Summary
Показано, хирургические процедуры имплантации и функцией записи для измерения визуальные электрофизиологические сигналы от глаза (электроретинограмму) и мозга (вызванный потенциал зрительного нерва) у бодрствующих крыс, что более аналогично человеческого состояния, где записи проводятся без анестезии путает.
Abstract
Полного поля электроретинограмма (ЭРГ) и вызванный потенциал зрительного нерва (ВЭП) являются полезными инструментами для оценки сетчатки и целостности зрительного пути в лабораторных и клинических условиях. В настоящее время доклинические измерения ЭРГ и ЗВП выполняются с обезболиванием для обеспечения стабильных электродов размещения. Тем не менее, само присутствие анестезии было показано, загрязнять нормальные физиологические реакции. Для преодоления этих анестезии путает, мы разрабатываем новую платформу для анализа ЭРГ и ЗВП в сознании крыс. Электроды имплантируется под-conjunctivally на глаз для анализа ЭРГ и эпидурально над зрительной корой для измерения ППЭ. Диапазон амплитуды и чувствительности / временные параметры анализируют на обоих ЭРГ и ЗВП при увеличении светящихся энергии. Сигналы ЭРГ и ЗВП показаны стабильными и повторяемостью в течение по крайней мере 4 недели после хирургической имплантации. Эта способность записывать ЭРГ и ЗВП сигналы без анестезии путает в доклинических сЭттинг должен обеспечить превосходное перевод клинических данных.
Introduction
ЭРГ и ЗВП минимально инвазивным в естественных условиях инструменты для оценки целостности сетчатки глаза и зрительных путей , соответственно , как в лаборатории и клинике. Полной поле ERG дает характерную форму волны , которая может быть разбита на различные компоненты, с каждым элементом , представляющих различные классы клеток сетчатки , затрагивающего пути 1,2. Классический полный ERG поле формы волны состоит из начального отрицательного наклона (а-волны), которое было показано , чтобы представить фоторецепторов активность после воздействия света 2-4. А-волна сопровождается существенной положительной волны (б-волны) , которая отражает электрическую активность средней сетчатки, преимущественно в ON-биполярные клетки 5-7. Кроме того, можно варьировать световой энергии и интер-стимул- интервал , чтобы изолировать конус из ответов стержень 8.
Вспышка ВЭП представляет электрические потенциалы зрительной коры головного мозга и ствола мозга в ответ на сетчатке световой стимуляции9,10. Этот сигнал может быть разбита на ранних и поздних компонентов, с раннего компонента , отражающего активность нейронов ретино-geniculo-стриарного пути 11-13 и позднего компонента , представляющего корковой обработки , выполняемой в различных V1 пластинками у крыс 11,13. Поэтому одновременное измерение ЭРГ и ЗВП возвращает всестороннюю оценку структур, участвующих в зрительном пути.
В настоящее время для того, чтобы записать электрофизиологии у животных, анестезия используется для того, чтобы стабильное размещение электродов. Там были попытки измерить ЭРГ и ЗВП в сознании крыс 14-16 , но эти исследования использовали проводная настройка, которая может быть обременительным и может привести к стрессу животных путем ограничения движения животных и естественное поведение 17. С учетом последних достижений в области беспроводных технологий, включая улучшение миниатюризации и срок службы батареи, теперь стало возможным реализовать телеметрическую подход к ERG А.Н.d ВЭП записи, уменьшая стресс, связанный с проводными записей и улучшения долгосрочной жизнеспособности. Полностью интернализированные стабильные имплантаций телеметрических зондов оказались успешными для хронического контроля температуры, артериального давления 18, активность 19, а также электроэнцефалографии 20. Такие достижения в области технологии также помогут воспроизводимости и стабильности сознательных записей, увеличивая полезность платформы для хронических исследований.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Этика заявление: Эксперименты на животных были проведены в соответствии с австралийским Кодекса по уходу и использованию животных в научных целях (2013 г. ). утверждение животных этика была получена из Комитета по этике животных, Университет Мельбурна. Материалы в данном руководстве для лабораторных экспериментов только, и не предназначенные для медицинского или ветеринарного применения.
