Summary
De voeding circuit in Drosophila melanogaster larven serveert een eenvoudige maar krachtige model waarmee veranderingen in de voeding koers die moet worden gecorreleerd met veranderingen in de stomatogastric neurale circuits. Dit circuit bestaat uit centrale serotonerge neuronen die uitsteeksels aan de mond haken en de voordarm sturen.
Abstract
De serotonerge voedingscircuit in Drosophila melanogaster larven kan worden gebruikt om neuronale substraten van cruciaal belang te onderzoeken gedurende de ontwikkeling van de schakeling. De functionele uitgang van de schakeling, voeding, veranderingen in de neuronale architectuur van het stomatogastric systeem kan worden gevisualiseerd. Eetgedrag kan worden opgenomen door het observeren van de snelheid van het terugtrekken van de mond haken, die innervatie ontvangen van de hersenen. Locomotorisch gedrag wordt gebruikt als fysiologische controle van voeding, omdat larven gebruiken hun mond haken over doorkruisen een agar substraat. Veranderingen in eetgedrag kan worden gecorreleerd met de axonalestructuur van de neurites innerveren de darm. Middels immunohistochemie het mogelijk te visualiseren en kwantificeren deze veranderingen. Onjuiste behandeling van de larven tijdens gedrag paradigma kan gegevens veranderen, ze zijn erg gevoelig voor manipulaties. Goede beeldvorming van de neuriet architectuur innerverendede darm is essentieel voor nauwkeurige kwantificering van het aantal en de grootte van spataderen en de omvang van vertakkingsknooppunten. Analyse meeste circuits staan alleen voor visualisatie van neurieten architectuur of gedragseffecten, maar dit model kan men de functionele uitgang van de schakeling met de beperkingen in neuronale architectuur correleren.
Introduction
Drosophila is een zeer krachtige modelsysteem voor het bestuderen neurale circuit ontwikkeling als gevolg van de snelle generatie tijd, lage experimentele kosten, en de mogelijkheid om genetische en omgevingsfactoren te manipuleren en te controleren. Neurogenese, neuronale pad vinden en synaptogenese zijn geconserveerd tussen mens en Drosophila, dus de mechanismen in het creëren, onderhouden en aanpassen van neurale circuits zijn zo goed geconserveerd.
Klassiek neurotransmitters, zoals serotonine (5-hydroxytryptamine of 5-HT) kan dienen als groeifactoren alvorens hun rol als signaalmoleculen in de mature neurale circuit 1-3 Eerdere studies hebben aangetoond dat de niveaus van 5-HT verstoord tijdens embryogenese de connectiviteit van rijpe neuronen 4 wijzigen. Anderen hebben aangetoond dat ectopische toepassing van 5-HT gekweekte Helisoma neuronen onderdrukken neuriet uitgroei en synaptogenese 5-7. In Drosophila zijn ontwikkelings 5-HT niveaus omgekeerd evenredig varicosity aantal en de grootte, alsmede de mate van aborization langs de lengte van neurieten projecteert de voordarm van het CZS 8.
Serotonerge neurotransmissie is aangetoond dat het voeden gedrag moduleren in diverse soorten, zoals Drosophila 8-9. Het voedingscircuit in Drosophila is een relatief eenvoudige schakeling die kan worden gebruikt als een model om de functionele uitgang (voeding) correleren met veranderingen in de ontwikkeling van de axonale uitsteeksels van de hersenen naar de voordarm. Schoofs et al.. hebben aangetoond dat Drosophila larven wordt geregeld door centrale patroon generatoren die de musculatuur 10 beïnvloeden. Hoewel de specifieke spier anatomie is niet volledig begrepen, is aangetoond dat de antennaal zenuw, maxillaire zenuw, en prothoracale accessoire zenuw zijn verantwoordelijk voor de spieren betrokken in devoedingsgedrag. De meeste gegevens die voortvloeien uit de spieren en zenuwen anatomie van ongewervelde voeding is beperkt tot Calliphora larven.
