Summary
Gabaergic presynaptisk hemming er en kraftig hemmende mekanisme i ryggmargen viktig for motorisk og sensorisk signal integrasjon i ryggmargs nettverk. Underliggende primære afferente depolarisering kan måles ved opptak av dorsal root potensialer (DRP). Her vi vise en metode for in vivo opptaket av DRP i mus.
Abstract
Presynaptisk inhibering er en av de mest kraftfulle inhiberende mekanismer i ryggmargen. Den underliggende fysiologiske mekanismen er en depolarisering av primære afferente fibre mediert av gabaergic axo-aksonale synapser (primære afferente depolarisering). Styrken av primær afferent depolarisering kan måles ved opptak av volum utført potensialer på dorsal root (dorsal root potensialer, DRP). Patologiske forandringer av presynaptisk hemming er avgjørende i unormal sentral behandling av visse smertetilstander og i noen forstyrrelser i motor hypereksitabilitet. Her beskriver vi en fremgangsmåte for innspilling DRP in vivo i mus. Utarbeidelse av ryggmargs Dorsalrøttene i bedøvet dyret og opptaksprosedyre bruke suge elektroder blir forklart. Denne metoden gjør det mulig å måle gabaergic DRP og dermed estimere spinal presynaptisk hemming i den levende mus. I kombinasjon med transgene musemodeller, kan DRP opptak serve som et kraftig verktøy for å undersøke sykdomsassosierte rygg patofysiologi. In vivo opptak har flere fordeler sammenlignet med ex vivo isolerte ryggmargen preparater, for eksempel muligheten for samtidig opptak eller manipulering av supra nettverk og induksjon av DRP ved stimulering av perifere nerver.
Introduction
Presynaptisk inhibering er en av de mest kraftfulle inhiberende mekanismer i ryggmargen. Det hemmer eksitatoriske postsynaptiske potensialer (EPSPS) i monosynaptically glade motoneurons uten å endre den postsynaptiske membran potensial og oppstemthet av motoneurons 1-3. Primær afferent depolarisering (PAD) indusert av gabaergic axo-aksonale synapser på sensoriske presynaptiske fibrene er den underliggende mekanismen 4-7 (se også Figure1a). Disse synapser inneholder GABA A-og GABA B-reseptorer (GABA A R og GABA B R). GABA A R-aktivitet fører til en økning i klorid-konduktans, som utløser PAD på grunn av den lokale fordeling ion. Dette depolarisering blokker utbredelsen av aksjonspotensialer inn i axon terminaler og reduserer sin styrke som fører til en redusert Ca 2 +-tilstrømningen og en reduksjon av senderen utgivelsen. Aktivering av GABA B-reseptorer gjør ingent bidra til PAD, men fører til en reduksjon av Ca 2 +-tilstrømningen dermed styrke presynaptisk hemming. Mens aktivering av GABA A R synes å være involvert i kortsiktige hemming, er GABA B R involvert i langsiktig module 8-10. I tillegg til GABA, som står for hoveddelen av PAD og presynaptisk hemming, kan andre sendere systemer også modulere og bidra til denne mekanismen 11,12.
Patologiske endringer i presynaptiske hemming synes å være viktig i flere sykdomstilstander, for eksempel perifer inflammasjon og nevropatisk smerte 13,14, samt unormal sentral smertebehandling 15, ryggmargsskade 16 og CNS-sykdom med motor hyperexcitability mediert av defekte GABAergic transmisjon 17, 18. Således er verdt estimering presynaptisk inhibering å undersøke eksperimentelle patologiske tilstander på ryggmargen nivået in vivo 7.
Første målinger av DRP er rapportert hos katter og frosker 19 og ble nøye studert i katter etter Eccles, Schmidt, og andre i begynnelsen av 1970-tallet 3,4,20,21. Mens in vivo opptak av DRP i katter 22 og rotter 23 har blitt mye brukt, målinger i mus har vært nesten utelukkende utført i ex vivo isolerte ryggmargen forberedelser 15,24. Her beskriver vi en fremgangsmåte for å spille inn DRP i bedøvede mus in vivo, slik at en direkte måling av presynaptisk inhibering i den intakte organisme.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle eksperimentelle prosedyrer som er nevnt i det følgende protokollen ble godkjent av Thüringer statlige myndigheter (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12).
