Summary
Her beskriver vi utarbeidelsen av levedyktige ventrikulære skiver fra voksne mus og deres bruk for skarpe elektrodevirkningspotensialopptak. Disse multicellulære preparatene gir en bevart in vivo- lignende vevstruktur, noe som gjør dem til en verdifull modell for elektrofysiologiske og farmakologiske studier in vitro .
Abstract
Murine kardiomyocytter har blitt omfattende brukt for in vitro studier av hjertefysiologi og nye terapeutiske strategier. Imidlertid er multikellulære preparater av dissocierte kardiomyocytter ikke representative for den komplekse in vivo strukturen av kardiomyocytter, ikke-myocytter og ekstracellulær matrise, som påvirker både mekaniske og elektrofysiologiske egenskaper av hjertet. Her beskriver vi en teknikk for å forberede levedyktige ventrikulære skiver av voksne mushjerter med en bevart in vivo- lignende vevstruktur og demonstrere deres egnethet til elektrofysiologiske opptak. Etter ekspisjon av hjertet, separeres ventrikler fra atriene, perfuseres med Ca2 + -fri oppløsning inneholdende 2,3-butandionmonoksy og innebygd i en 4% lavmeltig agaroseblokk. Blokken er plassert på en mikrotome med et vibrerende blad, og vevskiver med en tykkelse på 150-400 μm er forberedt og holder vibrasjonen friBladets vinkel ved 60-70 Hz og flytter bladet fremover så sakte som mulig. Tykkelsen på skivene avhenger av den videre applikasjonen. Skiver lagres i iskald Tyrode-løsning med 0,9 mM Ca 2+ og 2,3-butandionmonoksim (BDM) i 30 minutter. Etterpå overføres skiver til 37 ° C DMEM i 30 minutter for å vaske ut BDM. Skiver kan brukes til elektrofysiologiske studier med skarpe elektroder eller mikroelektroder, for kraftmålinger for å analysere kontraktil funksjon eller for å undersøke samspillet mellom transplanterte stamceller-avledede kardiomyocytter og vertsvev. For skarpe elektrodeopptak, plasseres et stykke i en 3 cm cellekulturrett på oppvarmingsplaten av et invertert mikroskop. Skiven stimuleres med en unipolar elektrode, og intracellulære virkningspotensialer av kardiomyocytter i skiven registreres med en skarp glasselektrode.
Introduction
Tynne vevstykker har blitt brukt ofte i grunnvitenskap siden Yamamot og Mcllwain viste i 1966 at elektrisk aktivitet av hjerneskiver beholdes in vitro 1 . Siden da har elektrofysiologiske og farmakologiske studier blitt utført på skiver fra hjerne 2 , lever 3 , lunge 4 og myokardialt vev 5 , 6 , 7 . Første patch-clamp opptak i ventrikulære skiver fra neonatal rotte hjerter ble beskrevet i 1990 8 , men denne teknikken falt i glemsel i noen tid. Mer enn ett tiår senere etablerte vår gruppe en ny metode for å forberede murine embryonale 9 , neonatal 10 og voksne 11 hjerte skiver. Disse levedyktige vevskiver kan brukes til akutte eksperimenter (voksen skiveS kan dyrkes i flere timer) eller kortsiktige kulturforsøk (embryonale og neonatale skiver kan dyrkes i noen dager). Skiver viser in vivo som elektrofysiologiske karakteristika og et homogent eksitasjonsspred som vurderes ved skarpt elektrodevirkningspotensiale og mikroelektrodopptak 11 . På grunn av deres "todimensjonale" morfologi tillater de direkte innspillingselektroder til alle områder i ventrikkelen, noe som gjør dem til et interessant verktøy for elektrofysiologiske undersøkelser og gir nye eksperimentelle muligheter i forhold til Langendorff-perfuserte hele hjerter. Legemiddelrespons av skivene til ionkanalblokkere som verapamil (L-type Ca 2+ -kanalblokker), lidokain (Na + -kanalblokkering), 4-aminopyridin (ikke-spenningsavhengig K + -kanalblokker) og linopirdin (KCNQ K + -kanalblokker) 9 , 11 10 . Disse funnene viste at murine ventrikulære skiver er egnet som en in vitro vevsmodell for fysiologiske og farmakologiske studier. Videre har ventrikulære skiver av mottakerhjerter i kombinasjon med skarpe elektrodeopptak vist seg å være et svært nyttig verktøy for å karakterisere elektrisk og mekanisk integrasjon, i tillegg til modning av transplanterte føtal 12 , 13 , 14 og stamceller-avledede 15 kardiomyocytter.