Het rantsoen van larven tweede instar kan worden beoordeeld door het terugtrekken van de cephalopharyngeal sklerieten (mond haken), en is reproduceerbaar en high-throughput. De cephalopharyngeal platen worden geïnnerveerd door vezels van de centrale 5-HT neuronen via de frontale zenuw. De bijmaag of foregut, geïnnerveerd door serotonerge vezels (recurrensparese zenuw) dat fasciculate in de middendarm en zijn verantwoordelijk voor contracties van de voordarm (figuur 1) 11-12. Veranderingen in axonale vertakkingen, en het aantal en de grootte van varicosities langs de neuriet lengte, kan worden gekwantificeerd met behulp van immunohistochemische technieken. Manipuleren neuronale 5-HT gedurende de ontwikkeling, direct of indirect, de functionele output van dit voedingscircuit, die mogelijk is en gecorreleerd met veranderingen in de morpholo wijzigengy van de neurieten architectuur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Onderhoud van Bevolking Cages
- Handhaaf bevolking kooien bij 25 ° C op een 12 uur licht-donker cyclus. Zolang de controle-en experimentele groepen worden blootgesteld aan dezelfde lichtomstandigheden, dan is deze techniek kan worden uitgevoerd in een standaard laboratorium omgeving.
- Laat vrouwtjes om eieren 's nachts leggen op appelsap-agar platen.
- Verzamel pas uitgekomen larven door het onderhouden platen met opnieuw gedeponeerde eieren bij 25 ° C gedurende 24 uur. Plaats een kleine klodder gist in het midden van de plaat uitgekomen larven trekken.
- Verzamel larven 1 e instar dat in het centrum van de appelsap plaat zijn gemigreerd naar de gist pasta. Gebruik een metalen spatel over te dragen aan een verse appelsap plaat. Aanvullende gist pasta kan worden toegevoegd om te zorgen voor voldoende voedsel totdat de testen worden uitgevoerd. Druivensap platen kunnen ook worden gebruikt in plaats van appelsap platen.
- Verkrijgen late 2de-begin 3 e instar larvae doordat 1 st instars de leeftijd voor 40-48 uur. Binnen dit bereik het voederen tarieven zijn constant 13. Leeftijd kan worden bevestigd door onderzoek van de mond haken zoals er verschillende veranderingen in deze structuur met elkaar larvale molt.
- Larven late 2 e-begin 3 e instar worden verzameld voor het gedrag testen door voorzichtig en grondig wassen van appelsap platen met water en het verzamelen van de larven op een zeef. De larven worden vervolgens overgebracht naar een agarplaat.
- Alle analyses worden parallel met de controle en experimentele dieren.
2. Behavioral Paradigm - Locomotion
- Plaats een larve 3e instar op een 2% agar substraat 100 mm weefselkweekplaat en laat de larve te acclimatiseren gedurende 30 sec. Larven gebruiken hun cephalopharyngeal sklerieten (mondhaken) hun lichaam voort te bewegen over het oppervlak van de agar substraat. Dit wordt gedaan op een aparte plaat omdat ikt is moeilijker om het lichaam contracties in de gist oplossing visualiseren het dier is bijna dezelfde kleur als de gist.
- Observeren en elke posterior naar anterior beweging over het substraat gedurende 1 minuut. n = 20 voor elk genotype. Niet meer dan 10 dieren worden getest per plaat.
3. Gedrag Paradigm - Feeding
- Het gebruik van botte Inox # 5 pincet voorzichtig overdracht van de larve 3 e instar van het bewegingsapparaat agar plaat naar het centrum van een agar-gevuld bord bedekt met 5 ml gist oplossing 2% geactiveerd bakker. Zorg ervoor dat de oplossing homogeen is als de gist zal regelen in de tijd. Toen in de gist oplossing, zullen larven grotendeels blijven bestaan en diervoeders, het vergemakkelijken van observatie van het gedrag. Het tarief van de mond haak contracties direct correleert met de hoeveelheid voedsel ingenomen 14.
- Laat larve om te acclimatiseren voor 30 sec.
- Observeren en registreren het aantalmond haak weeën gedurende een periode van 1 minuut. n = 20 voor elk genotype.
4. Larvale Gut Dissecties
- Maak een 4% EM-gehalte formaldehyde fixatie oplossing in 1x fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) en plaats in een 3-spot goed glas.
- Ontleden voorzichtig uit zwerven late 3 e instar larven lef in een 3-put glazen schaal met behulp van 1x PBS-oplossing, Zorg ervoor dat elke keer dat de proventriculus intact wordt gelaten. Met een pincet, houdt het achterste einde, en met de andere, houdt de mond haken. Houd het achterste einde onbeweeglijk, trek op de mond haken om de toegang tot het lef te krijgen. Verwijder alle weefsels (speekselklieren, hersenen, lichaam vet, enz.), dan breng elke darm naar de 3-well schotel met de formaldehyde fix. Wandering 3 e larve worden gebruikt omdat in dit stadium van de ontwikkeling, de larve ophouden voeden ter voorbereiding van verpopping, en de proventriculus verwijdering van gist. <li> Incubeer lef bij 4 ° C gedurende de nacht in een ondoorzichtige weefselkweek doos.