En. Forberedelser til Experiment
- Fabrikasjon av suge elektroder
- Trekk en mikropipette ved hjelp av en standard borsilikatglass kapillær med en mikropipette avtrekker, f.eks en standard patch elektrode.
- Bremse elektroden til spissen diameter på 0,5-1 mm (litt større enn diameteren av de dorsale rot) ved hjelp av en diamant-fil.
- Varme polsk tuppen slik at det ikke vil skade rygg rot når det suges i. En standard lab fakkelen vil være egnet.
- Monter glassfilamenter på en elektrodeholder som er koblet til en sprøyte gjennom hvilket negativt trykk kan anvendes.
- Utarbeidelse av løsninger
- Injeksjon anestesi for mus: Bland 0,75 ml ketamin 10%, 0,24 ml xylazin 2% ennd 5 ml 0,9% saltoppløsning. 10 mL / g kroppsvekt (BW) av oppløsningen blir injisert intraperitonealt (ip).
- Kunstig cerebrospinalvæsken (ACSF): Fortynn i dobbelt destillert vann følgende salter (i mm): NaCl 134, KCl 3, KH 2 PO 4 1.25; MgSo4 • H 2 O 2, NaHCO 3 25, CaCl 2 2; D- glukose 10. Legg H 2 O 2 til en sluttkonsentrasjon på 0,003%. Bruk alltid nylaget løsning.
- Fremstilling av opptaks setup (Figur 2)
- Koble forsterker til et PC-grensesnitt for å digitalisere data.
- Bruk en PC-basert program eller en analog timer for å utløse en firkantet puls stimulator og datainnsamling på PC-harddisken.
- Bruk chlorided silverwires koblet til standard glass elektrodeholdere som for stimulering og opptak.
- Monter tre manipulatorer for stimulering, opptak og referanseelektrode henholdsvis rundt en stereotactic rammen for mus, slik at alle elektrodene har tilgang til den preparerte ryggmarg senere.
- Koble slanger og sprøyter til elektrodeholdere å være eple å søke undertrykk.
2. Generelle kommentarer til dyreforsøk og Animal Forberedelse til Recording Prosedyre
- Utfør alle eksperimenter med mus i henhold til retningslinjene for de respektive institusjonelle dyr omsorg og bruk komité. Utfør all kirurgi og opptakene under dype anestesi sikrer at dyrs lidelser er minimert.
- Anesthetize dyret ved ip injeksjon av ketamin / xylazin (125 mg og 8 mg pr g BW av ketamin og xylazin, henholdsvis, 10 mL / g BW den ferdige løsningen som beskrevet ovenfor). Hvis nødvendig under langsiktige opptak, kan flere injeksjoner gjøres ip eller im
Merk: Gjentatte im injeksjoner av 0,05 til 0,1 ml av ketamin / xylazin løsning i de øvre lår har vist seg å være velegnetfor å holde dyret i dyp anestesi i opp til 3 timer. - Bruk dyrlege salve på øynene for å hindre tørrhet mens under anestesi.
- Fiks hodet til dyret i en stereotaktisk ramme og bruke en varmepute med rektal probe og refleks sløyfe for å kontrollere kroppstemperaturen til dyret i løpet av eksperimentet. Fiksering av ryggmargen i en stereotaksisk ramme er ikke nødvendig.
- Før du starter forberedelser, sjekk dybden av narkose ved eyeblink refleks og rykninger mellom tærne på mus. Reflekser bør avskaffes.
- Åpne huden langs midtlinjen over ryggmargen fra øvre thorax nivå til nedre korsrygg områder for å få et klart operativt felt ved hjelp av en skalpell. Ikke bruk saks for å gjøre huden snitt. Miste nøye huden fra underliggende vev. Under påfølgende trinnene holde såret fuktet med 0,9% saltvann.
- Skjær sener og bindevev på begge sider av ryggvirvler fra korsryggen til thorax nivåer ved hjelp av skalpell og saks. Fjern spinous prosesser og resten av bindevev rundt ryggvirvlene ved hjelp av en liten slurk.