Sammendrag er ventrikulære skiver en verdifull og veletablert multicellular vevsmodell, og bør betraktes som komplementære til dissocierte kardiomyocytter og Langendorff-perfuserte hjerterI kardiovaskulær forskning, med den største fordelen ved å gi en in vivo- lignende vevsstruktur (i motsetning til dissocierte celler) samt direkte tilgang til målteknologier som skarpe elektrodeopptak til alle hjerteområder (i motsetning til hele hjertepreparater).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dyrehåndtering skal være i samsvar med retningslinjene fra det lokale dyrevelferdsutvalget og til Europa-Parlamentets direktiv 2010/63 / EU.
1. Forbered løsninger
- Klargjør Tyrodes løsning uten Ca 2+ (sammensetning i mM): NaCl 136, KCl 5.4, NaH 2 PO 4 0,33, MgCl 2 1, glukose 10, HEPES 5, 2,3-butandionmonoksim (BDM) 30. Juster pH til 7,4 Med NaOH ved 4 ° C.
- Klargjør Tyrodes løsning med Ca 2+ (sammensetning i mM): NaCl 136, KCl 5.4, NaH 2 PO 4 0,33, MgCl 2 1, glukose 10, HEPES 5, BDM 30, CaCl 2 0,9. Juster pH til 7,4 med NaOH ved 4 ° C.
- Forbered 4% lavmeltig agarose: Sett 0,6 g lavmeltig agarose i 15 ml Tyrodes løsning uten Ca 2+ . Varm blandingen i en mikrobølgeovn to ganger ved 750 W i 10-15 s til agarosen er oppløst. Hold løsningen ved en konstant temperatur på 37 &# 176; C og rør kontinuerlig.
- Hold Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) uten serum ved 37 ° C boblet med karbogen (5% CO2, 95% O2).
2. Forbered mikrotomen
- Slå på mikrotomenet.
- Fyll det ytre mikrotomkammeret med is.
- Fyll det indre mikrotomkammeret med iskold Tyrodes løsning uten Ca 2+ og kontinuerlig oksygen løsningen med 100% O 2 .
- Plasser et stålblad i bladholderen til mikrotomenet.
3. Mus hjerteisolasjon
- Injiser 2,500 U heparin subkutant. Vent 15 min.
- Offer dyret ved cervikal dislokasjon.
- Åpne brystet med sternotomi.
- Oppsigter forsiktig perikardiet ved hjelp av liten sakse og en tau # 5.
- Sett inn en kanyle i den stigende aorta og perfusér kranspulsårene in situ med iskaldt Tyrode sOppløsning uten Ca 2+ til gjenværende blod fjernes.
- Forsiktig reser hjertet med en tang og saks og overfør hjertet i iskaldt Tyrodes løsning red uten Ca 2+ .
- Separat atria fra ventriklene med en skalpell eller saks.
4. Embedding av ventrikkene i 4% lavmeltig agarose
- Plasser ventriklene med toppet vendt oppover i agaroseformen ( Figur 1 ). Plasser pinnen i midten av formen i det venstre ventrikulære kammeret.
- Fyll molden med 4% lavmeltig agarose ved 37 ° C, til hjertet er helt dekket.
- Plasser formen på is for raskere herding av agarosen som forhindrer flyt av vevet.
- Fjern agaroseblokken som inneholder ventrikkene fra formen med en skalpell.
- Vend blokken opp og ned og fyll ventrikulære kamre og gapet på baksiden av agaroseblokken, som jegS igjen ved smeltestiften, med 4% lavmeltig agarose ved hjelp av en sprøyte med en 20 G nål.
