens α-Crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2990-2996 (2006).
  36. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J. Mass Spectrom. 38, 699-708 (2003).
  37. Chen, Y., et al. Imaging MALDI mass spectrometry of sphingolipids using an oscillating capillary nebulizer matrix application system. Meth. Mol. Biology. 656, 131-146 (2010).
  38. Han, J., et al. Towards high throughput metabolomics using ultrahigh field Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Metabolomics. 4, 128-140 (2008).
  39. Smith, C. A., et al. METLIN: a metabolite mass spectral database. Ther. Drug Monit. 27, 747-751 (2005).
  40. Wishart, D. S., et al. HMDB: a knowledgebase for the human metabolome. Nucleic Acids Res. 37, D603-D610 (2009).
  41. Hoteling, A. J., Erb, W. J., Tyson, R. J., Owens, K. G. Exploring the importance of the relative solubility of matrix and analyte in MALDI sample preparation using HPLC. Anal. Chem. 76, 5157-5164 (2004).
  42. Hoteling, A. J., Mourey, T. H., Owens, K. G. Importance of solubility in the sample preparation of poly(ethylene terephthalate. for MALDI TOFMS. Anal. Chem. 77, 750-756 (2005).
  43. Shroff, R., Rulísek, L., Doubsky, J., Svatos, A. Acid-base-driven matrix-assisted mass spectrometry for targeted metabolomics. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 106, 10092-10096 (2009).
  44. Eikel, D., et al. Liquid extraction surface analysis mass spectrometry (LESA-MS) as a novel profiling tool for drug distribution and metabolism analysis: the terfenadine example. Rapid Comm. Mass Spectrom. 25, 3587-3596 (2011).
  45. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Appl. Surf. Sci. 127 – 129, 226-234 (1998).
  46. O’Connor, P. B., Costello, C. E. Internal Calibration on Adjacent Samples (InCAS) with Fourier Transform Mass Spectrometry. Anal. Chem. 72, 5881-5885 (2000).
  47. Jing, L., Amster, I. J. An improved calibration method for the matrix-assisted laser desorption/ionization-Fourier transform ion cyclotron resononance analysis of 15N-metabolically- labeled proteome digests using a mass difference approach. Eur. J. Mass Spectrom. 18, 269-277 (2012).
  48. Zhang, L. -. K., Rempel, D., Pramanik, B. N., Gross, M. L. Accurate mass measurements by Fourier transform mass spectrometry. Mass Spectrom. Rev. 24, 286-309 (2005).
  49. Clemis, E. J., et al. Quantitation of spatially-localized proteins in tissue samples using MALDI-MRM imaging. Anal. Chem. 84, 3514-3522 (2012).
  50. Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry–looking beyond classical histology. Nat. Rev. Cancer. 10, 639-646 (2010).
  51. Oppenheimer, S. R., Mi, D., Sanders, M. E., Caprioli, R. M. Molecular analysis of tumor margins by MALDI mass spectrometry in renal carcinoma. J. Proteome Res. 9, 2182-2190 (2010).
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Citer Cet Article
Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a Matrix for Matrix Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging on a Fourier Transform Ion Cyclotron Resonance Mass Spectrometer. J. Vis. Exp. (81), e50733, doi:10.3791/50733 (2013).

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