- Nøye knekke ryggvirvler med Nipper starter fra lumbar nivåer (L4/L5) under et dissekere mikroskop. Skubbe spissen av nipper i rommet mellom ryggraden og ryggmargen og løfte benet stykker fra hverandre. Ikke skad dura og unngå press på ryggmargen. Begge er avgjørende for suksess. Hold ryggmargen fuktet under hele prosedyren. Fortsett til mid-thorax nivåer.
Tre. Utskilling av Dorsalrøttene og DRP Recording (figur 2)
- Åpne dura mater forsiktig ved hjelp av en tynn nål (30 G) med en bøyd spiss. Bruk ACSF for fukting fra nå av.
- Separer dorsal rot-så langt som mulig ved hjelp av måleren og kuttet to tilstøtende røtter som distal som mulig. Sprek trekke på røttene under separasjon påvirker suksessen til eksperimentet.
- Senk suge elektroden ned til doRsaI røtter. Legg så mye ACSF til ryggmargen som mulig fordi væsken bidrar til å suge i Dorsalrøttene.
- Suck kuttet ende av en dorsal rot i en glass pipetter ved å anvende et undertrykk gjennom en sprøyte. Hvis det er nødvendig å flytte den dorsale rot foran elektrodeåpningen ved hjelp av en fin nål.
- Hvis rygg root ligger tørt innenfor suge elektrode, legg til litt ACSF til spissen sin mens nøye suger til pipetten er tilstrekkelig fylt med ACSF.
- Etter rygg rot suges inn, øke elektrode tips fra ryggmargen. Pass på at ingen "vann bro" mellom pipettespissen og ryggmargen kortslutning opptaket / stimulering elektrode.
- Gjenta trinn 03.03 til 03.06 for en ipsilaterale tilstøtende rot.
- Plasser referanseelektrode så nært som mulig til Dorsalrøttene og holde det fuktig ved påføring ACSF.
- Ved å etablere innspillingen oppsett, er en rot allerede valgt for stimulering, denandre for opptak. Øke spenningen trinnvis under opptak fra andre rygg roten er gjort i strømtang modus. Man kan legge merke til en kort nedadgående avbøyning som etterfølges av en langsom, langvarig oppad avbøyning representerer DRP.
- Juster stimulans spenning til supramaximal nivåer og ta opp flere sweeps (minst 20 - 30 sveip / dorsal root på 0,1 Hz, filtrer mellom 0,3 Hz-3 kHz).
- Opp korte tog i tre stimuli (100 Hz) for å få informasjon om den tidsavhengige summering av DRP.
- Slå opptak og stimulering nettside for flere kontralaterale innspillinger.
- Dyr som ikke er ment til å overleve operasjonen. Ofre dyr etter siste opptak av halshogging mens fortsatt under dyp anestesi (ketamin / xylazin, se ovenfor, steg 2,2).
4. Data Analysis
- Overfør data til analyseprogram (f.eks Sigma Plot, Igor Pro, eller MATLAB).
- Beregn gjennomsnittlig spor frOM 20-30 sweeps.
- Ta den maksimale amplitude av spenningen nedbøyning (fra utgangspunktet, DRP topp amplitude) for videre analyse (Figur 3).
- Beregn forholdet mellom DRP topp amplitude etter tre pulser og enkelt puls for å få et mål på den tidsavhengige summering av de påfølgende potensialer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Typiske DRP spor er vist i figur 3.. Den fremtredende stimulering artefakt blir vanligvis etterfulgt av en kort nedbøyning. Deretter en langsom, langvarig oppover nedbøyning, representerer DRP er klart kan skilles. I en undergruppe av innspillinger, dorsal root reflekser er synlige som små pigger på toppen av DRP. I normale villtype mus, dorsal root reflekser vises oftest når stimulering spenning er overdreven. Som dorsal root reflekser ikke kan utløses med en høy reproduserbarhet i dette preparatet, ble de ikke tatt for analyse og omsorg ble tatt for å redusere stimulering spenning til laveste, men fortsatt supramaximal styrke. For analyse av DRP peak amplituder, gjennomsnitt spor av 20-30 påfølgende sweeps brukes (Figur 3a). DRP peak amplituder kan beregnes i forhold til baseline nivå før stimulering gjenstand.