- Trim agaroseblokken med en skalpell for å oppnå en flat bunn av blokken og oppreist posisjon av hjertekantet.
5. Skjæring av ventrikulær væv
- Fest blokken på prøveholderen til mikrotomen med en dråpe cyanoakrylatlim. Sett hjertepunktet oppover.
- Plasser prøveholderen i mikrotomens indre prøvekammer, som er fylt med iskold Tyrode uten Ca 2+ . Fullstendig dekke agaroseblokken med Tyrodes løsning.
- Forbered korte akseskiver med en tykkelse på 150-400 μm, avhengig av den videre applikasjonen (for skarpe elektrodeopptak 150-200 μm), hold vibrasjonsfrekvensen på bladet ved 60-70 Hz og flytt bladet fremover så sakte som mulig .
- Bruk en fin børste for å forsiktig fjerne resterende agarose fra skivene.
- Forsiktig transfeR skiver med en Pasteur pipette inn i Tyrode's løsning med 0,9 mM Ca 2+ luftet med 100% O 2 og lagre dem i minst 30 minutter på is for å gjenvinne fra skåret prosedyre.
- Deretter holdes skiver i 30 minutter i DMEM ved 37 ° C, luftet med karbogen, for å vaske ut BDM før videre bruk.
6. Forberedelse av Sharp Electrode Setup
- For oppvarming, slå på alle elektriske enheter 30 min før opptakene starter.
- Sett en 3 cm cellekulturskål på varmeplaten plassert på det inverterte mikroskopet.
- Plasser den skreddersydde ringelektroden ( figur 2 ) i fatet og koble til jordforbindelsene til forforsterkeren og stimuleringselektroden.
- Koble de fleksible rørene til perfusjonssystemet til parabolen.
- Fyll reservoaret til perfusjonssystemet med DMEM, luftet med karbogen.
- Slå på perfusjonspumpen og sett perfusjonenTe til 2-3 ml / min.
- Juster temperaturen på DMEM i oppvaskmaskinen til 37 ° C ved å regulere strømvarmeren og varmeplaten.
7. Handlingspotensialopptak
- Plasser et ventrikulært stykke i DMEM-fylt tallerken.
- Kontroller strukturell integritet og levedyktighet (basert på kontraktile funksjon) av vevet med det inverterte mikroskop.
- Fyll en opptaksglasselektrode med 3 M KCL.
- Fyll en stimuleringselektrode med DMEM.
- Plasser opptakselektroden og stimuleringselektroden på elektrodeholderne.
- Plasser stimuleringselektroden forsiktig på skiven og slå på den elektriske stimulatoren. Start med en stimuleringsfrekvens på 1-2 Hz.
- Flytt opptakselektroden med mikromanipulatoren over ønsket innspillingsstilling.
- Senk opptakselektroden sakte til spissen berører vevet.
- Påfør en kort, rektangulær elektrisk puls gjennomInnspillingselektroden for å trenge inn i cellemembranen.
- Sett forsiktig inn opptakselektroden til et stabilt signal er sikret.
- Start opptak av handlingspotensialer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Myokardinfarkt fører til et nesten uopprettelig tap av kardiomyocytter. Celleutskiftningsterapi ved hjelp av stamceller-avledede kardiomyocytter for eksogen hjerteregenerering er en lovende terapeutisk tilnærming. Elektrisk integrasjon og modning av de transplanterte cellene er avgjørende for sikkerhet og effektivitet av celleutskiftningsterapi.
