Summary

Multimère-PAGE: un procédé de capture et de résolution de complexes de protéines dans des échantillons biologiques

Published: May 05, 2017
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Summary

Procédé pour la stabilisation et la séparation des complexes de protéines natives à partir de lysat de tissu non modifié en utilisant une protéine réactive amine agent de réticulation couplé à une nouvelle électrophorèse sur gel de polyacrylamide en deux dimensions (PAGE) système est présentée.

Abstract

Il existe de nombreuses méthodes bien développées pour purifier et étudier des protéines et des peptides uniques. Cependant, la plupart des fonctions cellulaires sont réalisées par des réseaux de complexes de protéines qui interagissent, qui sont souvent difficiles à étudier car leur liaison n'est pas covalente et facilement perturbée par des techniques de purification. Ce travail décrit une méthode de stabilisation et de séparation des complexes de protéines indigènes à partir de tissus non modifiés en utilisant une électrophorèse en gel de polyacrylamide bidimensionnelle. Le lysat de tissu est chargé sur un gel de polyacrylamide natif non dénaturant, puis on applique un courant électrique jusqu'à ce que la protéine migre à une courte distance dans le gel. La bande de gel contenant la protéine migrée est ensuite excisée et incubée avec le réactif réticulant réactif à l'aminé dithiobis (propionate de succinimidyle), qui stabilise de manière covalente les complexes de protéines. La bande de gel contenant des complexes réticulés est ensuite jetée dans un gel de polyacrylamide de dodécyl sulfate de sodium et til complexes sont séparés complètement. La méthode repose sur des techniques et des matériaux familiers à la plupart des biologistes moléculaires, ce qui signifie qu'il est peu coûteux et facile à apprendre. Bien qu'il soit limité dans sa capacité à séparer suffisamment complexes de très grande taille, et n'a pas été universellement avec succès, la méthode a été en mesure de capturer une grande variété de complexes bien étudiés, et probablement applicable à de nombreux systèmes d'intérêt.

Introduction

La fonction cellulaire normale est dépendante des interactions protéine-protéine 1, 2. En conséquence, les maladies humaines sont souvent marqués par des perturbations dans l'assemblage et le comportement de différents complexes protéiques 3. La capacité de caractériser ces interactions est donc essentiel. Les moyens actuels de détection de ces interactions nécessitent la purification des protéines cibles, souvent suivies de pull-down de leurs partenaires d'interaction. Purification classique est réalisée par centrifugation différentielle, la précipitation, et / ou Chromatographie 4. Ces méthodes sont de temps, doivent être modifiés pour chaque protéine cible, et donnent souvent lieu à des rendements faibles. Méthodes de purification modernes impliquent la fusion des balises de peptides à des protéines cibles, suivie par une immunoprécipitation ou par extraction sur des colonnes chargées avec des billes liées à une molécule de capture 5,« > 6. Bien que ce soit extensible à de nombreuses protéines, il nécessite une modification de la séquence de la cible, ce qui pourrait entraîner des constructions qui diffèrent par affinité pour leurs partenaires de liaison habituels. La nature délicate de certaines interactions protéine-protéine signifie que cette méthode ne peut pas être applicable de nombreux scénarios. de plus, les tests déroulants utilisés pour cartographier les interactions protéine-protéine ne peut pas capturer une image précise cellulaire, en raison de degrés de liberté restreints et les niveaux non natifs de la protéine appât.

Idéalement, les complexes de protéines pourraient être détectés dans leur état d'origine, sans nécessiter de purification ou de tirer vers le bas. Natif bleu électrophorèse sur gel de polyacrylamide (BN-PAGE) a été développé comme une alternative moins dénaturant à une électrophorèse sur gel de polyacrylamide-dodécylsulfate de sodium (SDS-PAGE), et permet la séparation de certaines protéines et des complexes à partir d' échantillons biologiques 7. Cependant, les protéines dans la base BN-PAGE séparent sur un large nombre de variables, y compris la taille, la charge, la structure en trois dimensions, et l'association avec d'autres molécules. Les interactions de ces facteurs se traduisent souvent par co-séparation des protéines, la formation d'agrégats, et une mauvaise résolution de la bande de protéine. Électrophorèse bidimensionnelle sur gel natif de polyacrylamide résout certains, mais pas tous, de ces problèmes 8.