Den tidsavhengige summering av DRP kan analyseres fra repeterende stimulations (3 stimuli, 100 Hz; Figur 3b). Toppen amplitude blir beregnet i henhold til ett stimulering eksperimentet. Forholdet mellom amplitudene etter en enkelt og tre stimuleringer ved høy frekvens gir et estimat av den tidsavhengige summering av PAD.
Figur 1. Skjematiske tegninger av PAD-forbundet ryggmargs trasé og oppsett opptak. En. Diagrammet viser skjematisk veien for presynaptisk inhibering i ryggmargen etter stimulering av en dorsal root (3). Primær afferent depolarisering (PAD) er gjennom aktivering av en pool av første-ordens nevroner (1) og fortløpende GABAergic hemming av en hemmende interneuron med en axo-axonal synapse på Ia afferente fibre (2)-mediert. Dorsal root potensialer (DRP) reflektere PAD, spre elektronisk langs rygg rot og ble registrert nær sin inntreden til ryggmargen (4). B.. Datainnsamlingen er gjort av en personlig datamaskin som kjører patchmaster programvare (1) ved hjelp av en LIH 8 +8 maskin-grensesnitt (2). Spenningssignalene fra ELC universal forsterker (7) er digitalisert ved 10 kHz. Stimulering er utløst av en TTL-signal styrer et S88 dual utgangsfirkantpuls stimulator (3). Spennings-pulser er brukt gjennom en sugeelektrode (4). Opptaks elektroden er forbundet med en forforsterker (6). En chlorided sølvtråd brukes for jording (5). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2.DRP opptak in situ. En. Ryggmargen av bedøvet mus er eksponert, dura mater fjernet, og fuktet med kunstig cerebrospinalvæske. Suge elektroder (1: stimulerende elektrode, 2: opptak av elektroden,) er plassert på ryggmargen. Det innfelte viser ryggmargen (svart pil) og Dorsalrøttene (blå piler). Dorsalrøttene er separert, klippe, og sugd inn tips av elektrodene (1,2). B.. Spissene på pipettene som inneholder dorsal rot (innfelte, gule piler) må være nøye forhøyet fra ryggmargen overflaten, slik at de ikke er i kontakt med det omgivende fluid. Stretching av de Dorsalrøttene og rørende ryggmarg bør unngås (i a og b: stimulering elektrode 1, innspilling elektrode 2; referanseelektrode 3). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3. Representative resultater. En. Gjennomsnittet av opptak (venstre panel) av 28 sammenhengende spor (høyre panel) fra ett par Dorsalrøttene. Stimulering gjenstand (1) er etterfulgt av en langvarig negativt potensial (2, oppover), som gjenspeiler den DRP. I noen innspillinger, er hjerterytme (EKG) sett på som en gjenstand (høyre panel, røde piler), men kan tydelig differensiert fra DRP. Spor med overlappende EKG gjenstander lagret til DRP må bli ekskludert fra analysen. B.. Gjentatte stimulering (3 stimuli, 10 Hz) fører til en tidsavhengig summering av DRP (abscissa er forstørret for å avklare temporal summering). C.. Eksempel opptak av DRP før (svart linje) og 5 min etter (rød linje) lokaleAnvendelsen av GABAerg blokker bicucullin (0,5 mM, 500 ul) på den eksponerte ryggmargen. Blokkering av lokale gabaergic interneuroner fører til en markert nedgang av problem peak amplitude bekrefter GABAergic opprinnelsen til den innspilte potensial (legg merke til gjenstand for 50 Hz sinuskurve i den røde kurven som tidvis oppstår under DRP in vivo opptak og noen ganger kan ikke forebygges selv ved riktig jording og skjerming).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ekstra-og intracellulære elektrofysiologiske opptak av neuronal aktivitet og synaptiske potensialer in vivo er state of the art teknikker i å undersøke CNS nevrale funksjoner og patofysiologi. Spinal integrering er viktig for motorisk funksjon, f.eks lem bevegelse og for multimodal sensorisk persepsjon. Presynaptisk hemming er en kritisk mekanisme i denne beregningsprosess sikrer hensiktsmessige tiltak mot sanseinntrykk. Gabaergic synapser på Ia afferente fibre hemme eksitasjon av motoneurons av PAD. Dorsal root potensial-innspilling i vivo åpner muligheten for å direkte måle PAD i det intakte dyr. Denne teknikken kan være av spesiell interesse for forskning knyttet til sykdomstilstander hvor unormal spinal inhibisjon er relevant som smerte, ryggmargsskader, perifer nerveskade eller betennelse. I kombinasjon med bruk av genmodifiserte mus modeller denne teknikken kan være mektig å INVEstigate mekanismene bak forstyrret spinal inhibisjon. Fremgangsmåten her overvinner noen begrensninger av den alternative form for DRP opptak i mus ved hjelp av isolerte ryggmargs preparater. Så, er veier til supra nettverk bevart og også kombinert analyse av spinal og supra neuronal aktivitet er mulig. Effekten av supraspinal aktivitet på PAD kan undersøkes ved parallell elektrisk stimulering av respektive hjerne sentre. I tillegg kan DRP bli fremkalt ved stimulering av perifere nerve direkte, som kan være av betydning i dyremodeller av perifere nerve lesjon eller betennelse. Ved hjelp av riktig anestesi, årvåkenhet og temperaturkontroll, kan opptakene bli utført i timevis i den intakte dyr under fysiologiske forhold.