For å vurdere integrasjon og modning, transplanterte vi kardiomyocytter avledet fra induserte pluripotente stamceller (iPSCM; 2 injeksjoner med 0,5 x 106 iPSCM / 10 μL) som uttrykte forbedret grønt fluorescerende protein (eGFP) i raske hjerter hos voksne mus (se Peinkofer et al. For en detaljert beskrivelse av metodene 15 ). Seks dager etter transplantasjon ble ventrikulære skiver av mottakerhjerter fremstilt under anvendelse av den beskrevne protokoll. Et representativt opptak er vist iFigur 3. En skive som inneholdt transplantert iPSCM ble plassert i DMEM ved 37 ° C og stimulert fokalt av en unipolar elektrode plassert i vertsvev ( Figur 3A , venstre). Intracellulære virkningspotensialer ble registrert med skarpe glassmikroelektroder fylt med 3 M KCl i eGFP-positivt transplantert iPSCM og nærliggende vertsvev i skiverne ( Figur 3A , høyre).
Persistens og elektrisk integrasjon av transplantert iPSCM i mottakerhjerter kan påvises. IPSCM ble ansett for å være elektrisk integrert, hvis en midlertidig gjensidig avhengighet av stimuleringsartefakter og handlingspotensialer registrert intracellulært i transplanterte kardiomyocytter var tilstede ( figur 3B ). Kvaliteten på elektrisk integrasjon kan kvantifiseres ved forsinkelse av elektrisk aktivering, dvs. forsinkelsen mellom stimulus og utbrudd av thE opptakspotensial oppstøt og maksimal stimuleringsfrekvens uten ledningsblokker, dvs. den maksimale stimuleringsfrekvensen som fører til en 1: 1 generasjon av handlingspotensialer etter hvert stimulus.
Transplantert iPSCM i dette representasjonseksperimentet var elektrisk integrert, som indikert ved en maksimal stimuleringsfrekvens uten ledningsblokker på rundt 5 Hz ( figur 3B , høyre), men kvaliteten på koblingen var ikke så god som i vertsvevet som vist av det lengre Forsinkelse mellom stimuleringsartefakt og aktivitetspotensial oppstramning (vertsvev: 8 ms, iPSCM: 20 ms). Virkningspotensialene til verten kardiomyocytter hadde 84 mV amplitude, -74 mV maksimal diastolisk potensial, 11 ms varighet ved 50% repolarisering, 108 ms varighet ved 90% repolarisering og en oppstramningshastighet på 114 V / s. Økning av stimuleringsfrekvensen fra 1 til 5 Hz fører til en reduksjon i handlingspotensial duratIon ved 90% repolarisering (86 ms). Transplantert iPSCM viste signifikante forskjeller i funksjonspotensialegenskaper. I sammenligning med vertsceller var amplitude mindre (53 mV), maksimal diastolisk potensial mindre negativ (-54 mV), varighet ved 50% repolarisering økt (14 ms), varighet ved 90% repolarisering kortere (90 ms) og oppstrekningshastighet Langsommere (57 V / s). En økning i stimuleringsfrekvensen fra 1 til 5 Hz forårsaket en reduksjon i handlingspotensialvarighet ved 90% repolarisering (67 ms). Til slutt, i dette representative eksempelet ved 6 dager etter transplantasjon, viste den analyserte iPSCM typiske egenskaper av umodne kardiomyocytter. Dette anekdotiske funnet er i tråd med målinger i et statistisk tilstrekkelig antall celler og preparater som er rapportert før 15 .
Figur 1: Skreddersydd mugg for å legge inn ventrikler i agarose. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Skreddersydd ringelektrode (jord) for Sharp Electrode-opptak. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Elektrisk integrering av transplantert iPSCM . ( A ) Ventrikulær hjerte skive (venstre) inneholdende eGFP positiv iPSCM (høyre). SE:Stimuleringselektrode. Røde prikker markerer plasseringen av opptakene. ( B ) Handlingspotensialopptak i sunt vertsvev (øvre spor) og transplantert iPSCM (lavere spor). Skiven ble stimulert fokalt med en stimuleringselektrode plassert i vertsvev på rundt 2 Hz (venstre spor) og 5 Hz (høyre spor). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ventrikulære skiver muliggjør elektrofysiologiske, farmakologiske og mekaniske studier med en bevaret in vivo- lignende vevstruktur og direkte tilgang til målteknologi til alle hjerteområder. Fysiologiske virkningspotensialegenskaper har blitt påvist i embryonale, neonatale og voksne skiver 9 , 10 , 11 . Skivens vitalitet, unntatt overflatelagene som er direkte skadet av skåret, har blitt bekreftet av vitalitetsfarging 9 . Handlingspotensialopptak i skiver ved hjelp av skarpe glasselektroder kan brukes til å undersøke integrasjon og modning av transplanterte kardiomyocytter som beskrevet her, eller for farmakologiske studier etter tilsetning av kardioaktive forbindelser. Langsiktig opptak med varighet på en time eller mer i en enkelt celle er mulige. Denne opptaksvarigheten er tilstrekkelig til å testeVirkningen av forskjellige farmakologiske forbindelser på en celle ved sekvensiell perfusjon og utvasking.