1. Подготовка электродов
Примечание: передатчик три канала используется для хирургической имплантации, которая позволяет выполнять 2 эрг запись 1 ВЭП, которые будут проводиться одновременно. Три активные и неактивные три электроды должны быть предварительно вылепленный в форме кольца до имплантации, чтобы прикрепить к глазу. В целях идентификации, производитель вложил активные электроды в наполовину белый, наполовину цветные пластиковые оболочки в то время как неактивные электроды покрыты в полном объеме цветных чехлов. Заземляющий электрод (прозрачная пластиковая оболочка) остается неизменным. Для всех активных и неактивных Электроды поведение шаги 1.1, 1.2, 1.3 и 1.7.
- Untwist двухцепочечной нержавеющей стали электрод с двумя наконечниками из тонких плоскогубцев.
- Обрежьте один из нержавеющей стали нитей (примерно 1 см от кончика), оставляя единственную более прямую прядь остающуюся формировать кольцевой электрод.
- Сложить одиночный стальной нити из нержавеющей обратно на себя и поворот, образуя гладкие кольца на кончике электрода.
- Для ERG активных электродов моды этой петли ~ 0,2 - 0,5 мм в диаметре, крутя основание петли (для целей, описанных здесь, форма двух активных электродов таким образом, чтобы записывать ЭРГ от обоих глаз), а также для ЭРГ неактивны и VEP электроды делают диаметр петли диаметром ~ 0,8 мм (в данном примере это необходимо сделать для одного активного электрода ВЭП и всех трех неактивных электродов).
- Крючок круговой ВЭП активный электрод вокруг винта из нержавеющей стали (диаметр 0,7 мм, длина 3 мм), так что электрод упирается в головку винта.
- Hoo.ЙТ 3 неактивные электроды (2 ЭРГ, 1 ВЭП) вокруг второго винта из нержавеющей стали (диаметр 0,7 мм, длина 3 мм).
- Извлеките пластмассовую втулку вперед над острыми концами двух из нержавеющей стали нити, чтобы уменьшить раздражение.
- Стерилизовать телеметрический передатчик путем вымачивания в 2% глутаральдегида в течение более чем 10 ч при температуре приблизительно 25 ° С. Затем сполосните передатчик стерильным физиологическим раствором 3 раза.
2. Передатчик Имплантация
- Подготовка животных
- Лечить хирургическую область до эксперимента путем очистки с 70% этанола. Автоклав все хирургическое оборудование перед использованием и поддержания оборудования в хлоргексидин, когда он не используется во время операции. Накройте животное с хирургической салфетке во время операции, чтобы поддерживать стерильную среду. Убедитесь, что все экспериментаторы носить хирургические маски, стерильные перчатки и халаты.
- Индуцировать анестезию с 1,5 - 2% изофлуран, при скорости потока 3 л / мин и maintaiопределены на уровне 1,5 - 2%, при 2 л / мин в течение всего хирургического вмешательства. Подтвердите достаточную глубину анестезии отсутствием рефлекса педали при зажимая мышцы между пальцами.
- Бритье 40 мм площадь х 30 мм на животе сверху паховой области к грудине.
- Бритье 30 мм площадь х 20 мм на лоб, кзади от глаза и впереди ушей.
- Лечить две выбритые зоны. Для области лба дезинфицируют 10% повидон-йода в три раза (избегать употребления алкоголя на основе антисептиков для области возле глаз, будучи в соответствии со стандартом практики изложены Ассоциацией хирургических Technologists). Над брюшной полости дезинфицируют 10% повидон-йода и 70% этанола.
- Применить 1 каплю proxymetacaine к роговице для дополнительной местной анестезии.