I kontrast, i forhold til bruk av isolert ryggmarg preparater, in vivo opptaket av DRP er til en viss grad begrenset når det gjelder kontrollert lokal medikament anvendelse og perfusjon av badet slik atrensning. Medikamenter kan påføres topisk, men på grunn av den usikre diffusjon inn i omgivende vev, det variable utveksling løsningen og mengden av oppløsning i opptaks preparatet er det ikke mulig å kontrollere legemiddelkonsentrasjonen i ryggmargen og registreringsstedet. Når akutte effekter av overflate program er studert, kan disse begrensningene kan delvis løses ved lokal applikasjon gjennom pipetter.
Ryggmargen av mus er små, meget følsom for trykk og torsjon, og operasjonen er vanskelig. Derfor, utarbeidelse av mus ryggmarg for in vivo elektrofysiologi trenger litt trening. Det er visse kritiske punkter. Det er viktig at under forberedelse dura mater ikke er skadet, og som fortrinnsvis ikke, eller i det minste svært få trykk utøves på ryggmargen. Ryggmargen må holdes fuktig under hele fremgangsmåten, før og etter åpningen av dura med NaCl og ACSF, respektivt. Signal til støyforholdet mellom DRP opptak kan økes ved å stimulere og opptak så nært som mulig til det punktet av den respektive rygg root entry. Flittig jording og skjerming av opptaket oppsettet bidrar til å redusere uspesifikk støy, bør lamper av disseksjon mikroskop slås av eller fjernes under opptak.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen konkurrerende økonomiske interesser.
Acknowledgments
Vi takker Manfred Heckmann for nyttige diskusjoner under etablering av metoden. Videre takker vi Claudia Sommer for teknisk assistanse og Frank Schubert for støtte produsere videoen. Arbeidet ble støttet av den føderale departementet for utdanning og forskning (BMBF), Tyskland, FKZ: 01EO1002 og Interdisciplinary Center for Clinical Research (IZKF) av Jena universitetssykehus.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Glass tubing (inner diameter 1.16 mm) | Science Products (Hofheim, Germany) | GB200F-10 | Other glass tubing might also be suitable |
| Superfusion solution (sterile, 0,9% NaCl) | Braun Melsungen AG | 3570350 | |
| Rompun 2% (Xylazine) | Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Germany) | ||
| Ketamine 10% | Medistar GmbH (Ascheberg, Germany) | KETAMIN 10% | |
| 30 G Microneedle/ Sterican | Braun Melsungen AG | 4656300 | |
| Salts for aCSF | Sigma-Aldrich | Diverse | |
| S88 Dual Output Square Pulse | Grass Technologies (Warwick, USA) | S88X | |
| SIU5 RF Transformer Isolation Unit | Grass Technologies (Warwick, USA) | SIU-V | |
| InstruTECH LIH 8+8 | HEKA (Lambrecht, Deutschland) | LIH 8+8 + Patchmaster software | |
| Universal amplifier | NPI (Tamm, Deutschland) | ELC-03X | |
| Micropipette puller | Sutter Instruments (Novato, USA) | P-1000 | |
| Dissecting microscope | Olympus (Tokyo, Japan) | ||
| Micromanipulator | Sutter Instruments (Novato, USA) | MPC-200/MPC-325 | Mechanical micromanipulators also possible |
| Homeothermic Blanket System | Stoelting (Wood Dale, USA) | 50300V | |
| Intra-/extracellular recording electrode holder | Harvard Apparatus (Holliston, USA) | 641227 |
References
- Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys. J. Physiol. 159, 147-166 (1961).