Kritiske forberedelsestrinn
For å optimalisere skivekvaliteten bør iskemisk vevskader unngås. Derfor er perfusjon av hjertet in situ med Tyrodes løsning, rask hjerte reseksjon og umiddelbar konservering i iskold oksygenert Tyrode løsning ansett som viktig. Immobilisering av slakkhjertet ved bruk av 2,3-butandionmonoksy kan ytterligere redusere følsomheten for iskemi og er nødvendig for en fast innfelling i lavmeltig agarose. Embedding i lavmeltig agarose kan hindre vevtilførsel ved å begrense diffusjon, men er avgjørende for å stabilisere det myke hjertevevet før skåret. Små hulrom i prøveblokken, f.eks. Ventrikulære kamre som ikke fylles helt med agarose eller gjenværende luftbobler, kan hindre vevstabilisering. Ustabilisert myokardvev gir ikke nok resisTanse mot det vibrerende bladet, som forårsaker alvorlig vevsforstyrrelse og skade. For å sikre et tydelig kutt og for å minimere vevskader, må bladene være skarpe ( dvs. ikke gjenbrukes mer enn tre ganger), og fremoverbevegelsen av bladet gjennom prøveblokken skal være så treg som mulig, siden kjedelige blader eller overhastighet kan løsne Innebygde ventrikler eller lakere vevet.
For å sikre pålitelige og reproducerbare resultater, bør kvaliteten på skiver oppfylle spesifikke kriterier, inkludert strukturell integritet av vevet, som kan bekreftes ved mikroskopi, og respons på elektrisk stimulering ved fysiologiske slagfrekvenser opptil 10 Hz.
Skiver kan kappes med en tykkelse på 150-400 μm, avhengig av videre anvendelse. Mens tynnere skiver kan forhindre hypoksiske forhold i vevkjernen og tillate enklere deteksjon av transplanterte celler med et fluorescensmikroskop, samt mer presis posisjonering avInnspillingselektroder 15 , kan tykkere skiver gi en bedre integritet av vevstrukturen og høyere stabilitet av vevet, som vil være fordelaktig for kraftmålinger 10 og videre histologisk behandling etter opptak.
For å forhindre potensielle påvirkninger av høye BDM-konsentrasjoner på ionkanaler og Ca 2+ -håndteringsproteiner 16 , 17 , anbefales BDM-utvasking ved inkubering av skiver i BDM-fri DMEM i minst 30 minutter før ytterligere bruk. Overraskende hindrer sammentrekning og etterfølgende bevegelse av vevet etter BDM-utvasking ikke skarpe elektrodeopptak.
begrensninger
I motsetning til vanlige cellekulturmodeller gir skiver en intakt vevstruktur omfattende bevaret elektrisk og mekanisk celle til celleforbindelser, ekstracellulær matrise og distribusjon av kardiomyociTes og ikke-myocytter i det nasjonale vevet 6 . Imidlertid samsvarer ikke hjertevevskiver nøyaktig med in vivo- situasjonen, da de bare er 150-400 μm tykke, levert av kunstig medium og kan bli skadet under fremstillingsprosessen. Trypanblåfarging og immunhistologisk evaluering av aktivt kaspase-3 og PARP p85-fragment viste at celler i embryoniske skiver, bortsett fra de i overflatelagene, var levedyktige etter skåret 9 .