- Нанести 1 каплю натрийкарбоксиметилцеллюлоза к роговице, чтобы предотвратить высыхание глаз.
- Хирургическая имплантация
- Сделайте 10 мм разрез сна голове вдоль вертикальной средней линии между ушами с хирургическим скальпелем.
- Сделайте 5 мм разрез на животе через слой кожи вдоль средней линии ниже грудины.
- Туннель 5 мм канюля диаметром подкожно от живота разрез в головной разрез.
- Поток электродов провода (3 активные и неактивные 3) передатчика через канюлю от живота к голове.
- Оставьте электрод сравнения с базой передатчика и покрывают кончик электрода с асептическим марлю.
- Накройте электродные насадки (3 активные и неактивные 3) с асептической марли.
- Зафиксируйте голову крысы к стереотаксической платформе.
- Продлить лоб надрез до 30 мм в длину с хирургическими ножницами.
- Expose хирургическую область стягиванием дряблая кожа с 2-мя швами (3 - 0) в ~ 3 и 9 часов.
- Соскребите надкостницы, перекрывающую череп, используя стерилизованную марлю, чтобы выставить темени, лямбда и средней линии наложения швов. Просверлите два отверстия через череп в ППЭ активной (7 мм вентрально брегмы 3 мм сбоку от средней линии) и неактивные (5 мм ростральной брегмы по средней линии) стереотаксических координат.
- Приложить ВЭП активные и неактивные электроды с предварительно прикреплены винтами из нержавеющей стали (диаметр 0,7 мм, длина 3 мм) до черепа с небольшой отвертки до ~ 1 мм в глубину в предварительно сделанных отверстий. Этот якорь винт к кости без повреждения основной ткани коры.
- Имплантировать электроды активные ERG используют 8 - 0 шовный временно убрать верхнее веко.
- Вставьте 16 до 21 G полой иглы подкожно из-за глаз через вышестоящему конъюнктивы своде.
- Снимите направляющую иглу.
- Поток активный электрод через укороченный пластиковый катетер от лба к глазу. Затем снимите пластиковый катетер.
- Использовать временный шовный материал (8 - 0), который продет через петли электрода, чтобы предотвратить Elecрастоптал от втягивания обратно в туннель.
- Сделать 0,5 мм разрез на верхней конъюнктивы в 12 часов, 1 мм позади лимба. Используйте тупым, чтобы выставить основной склеры.
- Имплантировать 8 - 0 или 9 - 0 шовный материал сразу за лимба на половину толщины склеры.
- Удалить временный шов от ERG активного электрода.
- Якорь активный электрод ЭРГ на половину толщины склеры шва, связывая 3 последовательных узлов, обеспечивающих кончик электрода находится в непосредственной близости к лимба.
- Закройте конъюнктивальный лоскут, используя от 1 до 2 швами (8 - от 0 до 9 - 0). Убедитесь в том, что конъюнктива полностью покрывает электрод ERG, чтобы улучшить комфорт.
- Удалите веко втягивания швом.
- Повторите эту процедуру для второго глаза.
- Нанесите гель цианакрилатный по черепу, чтобы обеспечить безопасность всех нержавеющих винтов и электродные провода. Убедитесь, что активные электроды ERG не растянуты слишком плотно прежде, чем обеспечить, чтобы анспособные движения глаз.
- Закройте рану головы, используя нерассасывающегося 3 - 0 шовный материал.
- Поворотом грызуна подвергать брюшной области. Удлиняет брюшной кожный надрез до 40 мм вдоль белой линии с хирургическими ножницами.
- Сделайте 35 мм разрез с помощью внутренней стенки мышц, чтобы обнажить внутреннюю брюшную полость.
- С помощью двух швов (3 - 0) прикрепить корпус датчика к правой стороне внутренней брюшной стенки животного. Избегать попадания в печень.
- Loop заземляющий электрод и безопасности в этой форме с швом (3 - 0). Поместите это свободно плавающие в брюшной полости.