- Voor het verwijderen van formaldehyde fixatie oplossing uit putten, verwijder de maag caeca en clip de middendarm ~ 150 micrometer 2 van de proventriculus zodat projecties duidelijk kan worden bekeken zonder belemmering.
- Verwijder formaldehyde oplossing uit de putjes en vervangen door 1x PBT (1x PBS, 0,1% protease-vrij runderserumalbumine, 0,1% Triton X-100) bufferoplossing. Grondig lef 6x voor 10 min in 1x PBT. Plaats weefselmonsters op een mechanische rotator terwijl het doen wasbeurten.
- Incubeer bij 4 ° C gedurende 1 uur in 10 -6 M 5-HT serotonine signalering versterken. Grondig lef 6x voor 10 min in 1x PBT. Eerdere studies hebben aangetoond dat deze concentratie van exogeen 5-HT geen invloed neuronale architectuur of varicosity dichtheid in immunohistochemische analysen en eenvoudig verbetert de signaal-ruisverhouding 15-16.
- Incubeer bij 4 &# 176; C overnacht in anti-serotonine primaire antilichaam (monoklonaal getogen in muis of polyklonale getogen in konijn). Grondig lef 6x voor 10 min in 1x PBT. Plaats weefselmonsters op een mechanische rotator terwijl het doen wasbeurten.
- Incubeer bij 4 ° C gedurende 90 min in secundair antilichaam (Alexa Fluor 568 geit anti-muis of anti-konijn IgG, 1:400 verdunning). Grondig lef 6x voor 10 min in 1x PBT. Plaats weefselmonsters op een mechanische rotator terwijl het doen wasbeurten.
- Incubeer in 4 mM natriumcarbonaat gedurende 10 minuten op een mechanische rotator, dan monteren in 4% n-propyl gallate/20 mM natriumcarbonaat, en uitzicht onder fluorescentie. Natriumcarbonaat wordt gebruikt om de monsters te converteren naar de buffer en pH in het afdekmedia.
- Beelden vastleggen van immunogekleurde weefselmonsters bij 400X vergroting voor analyse.
5. Analyse van de neurale circuits
- Neuriet vezels werden gekwantificeerd (aantal en grootte van varicositiesen de mate van vertakking) gebruik Neuroleucida en Neuroexplorer. Dit kan echter ook handmatig worden uitgevoerd of met behulp van Simple neuriet Tracer (een gratis applicatie die online kunnen worden gedownload).
- Trace van de individuele vezel projecties van de hersenen naar de proventriculus en te kwantificeren varicosity nummer, takken en het aantal grote varicosities per lengte-eenheid. De axonale vezels projecteren van de hersenen worden gebundeld in de recurrens zenuw en zijn niet toegankelijk voor analyse totdat ze de proventriculus waar ze scheiden en fasciculate bereiken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De serotonerge voedingscircuit van de Drosophila larven kan dienen als een zeer effectieve model om de invloed van bepaalde factoren zenuwstelselontwikkeling observeren. Door kwantificeren toevoersnelheid, is het mogelijk om de axonalestructuur van de voedingscircuit verbinden met functionele uitgang (figuur 1). De motorische test wordt gebruikt als een fysiologische controle voor intrekkingen van de mond haken, aangezien larven gebruiken hun mond haken om zich voort te bewegen over het oppervlak van de agar. Er mag geen verschil in motorische respons tussen controle en mutante genotypen als mutaties alleen invloed op het voedingscircuit 8 (Figuur 2A). Als significante verschillen zich voordoen, is het mogelijk het larvale gedrag werd aangetast door onjuiste behandeling. Als de larven stop tijdens de test om te proberen te graven door de agar substraat, kunnen zij te oud zijn, en waarschijnlijk de overgang naar zwerven stadia.Het is ook mogelijk de agar substraat te hard zijn, waardoor het moeilijk larven mondhaken de agar substraat grijpen, dit kan door bevochtigen het agar oppervlak worden gericht.