Ledningssystemet er ikke bevart i ventrikulære skiver, og eksitasjonsspredningen er todimensjonal snarere enn tredimensjonal i de flate skiver. Skiver fra embryonale hjerter viser spontan slag i opptil to uker i kultur 9 . Spontane sammentrekninger av voksne skiver kan også forekomme, og det er uklart om de er indusert av celler i ledningssystemet eller kan indikere cellebeskadigelse og Ca 2+ overlOad 18 .
Fremtidige applikasjoner
I tillegg til elektrofysiologiske studier med skarpe elektroder og mikroelektroder, som kan brukes til farmakologiske eksperimenter for å analysere virkningen av stoffer på virkningspotensialegenskaper og excitasjonsspredning 11 , utviklingsstudier 19 eller karakterisering av transplanterte kardiomyocytter 15 som vist ovenfor, ventrikulære skiver av neonatal Hjerter har blitt brukt til kraftkonsentrasjonsmålinger 10 , som også kunne brukes på voksne skiver. Videre potensielle fremtidige bruksområder inkluderer (I) langsiktige mikroskopi studier i kultiverte skiver, for eksempel for å vurdere strukturell integrasjon av injiserte stamceller-avledede kardiomyocytter, (II) injeksjon av gjennomsiktige permeable fargestoffer til undersøkt intercellulær kobling eller (III) studier av endotel Og vaskulær funksjon av coronaRykkskip i skiver.
Konklusjonen er ventrikulære skiver en verdifull flercellular vævsmodell med bevaret in vivo- lignende struktur, som kan bidra til å overvinne begrensninger av vanlige cellekulturmodeller og er anvendelig for et bredt spekter av farmakologiske, fysiologiske, utviklings- og celleterapi-studier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å erklære.
Acknowledgments
Vi anerkjenner støtten fra verkstedene og dyreanlegget ved instituttet for neurofysiologi. Dette arbeidet ble støttet av Walter und Marga Boll-Stiftung, Köln Fortune og Deutsche Stiftung für Herzforschung.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Leica VT 1000s | Leica Microsystems, Wetzlar, Germany | Microtome with vibrating blade. | |
| Stainless Steel Blades | Campden Instruments, Loughborough, England | 7550-1-SS | |
| Pasteur pipettes | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | Z627992 | |
| Fine brush, e.g. size 6 (4/32") | VWR, International, Radnor, USA | 149-2125 | |
| Preparation table | self made | ||
| Molt for embedding ventricles in agarose | self made | ||
| 1 mL Syringe | Becton, Dickinson; Franklin Lakes, USA | 300013 | |
| 27 G x 3/4`` Needles | Braun, Melsungen, Germany | 4657705 | |
| 20 G 11/2`` Needles | 4657519 | ||
| Small scissor | WPI, Sarasota, USA | 501263 | |
| Tweezers #5, 0.1 x 0.06 mm tip | WPI, Sarasota, USA | 500342 | |
| Oxygen gas (medical grade O2) | Linde, Munich, Germany | ||
| Carbogen gas (95 % O2, 5 % CO2) | Linde, Munich, Germany | ||
| NaCl | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | 7647-14-5 | |
| KCl | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | 746436 | |
| CaCl2 | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | 746495 | |
| KH2PO4 | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | NIST200B | |
| HEPES | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | 51558 | |
| NaHCO3 | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | S5761 | |
| D(+)-Glucose | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | G8270 | |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | M7506 | |
| NaOH | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | S8045 | |
| Cyanoacrylate glue | Henkel, Düsseldorf, Germany | ||
| Low-melt Agarose | Roth, Karlsruhe, Germany | 6351.2 | |
| Heparin-sodium-25000 I.E./5 mL | Ratiopharm, Ulm, Germany | ||
| Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM), high glucose, GlutaMAX | ThermoScientific, Waltham, USA | 10566016 | |
| SEC-10LX Amplifier | npi electronic GmbH, Tamm, Germany | SEC-10LX | |
| EPC 9 | HEKA Elektronik GmbH, Lambrecht, Germany | ||
| Zeiss Axiovert 200 | Zeiss, Oberkochen, Germany | ||
| Low magnification Micromanipulator | Narashige, Tokyo, Japan | Nm-3 | |
| High magnification, three-axis micromanipulator | Narashige, Tokyo, Japan | MHW-3 | |
| Peristaltic perfusion pump | Multi Channel Systems, Reutlingen, Germany | PPS2 | |
| 2-channel temperature controller | Multi Channel Systems, Reutlingen, Germany | TCO02 | |
| Square pulse stimulator | Natus Europe GmbH, Planegg, Germany | Grass SD9 | |
| Glass capillaries | WPI, Sarasota, USA | 1B150F-1 |
References
- Yamamoto, C., McIlwain, H. Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro. J Neurochem. 13, 1333-1343 (1966).