- Закрыть брюшины с помощью непрерывного шва (3 - 0).
- Закройте разрез кожи с помощью швами (3 - 0).
- Послеоперационный уход
- Монитор животное, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины лежачее. Дом животное однократно после операции.
- Администрирование carprOfen подкожно для аналгезии (5 мг / кг) один раз в день в течение 4-х дней.
- Добавить профилактические пероральные антибиотики (Enrofloxin, 5 мг / кг) в питьевой воде в течение 7 дней после операции.
- Применяют противовоспалительную мазь для рассечения кожи сайтов, чтобы уменьшить раздражение в течение первых 7 дней после операции.
3. Проведение ЭРГ и ЗВП Записи в сознании крысам
- Темный адаптировать животное в течение 12 ч до ЭРГ и ЗВП записей
- Провести все экспериментальные манипуляции при тусклом освещении красным (17,4 cd.m -2, X макс = 600 нм)
- Применение местной анестезией (0,5% proxymetacaine) и расширения (0,5% тропикамид) падает на роговицу.
- Руководство сознательное грызуна в выполненное на заказ, ясный фиксатор.
Примечание: Длина этой пластиковой трубки можно регулировать, чтобы приспособить крыс разного размера с общим диаметром зафиксирована на уровне 60 мм. Передняя часть устройства имеет коническую форму, чтобы свести к минимуму головную моvement и содержит перфорационные отверстия для того, чтобы нормальное дыхание. Этот конический передний позволяет выравнивание и стабилизацию головы и глаз крысы к открытию Ganzfeld сферы. Обратите внимание, что грызун акклиматизированы в фиксатор (от 3 до 5 случаи) до операции. - Поместите грызуна перед миской Ganzfeld с глаз совмещен с отверстием чаши.
- Включите рентгеноконтрастных передатчик, передавая магнит в пределах ~ 5 см от передатчика. Убедитесь в том, что передатчик включен, проверяя свет индикатор состояния на базе приемника.
- Сбор сигналов в диапазоне световых энергий (т.е. -5,6 до 1,52 журнал cd.sm -2) , как описано ранее 21. Если коротко, то в среднем больше сигналов на тусклых световых уровней (~ 80 повторов) и в меньшей степени на более яркую светящихся энергий (~ 1 повтор). Постепенно удлинять интервал межстимульный от 1 до 180 секунд от тусклой до самого яркого уровня освещенности.
- Для того, чтобы изолировать стержень ERGи ответы конуса используют двойной вспышки парадигмы 8. Например, инициировать две вспышки на 1,52 журнала cd.sm -2 с 500 мс интервал между раздражителем между ними.
- Для записи ВЭП сигналов, в среднем 20 повторений на яркие светящиеся энергии (т.е. 1,52 журнал cd.sm -2, 5 сек интервал между раздражителем).
- Для оценки стабильности имплантата, который оценивается по вариабельности сигнала с течением времени, проводить ЭРГ и ЗВП записям 7, 10, 14, 21 и 28 дней после операции.
- После экспериментального периода, эвтаназии крыс через внутрисердечной инъекции pentobarbiturate (1,5 мл / кг) после кетамина: ксилазина анестезии (12: 1 мг / кг).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ответ фоторецепторов анализируется путем подгонки задержанную гауссовой к передней кромке начальной нисходящей лимбе реакции ЭРГ на 2 верхних светящихся энергий (1,20, 1,52 лог CSM -2) для каждого животного, основанный на модели Lamb и Pugh 22, сформулированный Гуда и Birch 23. Эта формула возвращает амплитуду и параметр чувствительности, (фиг.1С и 1D, соответственно). Гиперболической функции была установлена на световой энергии реакции стержневых биполярных клеток для каждого животного, которое также возвращается амплитуду и параметр чувствительности, (рис 1E и 1F , соответственно). Амплитуда биполярного колбочки анализировали , как пик отклика сигнала (верхняя осциллограмма на фиг 1А и 1В), с неявным время , затраченное как время, которое потребовалось , чтобы достичь пика ответа. Для получения более подробной информации см Charng и др 24.