Deze test kan worden gebruikt om te beoordelen of Drosophila stammen met neuronale anatomische defecten invloed ontwikkeling van de serotonerge voedingscircuit. De mutant ellipsoïde lichaam geopend (Ebo 3) heeft een structureel defect in de ellipsoïde lichaam van het centrale complex. Vergelijking met het wild-type ouderlijke Canton-S stam, CS wu, blijkt dat deze anatomische afwijkingen tijdens de hersenontwikkeling resultaat bij depressieve borstvoeding tijdens de motoriek wordt niet beïnvloed (Figuur 2B).
De anatomische defecten in Ebo 3 mutanten lijken de ontwikkeling van de neurieten architectuur van de darm veranderen. Figuur 3 toont de veranderingen in vezel architectuur in de Ebo 3 larven bedrijrode CS wu, deze larven vertonen een toename van vertakking en een toename van het aantal kleine en grote varicosities langs de lengte van neurieten. Let op de tak nodes (pijlen), varicosities (pijlpunten), en grote varicosities (sterretjes). Figuur 4 geeft de kwantificering van deze beelden.
Goede kwantificering van de axonalestructuur vereist dat de beelden zijn zeer duidelijk. Figuur 5A geeft een beeld geschikt voor analyse. Afbeeldingen van mindere kwaliteit zal het moeilijk om onderscheid te maken tussen de vezel en varicosities (Figuur 5B). Bij het fotograferen van de vezel architectuur, voorkomen dat beelden die de uitsteeksels aan het voorste van de bijmaag, omdat de vezels strak zijn gebundeld en loskomen van elkaar en lijkt alsof ze vertakt zijn. Meer posterieure vezels binnen de middendarm zijn meer vertakt omdat ze fasciculate zodra ze een opnieuw in binnen dit weefsel. Kwantificering van tak en varicosity aantal en de grootte van spataderen, kan handmatig of via een programma ontworpen voor het doel van het bestuderen neuriet morfologie, zoals Neuroleucida geanalyseerd. Zolang de proventriculus niet wordt beschadigd tijdens de immunohistochemische protocol, en het beeld scherp is, zullen de voorbereidingen aanvaardbaar zijn voor beeldvorming en analyse. Als de vezel architectuur is duidelijk te onderscheiden van de achtergrond, en als individuele varicosities kan worden geïdentificeerd aan de neurieten lengte, geschikt voor analyse het preparaat. Ook als individuele varicosities kan worden uit de rest van de vezel, is ook een andere indicator beeld kwaliteit voor analyse. Alle vezels worden geanalyseerd, met uitzondering van degenen die buiten het bereik van de focus (in sommige gevallen de vezels zal curve tussen meerdere vlakken van focus).
es/ftp_upload/51062/51062fig1.jpg "width =" 500px "/>
Figuur 1. De larven circuit. Fillet Een van larve 3e instar tonen hersenen en dierlijke weefsels (A). Gut weefsels ontleed van larven 3e instar werden immunogekleurd met een antilichaam opgewekt tegen Drosophila neuronale tryptofaan hydroxylase (DtrG, B) of 5-HT ( C). A, B. E, de slokdarm; Mh, mond haken, Pr, proventriculus, Br, hersenen (let op het patroon van de 5-HT neuronen). Pijlpunt wijst de frontale zenuw, pijl, de recurrens zenuwen C.. proventriculus tonen axonale vezels (pijlpunten). Schaal bar = 20 micrometer. Klik hier voor grotere afbeelding .
<br /> Figuur 2. Anatomische afwijkingen tijdens de ontwikkeling van de hersenen leidt tot depressieve eetgedrag. De dieren werden getest op het bewegingsapparaat (A) en het voeden gedrag (B). Locomotion was onaangetast. n = 20 voor elke gedrags assay 2-3 onafhankelijke experimenten. **** P <0,0001, ongepaarde t-test. Lijnen boven de grafiek af te beelden standaardafwijking van het gemiddelde. Klik hier voor grotere afbeelding .
Figuur 3. Anatomische afwijkingen tijdens de ontwikkeling van het CZS leidt aberratie darm vezelarchitectuur. Darmweefsel losgesneden van larven 3e instar en immunologisch gekleurd met anti-5-HT. Pijl vertegenwoordigt tak knooppunt. Pijlpunt geeft een klein varicosity. Asterisk demerkt grote varicosity. Schaal bar = 40 micrometer. Klik hier voor grotere afbeelding .