- Levy, R. A. The role of gaba in primary afferent depolarization. Prog. Neurobiol. 9, 211-267 (1977).
- Eccles, J. C., Magni, F., Willis, W. D. Depolarization of central terminals of Group I afferent fibres from muscle. J. Physiol. 160, 62-93 (1962).
- Eccles, J. C., Schmidt, R., Willis, W. D. Pharmacological Studies on Presynaptic Inhibition. J. Physiol. 168, 500-530 (1963).
- Maxwell, D. J., Bannatyne, B. A. Ultrastructure of muscle spindle afferent terminations in lamina VI of the cat spinal cord. Brain Res. 288, 297-301 (1983).
- Barber, R. P., Vaughn, J. E., Saito, K., McLaughlin, B. J., Roberts, E. GABAergic terminals are presynaptic to primary afferent terminals in the substantia gelatinosa of the rat spinal cord. Brain Res. 141, 35-55 (1978).
- Wall, P. D., Lidierth, M. Five sources of a dorsal root potential: their interactions and origins in the superficial dorsal horn. J. Neurophysiol. 78, 860-871 (1997).
- Rudomin, P. In search of lost presynaptic inhibition. Exp. Brain Res. 196, 139-151 (2009).
- Rudomin, P., Schmidt, R. F. Presynaptic inhibition in the vertebrate spinal cord revisited. Exp. Brain Res. 129, 1-37 (1999).
- Kullmann, D. M., et al. Presynaptic, extrasynaptic and axonal GABAA receptors in the CNS: where and why? Prog. Biophys. Mol. Biol. 87, 33-46 (2005).
- Hochman, S., Shreckengost, J., Kimura, H., Quevedo, J. Presynaptic inhibition of primary afferents by depolarization: observations supporting nontraditional mechanisms. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1198, 140-152 (2010).
- Thompson, S. W., Wall, P. D. The effect of GABA and 5-HT receptor antagonists on rat dorsal root potentials. Neurosci. Lett. 217, 153-156 (1996).
- Enriquez-Denton, M., Manjarrez, E., Rudomin, P. Persistence of PAD and presynaptic inhibition of muscle spindle afferents after peripheral nerve crush. Brain Res. 1027, 179-187 (2004).
- Wall, P. D., Devor, M. The effect of peripheral nerve injury on dorsal root potentials and on transmission of afferent signals into the spinal cord. Brain Res. 209, 95-111 (1981).
- Witschi, R., et al. Presynaptic α2-GABAA Receptors in Primary Afferent Depolarization and Spinal Pain Control. J. Neurosci. 31, 8134-8142 (2011).
- Calancie, B., et al. Evidence that alterations in presynaptic inhibition contribute to segmental hypo- and hyperexcitability after spinal cord injury in. 89, 177-186 (1993).
- Geis, C., et al. Stiff person syndrome-associated autoantibodies to amphiphysin mediate reduced GABAergic inhibition. Brain. 133, 3166-3180 (2010).
- Geis, C., et al. Human IgG directed against amphiphysin induces anxiety behavior in a rat model after intrathecal passive transfer. J. Neural Transm. 119 (8), 981-985 (2012).
- Barron, D. H., Matthews, B. H. The interpretation of potential changes in the spinal cord. J. Physiol. 92, 276-321 (1938).
- Schmidt, R. F., Trautwein, W., Zimmermann, M. Dorsal root potentials evoked by natural stimulation of cutaneous afferents. Nature. 212, 522-523 (1966).
- Eccles, J. C., Schmidt, R. F., Willis, W. D. Presynaptic inhibition of the spinal monosynaptic reflex pathway. J. Physiol. 161, 282-297 (1962).
- Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat. J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).
- Geis, C., et al. Human Stiff-Person Syndrome IgG Induces Anxious Behavior in Rats. PLoS One. 6, e16775 (2011).
- Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord. J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).