На рисунке 1А и В показывает ЭРГ сигнала ± SEMs (N = 8) в сознании крыс на 7 -й день и 28 после операции. Формы волны , как представляется, несколько больше , в 28 -й день по сравнению с 7 -й день, но линейный анализ смешанная модель не выявили существенного влияния времени (р = 0,14 до 0,67) для фоторецепторов (адаптируются к темноте PIII) амплитуда (рис 1C) и чувствительность (рис 1D ); Стержень биполярная клетка (темно-адаптированный PII) амплитуда (рис 1E) и чувствительность (рис 1F); конус биполярная клетка (светло - адаптированного PII) амплитуда (рис 1G) и неявный (рис 1H). Точно так же, ЗВП форма волны сканирующем электронном микроскопе микрофотографии (n = 8, рис , 2А) аналогичных на 7 и 28 дней после операции, с амплитудой (рис 2B и 2C) и времени - параметров (Рисунок 2D 2F)не проявляя никакого существенного эффекта времени (р = 0,20 до 0,93). Эти результаты указывают на устойчивую ЭРГ и ЗВП стабильность сигнала.
Среднее отношение сигнал-шум (ОСШ, п = 8) отношение обоих ЭРГ (фиг.3А) и ВЭП (фигура 3В) вернулся хорошую стабильность в течение пяти сознательных сеансов записи. В этом случае сигнал ЭРГ определяется как в качестве амплитуды отклика ЭРГ P2 в то время как шум максимальный пик корыта амплитуды, вычисленной от 10 мс интервала предварительной стимул. В ВЭП, амплитуда P2-N1 считается как сигнал в то время как шум также возвращается на пик к желобу 10 мс интервала предварительного стимула. Там не было никакого существенного влияния времени через SNR обоих ЭРГ и ЗВП (р = 0,49 и 0,62 соответственно).
Рисунок 1: Сознательное Electroretinograms Выставочные характе-TIC осциллограмм и воспроизводимые измерения (А - В). ERG формы волны ± SEMs (N = 8) в широком диапазоне световых энергий на 7 -й день (А) и 28 (В) после операции. Параметры (CF) палочек и колбочек ERG нанесены в зависимости от времени после имплантации. Род (адаптируются к темноте PIII) photoreceptoral амплитуда (C) и чувствительность (D), Род биполярная клетка (темно-адаптированный PII) амплитуда (Е) и чувствительность (F), и конус биполярная клетка (светло - адаптированного PII) амплитуда (G ) и неявный (H) все показали стабильные записи более 5 сеансов. Все символы указывают на среднее значение (± SEM). Эта цифра была изменена с Charng и др. 24 Рисунок 4. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 2: Сознательный Визуальные Вызванные потенциалы проявляются характерные осциллограммы и воспроизводимые измерения (А) ВЭП формы волны ± SEMs (п = 8) нанесены на 7 -й день и 28 после операции.. (B - F) ВЭП амплитуду и временные параметры оцениваются в течение 1 месяца после имплантации. Р1-N1 (B) , и Р2-N1 (С) амплитуда, а также P1 (D), N 1 (Е) и P2 (F) , неявные параметры времени были стабильными в течение сеансов 5 дл записи. Все символы указывают на среднее значение (± SEM). Эта цифра была изменена с Charng и др. 24 Рисунок 6. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры. ontent "ВОК: Keep-together.within-страницу =" 1 ">
Рис . 3: телеметрической система демонстрирует стабильный отношение сигнал-шум с течением времени отношение сигнал-шум (А) ERG и (В) ВЭП были существенно не изменяется с течением времени (п = 8). Все символы указывают на среднее значение (± SEM). Эта цифра была изменена с Charng и др. 24 Рисунок S1. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В связи с минимально инвазивной природы зрительного электрофизиологию, ERG и ЗВП записи у больных людей проводятся при преднамеренном условиях и только требуют использования местных анестетиков для размещения электродов. В противоположность этому, визуальная электрофизиологии на животных моделях обычно проводится под общим наркозом, чтобы позволить стабильное размещение электрода за счет устранения добровольных глаз и движений тела. Тем не менее, обычно используемые общие анестетики изменяют ответы ЭРГ и ЗВП , как показано на нашей предыдущей публикации 24 и других 25-27. В качестве такого развития сознательного ЭРГ и ЗВП платформы в модели грызуна обеспечивает превосходное представление физиологических реакций на животных моделях, которые в свою очередь могут позволить себе более переводимость от доклинических к клиническим данным. Другим недостатком использования анестезии является то, что он ограничивает продолжительность эксперимента. Более конкретно, использование длительного наркоза, а также повторных administрацион анестетиков может увеличить вероятность побочных эффектов , таких как препарат создать и связанные с этим проблемы дыхания 28.