Figuur 4. Anatomische afwijkingen tijdens de ontwikkeling van de hersenen leiden tot afwijkende darm vezelarchitectuur. Analyse van Proventricular weefsel van larven 3 e instar ontleed en geïncubeerd met anti-5-HT. Neuriet vertakking (A), totaal aantal varicosities per 0,1 mm neuriet lengte (B) en het aantal grote varicosities (> 1 pm 2) per 0,1 mm lengte (C). CS wu, 20 vezels van 17 lef van 2 onafhankelijke experimenten, ebo 3, 20 vezels van 18 lef uit 3 onafhankelijke experimenten. **** P <0,0001, ** p <0,01, * p <0,05, ongepaarde ttest Lines bovenstaande grafiek tonen standaardafwijking van het gemiddelde. Klik hier voor grotere afbeelding .
Figuur 5. Image Slechte kwaliteit kwaliteit van de beelden is belangrijk voor een goede kwantificering van darm vezelarchitectuur. Gut weefsels ontleed uit larven CS wu 3 instar en immunostained met anti-5-HT. (A). Beeld Goede kwaliteit. (B).. Schaal bar = 40 micrometer. Klik hier voor grotere afbeelding .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Afwijkende ontwikkeling van het serotonerge stomatogastric circuit, die optreedt tijdens de late embryogenese, zal haar volwassen functie beïnvloeden. Veranderingen in de neurieten architectuur innerveert darm kan worden gecorreleerd met de functionele uitgang van de schakeling, die toevoersnelheid (gemeten via de mond haak contracties in een gist oplossing) (figuur 1). Het gebruik van de UAS-Gal4 bipartiete Drosophila systeem maakt het mogelijk om specifiek richten omhoog of omlaag-gereguleerde expressie van een bepaald transcript een specifiek weefsel, veranderingen in expressie van een bepaald eiwit kan nauwkeurig worden gekwantificeerd met de juiste instrumenten. Deze techniek kan worden gebruikt om de hersenen, en zelfs neuronale subsets nodig is voor ontwikkeling van een bepaald neuraal circuit helderen.
De motorische test wordt gebruikt om te bevestigen dat de larven niet anders fysiologisch gecompromitteerd, daarom larven 40 lichaamswand contracties of minder shoULD van analyses (figuur 2A) uitgesloten. Dit kan gebeuren hetzij omdat het genotype veroorzaakt lichamelijke afwijkingen, of omdat individuele dieren zijn gewond geraakt tijdens de behandeling. Bovendien, de temperatuur van de ruimte waarin de test wordt uitgevoerd moet worden gecontroleerd, omdat koelere of warmere temperaturen de gegevens kunnen beïnvloeden. Het wordt aanbevolen om dit gedrag analyse uit te voeren tussen de 24-26 ° C. Op dagen wanneer de temperatuur van de testkamer koeler, de agar de neiging te verharden, daarom zal opnieuw bevochtigen van de agarplaat vereist na elke locomotief test voltooid te zorgen voor de agar voldoende zacht. Het is belangrijk om de agar plaat voor vervoer vochtig (niet nat) zodat de larven over het oppervlak reizen en te voorkomen gravende houden. Koelere temperaturen beïnvloeden ook de prestaties van de larven op de agar substraat larven vaak reizen naar preferentiële temperaturen (24-26 ° C) 17-18. No meer dan 10 dieren worden getest per plaat, en gooi elke plaat met gaatjes in de agar substraat.
Bij het uitvoeren van de voeding test, is het belangrijk te beseffen dat de gistsuspensie zal regelen tijd, wervelen van de gist op de plaat zorgt de gist blijft egaal over de assay. Verminderd zicht van de mond haken kan optreden als de gist oplossing wordt te geconcentreerd. Gezonde larven geplaatst in de gist media contract hun mond haken ongeveer 150-170 keer per minuut; verminderde voeding kan zo laag zijn als 120, en de bovengrens is 210.