Pour éviter les complications associées à la séparation native, certains auteurs utilisent des réactifs de reticulation réactifs avec les amines, telles que dithiobis (propionate de succinimidyle) (DSP), pour capturer des complexes protéiques dans les lysats de tissu 4. Ces lysats traités peuvent ensuite être dénaturés et séparés par SDS-PAGE, tout en conservant la taille native et le maquillage des complexes de protéines. Cependant, étant donné que les réactifs de réticulation réagissent en fonction de la proximité d'une molécule à l'autre, et les protéines dans les lysats de tissus ont beaucoup de degrés de liberté et peut interagir stochastiquement, croix de fond non spécifique-linking peut être élevé, en particulier dans les échantillons concentrés. Cela peut conduire à des résultats difficiles à interpréter.

Ici, nous démontrons l'utilisation d'un procédé hybride BN-PAGE / SDS-PAGE, appelée électrophorèse sur gel de polyacrylamide-multimère (multimère-PAGE), pour séparer et détecter des assemblages de protéines dans des mélanges complexes. Dans un premier temps, le lysat cellulaire est mis en suspension dans un gel de polyacrylamide via BN-PAGE. Le gel contenant de l'lysat est ensuite mis à réagir avec le réactif de réticulation DSP. Pseudo-immobilisé et légèrement séparés sur le gel, les protéines sont beaucoup moins susceptibles de réagir de façon non spécifique, ce qui signifie fond réactivité de réticulation est réduite. Après la reticulation, les bandes de gel sont excisées et séparées par SDS-PAGE. Le gel obtenu peut être ensuite analysé par tout moyen généralement associés à une électrophorèse sur gel de polyacrylamide. Cette méthode permet la séparation et la détection des complexes de protéines natives dans un lysat de tissu non modifié, sans la nécessité d'une purification supplémentaire ou pull-down.

Protocol

1. Préparation du tissu Préparer 10 ml de 4x tampon d'échantillon BN-PAGE (200 mM de bis (2-hydroxyéthyl) amino-tris (hydroxyméthyl) méthane (Bis-Tris), 200 mM de NaCl, 40% p / v de glycerol, 0,004% de Ponceau S, pH 7,2 ). NOTE: Cette solution mère peut être faite à l'avance et conservé à 4 ° C. Diluer 250 ul de tampon d'échantillon 4x dans 750 ul dH 2 O contenant un cocktail d'inhibiteurs de proteases commerciales 1x. Vortex et laisser refroidir sur la…

Representative Results

Dans cette expérience de démonstration, multimère-PAGE a été réalisée sur l'ensemble lysat de cerveau de rat. Les protéines séparées résultantes ont été transférées sur des membranes de difluorure de polyvinylidène (PVDF), et ensuite sondées avec des anticorps dirigés contre des protéines qui sont connues pour former des complexes. La figure 1 montre une validation du protocole par deux moyens. Tout d' abord, nous avons démontré que les prot?…

Discussion

Les interactions protéine-protéine sont importantes pour tous les êtres vivants réalisent la tâche. En raison de cela, ils font l'objet d'un examen minutieux et de la recherche. Multimère-PAGE est un nouveau procédé pour la saisie, la séparation et l'analyse d'une large gamme de complexes de protéines. Nous avons déjà démontré son applicabilité à l' étude oligimerization de la protéine associée à la maladie α-synucléine 11. Cependant, il est extensible à…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Pris en charge par le NIH / NIDA DA034783. Nous tenons à remercier Bryan A. Killinger d'assistance technique avec le multimère-PAGE.

Materials

Chemicals
ε-Aminocaproic acid Sigma A2504
Acrylamide Acros Organics 164855000 Toxic.
Acrylamide/bisacrilamide 37.5:1 (40%T stock solution) BioRad 161-0148 Toxic.
Ammonium persulfate Sigma A3678
Anti rabbit IgG-HRP from goat Santa Cruz Biotechnology sc-2004
Bicinchoninic acid assay kit Thermofisher 23225
Bis-tris Sigma B9754
Bovine serum albumin Sigma A9647
Butanol Fisher Scientific A399-1
Chemiluminescence substrate kit ThermoFisher 24078
Coomassie blue G-250 Sigma-Aldrich B0770
Digitonin Sigma D141 Toxic.
Dimethyl sulfoxide Fisher Scientific D128-1
Dithiobis(succinimidylpropionate) Thermo Scientific 22585
Dry nonfat milk LabScientific M0841
Glycerol Sigma G9012
Glycine Fisher Scientific BP381-5
Halt Protease Inhibitor Cocktail Thermofisher 78430
Hydrochloric acid Fisher Scientific A144SI-212 For titration. Caustic.
Methanol Fisher Scientific A412-4 For PVDF membrane activation. Toxic.
Monoclonal anti α-synuclein IgG from rabbit Santa Cruz Biotechnology sc-7011-R
N,N,N',N'-tetramethylethylenediamine Sigma T9281
N,N'-methylenebisacrylamide Acros Organics 16479 Toxic.
NP40 Boston Bioproducts P-872
Polysorbate 20 (tween-20) Fisher Scientific BP337-500
Polyvinylidene fluoride transfer membranes Thermo Scientific 88518
Ponceau S Sigma P3504
Potassium chloride Fisher Scientific P217-3
Potassium phosphate monobasic Sigma P9791
Protease inhibitor cocktail Thermo Scientific 88265
SDS solution (10% w/v) BioRad 161-0416
Sodium chloride Fisher Scientific BP358-212
Sodium dodecyl sulfate Sigma L37771
Sodium phosphate monobasic Fisher Scientific BP329-1
Tricine Sigma T0377
Tris base Fisher Scientific BP152-500
Tris-HCl (0.5 M buffer, pH 6.8) BioRad 161-0799
Tris-HCl (1.5 M buffer, pH 8.8) BioRad 161-0798
Name Company Catalog Number Comments
Instruments
GE Imagequant LAS 4000 GE Healthcare 28-9558-10
ImageJ software NIH
Synergy H1 microplate reader BioTek
Gel Former + Stand Biorad
Microfuge 22R centrifuge Beckman Coulter
2 mL dounce homogenizer
Vortex mixer Fisher Scientific
Ultrasonic tissue homogenizer Fisher Scientific FB120220