- Colbert, C. M. Preparation of cortical brain slices for electrophysiological recording. Methods Mol Biol. 337, 117-125 (2006).
- Ad Graaf, I., Groothuis, G. M., Olinga, P. Precision-cut tissue slices as a tool to predict metabolism of novel drugs. Expert Opin Drug Metab Toxicol. 3, 879-898 (2007).
- Kim, Y. H., et al. Cardiopulmonary toxicity of peat wildfire particulate matter and the predictive utility of precision cut lung slices. Part Fibre Toxicol. 11, 29 (2014).
- Nembo, E. N., et al. In vitro chronotropic effects of Erythrina senegalensis DC (Fabaceae) aqueous extract on mouse heart slice and pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. J Ethnopharmacol. 165, 163-172 (2015).
- Wang, K., et al. Cardiac tissue slices: preparation, handling, and successful optical mapping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308, H1112-H1125 (2015).
- Bussek, A., et al. Tissue slices from adult mammalian hearts as a model for pharmacological drug testing. Cell Physiol Biochem. 24, 527-536 (2009).
- Burnashev, N. A., Edwards, F. A., Verkhratsky, A. N. Patch-clamp recordings on rat cardiac muscle slices. Pflugers Arch. 417, 123-125 (1990).
- Pillekamp, F., et al. Establishment and characterization of a mouse embryonic heart slice preparation. Cell Physiol Biochem. 16, 127-132 (2005).
- Pillekamp, F., et al. Neonatal murine heart slices. A robust model to study ventricular isometric contractions. Cell Physiol Biochem. 20, 837-846 (2007).
- Halbach, M., et al. Ventricular slices of adult mouse hearts--a new multicellular in vitro model for electrophysiological studies. Cell Physiol Biochem. 18, 1-8 (2006).
- Halbach, M., et al. Electrophysiological maturation and integration of murine fetal cardiomyocytes after transplantation. Circ. Res. 101, 484-492 (2007).
- Halbach, M., et al. Time-course of the electrophysiological maturation and integration of transplanted cardiomyocytes. J. Mol. Cell Cardiol. 53, 401-408 (2012).
- Halbach, M., et al. Cell persistence and electrical integration of transplanted fetal cardiomyocytes from different developmental stages. Int. J. Cardiol. 171, e122-e124 (2014).
- Halbach, M., et al. Electrophysiological integration and action potential properties of transplanted cardiomyocytes derived from induced pluripotent stem cells. Cardiovasc. Res. 100, 432-440 (2013).
- Verrecchia, F., Herve, J. C. Reversible blockade of gap junctional communication by 2,3-butanedione monoxime in rat cardiac myocytes. Am J Physiol. 272, C875-C885 (1997).
- Watanabe, Y., et al. Inhibitory effect of 2,3-butanedione monoxime (BDM) on Na(+)/Ca(2+) exchange current in guinea-pig cardiac ventricular myocytes. Br J Pharmacol. 132, 1317-1325 (2001).
- Fleischmann, B. K., et al. Differential subunit composition of the G protein-activated inward-rectifier potassium channel during cardiac development. J Clin Invest. 114, 994-1001 (2004).
- Peinkofer, G., et al. From Early Embryonic to Adult Stage: Comparative Study of Action Potentials of Native and Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes. Stem Cells Dev. 25, 1397-1406 (2016).