Bij het uitvoeren van de immunohistochemische protocol, is het verstandig om zowel de controle en experimentele weefselmonsters parallel immunostain vergelijkbare kwaliteit van weefselmonsters te garanderen. Immunofluorescentie van de neurieten architectuur innerveren de darm kan worden verbeterd door incuberen weefselmonsters in primair antilichaam gedurende een nacht bij 4 ° C. De incubatie of antilichamen bij 4 ° C verbetert de signaal-ruisverhouding (Figuur 5). De kwaliteit van de beelden is zeer belangrijk, omdat dit essentieel voor nauwkeurige kwantificering van de vezel architectuur (figuur 3) veranderingen in vertakking en varicosity en grootte (figuur 4) te onthullen. De kwaliteit van de weefselmonsters kunnen worden vernietigd als de rotator gebruikt tijdens periodes was verhit op elke plaats van continu gebruik. Terwijl de beeldvorming van de weefselmonsters zeker niet om monsters te verlaten onder de microscoop licht te lang, omdat dit de immunofluorescentie van de monsters, niet alleen degene die momenteel in focus, maar omliggende monsters, alsook zal verminderen. Analyse van de vezel architectuur kan eenvoudig worden aangevuld met behulp van software, maar kan ook handmatig worden uitgevoerd. Indeling van kleine en grote varicosities verwijzen naar het gebied van de varicosities, varicosities meten groter dan 1 micrometer 2 worden geclassificeerd als grote varicosities.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
We hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs willen graag Fonds de president voor Onderzoek van Saint Louis University toegekend aan WSN erkennen
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Eclipse E-800 Microscope | Nikon Instruments | ||
| Neuroleucida | MBF Biosciences | NL-15 | Used to analyze gut fiber architecture, not necessary to have |
| Northern Eclipse | Empix Inc | Imaging software | |
| G-2E/C TRITC EX 528-553 | Nikon Instruments | 96312 | Filter for specific secondary antibody |
| N.A. 0.75; W.D. 0.72 mm; DIC Prism: 40xI, 40x I-C; Spring loaded | Nikon Instruments | MRH00400 | Objective used for imaging |
| Simple Neurite Tracer | NIH Image J | http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer |
References
- Weiss, E., Maness, P., Lauder, J. Why do neurotransmitters act like growth factors? Perspect Dev Neurobiol. 5, 323-335 Forthcoming.
- Herlenius, E., Lagercrantz, H. Neurotransmitters and neuromodulators during early human development. Early Hum. Dev. 65, 21-37 Forthcoming.
- Budnik, V., Wu, C., White, K. Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine. J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).
- Sodhi, M., Sanders-Bush, E.
- Goldberg, J., Kater, S. Expression and function of the neurotransmitter serotonin during development of the Helisoma nervous system. Dev. Biol. 131, 483-495 (1989).
- Goldberg, J. Serotonin regulation of neurite outgrowth in identified neurons from mature and embryonic Helisoma triyolvis. Perspect Dev Neurobiol. 5, 373-387 (1998).
- Haydon, P., McCobb, P., Kater, S. Serotonin selectively inhibits growth cone motility and synaptogenesis of specific identified neurons. Sci. 226, 561-564 (1984).
- Neckameyer, W. S. A trophic role for serotonin in the development of a simple feeding circuit. Dev. Neurosci. 32, 217-237 Forthcoming.
- De Vry, J., Schreiber, R. Effects of selected serotonin 5-HT 1 and 5-HT 2 receptor agonists on feeding behavior: possible mechanisms of action. Neurosci. Biobehav. Rev. 24, 341-353 (2000).
- Schoofs, A., Niederegger, S., van Ooyen, A., Heinzel, H., Spieß, R. The brain can eat: Establishing the existence of a central pattern generator for feeding in third instar larvae of Drosophila virilis and Drosophila melanogaster. J. Insect Physiol. 56, 695-705 (2010).
- Spieß, R., Schoofs, A., Heinzel, H. Anatomy of the stomatogastric nervous system associated with the foregut in Drosophila melanogaster and Calliphora vicin third instar larvae. J. Morphol. 269, 272-282 (2008).
- Neckameyer, W. S., Bhatt, P. Neurotrophic actions of dopamine on the development of a serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster. Biomed Cent NeuroSci. 13, 26 (2012).
- Sewall, D., Burnet, B., Connolly, K. Genetic analysis of larval feeding behavior in Drosophila melanogaste. Genet. Res. 24, 163-173 (1975).
- Joshi, A., Mueller, L. Evolution of higher feeding rate in Drosophila due to density-dependent natural selection. Evolution. 42, 1090-1093 (1988).
- Budnik, V., Wu, C., White, K. Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine. J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).
- Sykes, P., Condron, B. Development and sensitivity to serotonin of Drosophila varicosities in the central nervous system. Dev. Biol. 286, 207-216 (2005).
- Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis inC. elegansand Drosophila. Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).
- McKemy, D. D.