Это исследование показало, что телеметрическая система в сознании крыс вернулись надежную ЭРГ и ЗВП стабильность сигнала в течение по крайней мере 28 дней после операции. Наша группа является первым проводить сознательные беспроводные ответы ЭРГ и ЗВП одновременно 24 и подробно эта рукопись хирургического и записи процедур. Сравнение с другими хирургическими процедурами , проведенных с проводными сознательным ЭРГ и ЗВП записи показывают превосходную стабильность в ЭРГ и эквивалентную воспроизводимости в записях ЗВП в течение 1 месяца 15.
Хирургические методы и последующие сознательные записи имеют потенциал, чтобы быть применены к различным моделям животных. Платформа имеет потенциальную полезность в различных приложениях , где это выгодно , чтобы избежать путает , связанных с наркозом 29. Эти вклудэ обнаружение наркотиков, улучшение перевода человеческих исследований, а также хронических или продольных экспериментов.
Возможные модификации методики включают изменения количества каналов биопотенциальных имплантированных и одновременно записанными. Это может варьироваться от 1 до 4 биопотенциальных ведет и, таким образом, могли бы измерить зрительных вызванных электрофизиологии от 1 между глаз до 2 глаз и 2 зрительных кортикальных. Обратите внимание, что изменение числа биопотенциалов каналов также приводит к изменению полосы ширины записанной, которая будет иметь последствия для высокочастотных сигналов электрофизиологических. Например был выбран передатчик Биопотенциал 3 канал, используемый в данном исследовании (F50-EEE), чтобы показать, что можно одновременно записывать визуально навеянные ответы от сетчатки и зрительной коры сознании крыс. Тем не менее, эти 3 передатчики канала имеют полосатой ширину 1 - 100 Гц, которая может точно записать ERG А- и В-волны, но будут изменять колебательные потенциалы вследствие Theiг более высокую частоту 24. В отличие от этого , если бы это был интерес к изучению записи колебательные потенциалов , то передатчик с меньшим количеством каналов записи (например, более широкая ширина полосы) могут быть использованы. Также возможно для световой раздражитель должен быть изменен, например, вместо проведения полного поля ЭРГ и ЗВП, зрительные физиологию в ответ на мерцать стимулы также могут быть использованы.
Одним из основных ограничений в переводе эту технику для других животных моделей является размер глаз животного. Один не должно быть никаких проблем имплантировать глазные электроды к животным больше, чем у крыс. Тем не менее, было бы сложно имплантировать электрод ЭРГ на глазок мыши из-за меньшего рабочей зоны. Кортикальный имплантации, с другой стороны, должно быть относительно простым для выполнения в большинстве лабораторных животных.