References

  1. Alberts, B. The cell as a collection of protein machines: preparing the next generation of molecular biologists. Cell. 92 (3), 291-294 (1998).
  2. Pawson, T., Nash, P. Protein-protein interactions define specificity in signal transduction. Genes Dev. 14 (9), 1027-1047 (2000).
  3. Rual, J. F., et al. Towards a proteome-scale map of the human protein-protein interaction network. Nature. 437 (7062), 1173-1178 (2005).
  4. Phizicky, E. M., Fields, S. Protein-protein interactions: methods for detection and analysis. Microbiol Rev. 59 (1), 94-123 (1995).
  5. Ho, Y., et al. Systematic identification of protein complexes in Saccharomyces cerevisiae by mass spectrometry. Nature. 415 (6868), 180-183 (2002).
  6. Krogan, N. J., et al. Global landscape of protein complexes in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Nature. 440 (7084), 637-643 (2006).
  7. Wittig, I., Braun, H. P., Schagger, H. Blue native PAGE. Nat Protoc. 1 (1), 418-428 (2006).
  8. Schagger, H., Cramer, W. A., von Jagow, G. Analysis of molecular masses and oligomeric states of protein complexes by blue native electrophoresis and isolation of membrane protein complexes by two-dimensional native electrophoresis. Anal Biochem. 217 (2), 220-230 (1994).
  9. Laemmli, U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227 (5259), 680-685 (1970).
  10. Beisiegel, U. Protein Blotting. Electrophoresis. 7 (1), 1-18 (1986).
  11. Killinger, B. A., Moszczynska, A. Characterization of alpha-Synuclein Multimer Stoichiometry in Complex Biological Samples by Electrophoresis. Anal Chem. 88 (7), 4071-4084 (2016).
  12. Newman, A. J., Selkoe, D., Dettmer, U. A new method for quantitative immunoblotting of endogenous alpha-synuclein. PLoS One. 8 (11), e81314 (2013).
  13. Wong, S. S. . Chemistry of protein conjugation and cross-linking. , (1991).
  14. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera. Biochim Biophys Acta. 1666 (1-2), 105-117 (2004).
  15. Tanford, C., Reynolds, J. A. Characterization of membrane proteins in detergent solutions. Biochim Biophys Acta. 457 (2), 133-170 (1976).
  16. Peters, K., Richards, F. M. Chemical cross-linking: reagents and problems in studies of membrane structure. Annu Rev Biochem. 46, 523-551 (1977).
  17. Lomant, A. J., Fairbanks, G. Chemical probes of extended biological structures: synthesis and properties of the cleavable protein cross-linking reagent [35S]dithiobis(succinimidyl propionate). J Mol Biol. 104 (1), 243-261 (1976).
  18. Sun, F., et al. Crystal structure of mitochondrial respiratory membrane protein complex II. Cell. 121 (7), 1043-1057 (2005).
  19. Wittig, I., Schagger, H. Native electrophoretic techniques to identify protein-protein interactions. Proteomics. 9 (23), 5214-5223 (2009).

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Citer Cet Article
Rhinesmith, T., Killinger, B. A., Sharma, A., Moszczynska, A. Multimer-PAGE: A Method for Capturing and Resolving Protein Complexes in Biological Samples. J. Vis. Exp. (123), e55341, doi:10.3791/55341 (2017).

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