Есть несколько аспектов операции, которые должны быть внимательно следили, чтобы обеспечить успешную implantatioп. Крайне важно, чтобы электрод кольцо ERG формируется в гладкое кольцо из-за раздражения, которые могут быть вызваны любым шероховатостей на петле. Имплантация ЭРГ активных электродов облегчается двумя параллельными экспериментаторов, один для стабилизации глаза а другой прикрепляется электрод к склере. Особое внимание должно быть принято, чтобы обеспечить склеры швом (2.2.19) составляет лишь половину толщины, как полная толщина склеры шов будет прокол глазного яблока и вызвать стекловидного утечки. Имплантация электродов на черепе (ЗВП активный и ERG / ЗВП неактивные электроды) является технически менее требовательны, чем у ERG электродов. Тем не менее, крайне важно, чтобы после того, как электроды крепятся к черепу, провода позволили выпрямите естественным образом уменьшить любое ненужное напряжение. Привыкание к записи фиксатор до хирургической имплантации является предпочтительным, чтобы уменьшить чрезмерные движения во время ЭРГ и ЗВП записей.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bioamplifier | ADInstruments | ML 135 | Amplifies ERG and VEP signals |
| Carboxymethylcellulose sodium 1.0% | Allergan | CAS 0009000-11-7 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Carprofen 0.5% | Pfizer Animal Health Group | CAS 53716-49-7 | Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Cyanoacrylate gel activator | RS components | 473-439 | Quickly dries cyanoacrylate gel |
| Cyanocrylate gel | RS components | 473-423 | Fix stainless screws to skull |
| Dental burr | Storz Instruments, Bausch and Lomb | E0824A | Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws |
| Drill | Bosch | Dremel 300 series | Automatic drill for trepanning |
| Enrofloxin | Troy Laboratories | Prophylactic antibiotic post surgey | |
| Ganzfeld integrating sphere | Photometric Solutions International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size | |
| Gauze swabs | Multigate Medical Products Pty Ltd | 57-100B | Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery |
| Kenacomb ointment | Aspen Pharma Pty Ltd | To reduce skin irritation and itching after surgery | |
| Luxeon LEDs | Phillips Lighting Co. | For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software | |
| Needle (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501959 | for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm |
| Needle holder (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500224 | To hold needle during abdominal and head surgery |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Optiva catheter | Smiths Medical International LTD | 16 or 21 G | Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva |
| Povidone iodine 10% | Sanofi-Aventis | CAS 25655-41-8 | Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML 785 | Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Restrainer | cutom made | Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. | |
| Scapel blade | R.G. Medical Supplies | SNSM0206 | For surgical incision |
| Scissors (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501225 | for cutting tissue on the abodmen and forhead |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To dissect the conjunctiva for electrode attachment |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data |
| Shaver | Oster | Golden A5 | Shave fur from surgical areas |
| Stainless streel screws | MicroFasteners | L001.003CS304 | 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 900 | A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture (macrosurgery) | Ninbo medical needles | 3-0 | for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm |
| Suture needle (microsurgery) | Ninbo medical needles | 8-0 or 9-0 | for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 × 5, 30 cm |
| Telemetry data converter | DataSciences International | R08 | allows telemetry signal to interface with data collection software |
| Telemetry Data Exchange Matrix | DataSciences International | Gathers data from transmitters, pair with receiver | |
| Telemetry data receiver | DataSciences International | RPC-1 | Receives telemetry data from transmitter |
| Telemetry transmitter | DataSciences International | F50-EEE | 3 channel telemetry transmitter |
| Tropicamide 0.5% | Alcon Laboratories | Iris dilation | |
| Tweezers (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500092 | Manipulate tissues during abdominal and head surgery |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
References
- Frishman, L. J. Origins of the Electroretinogram. , The MIT Press. (2006).
- Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
- Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
- Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
- Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
- Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
- Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
- Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
- Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
- Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
- Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
- Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
- Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
- Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
- Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
- Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
- Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
- Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
- Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
- Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
- He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
- Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
- Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
- Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
- Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
- Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
- Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
- Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W. Jr, Cowell, R. L., Mauromoustakos, A.
- Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).
