Summary
Ein Protokoll für die Quantifizierung von Proteinen in komplexen biologischen Flüssigkeiten mit automatisierten Immuno-MALDI (iMALDI)-Technologie präsentiert.
Abstract
Massenspektrometrie (MS) ist eine der am häufigsten verwendeten Technologien zur Quantifizierung von Proteinen in komplexen Proben mit ausgezeichneten Assay Spezifität durch die unmittelbare Erfassung des Masse-Ladungs-Verhältnisses der einzelnen Zielmolekül. Aber MS-basierte Proteomics, wie die meisten anderen analytischen Techniken, hat eine Tendenz zur Messung hoher Fülle Analyten, so dass es schwierig ist, um zu erreichen Nachweisgrenzen von niedrigen ng/mL oder Pg/mL in komplexen Proben, und dies ist der Konzentrationsbereich für viele krankheitsrelevante Proteine in auszahlt wie menschlichen Plasma. Zur Unterstützung bei der Erkennung von niedrig-Fülle Analyten wurde Immuno-Anreicherung integriert in den Assay zu konzentrieren und Reinigen des Analyten vor der MS Messung Assay Empfindlichkeit deutlich zu verbessern. In dieser Arbeit ist die Immuno - Matrix Laser Desorption/Ionisierung (iMALDI)-Technologie präsentiert für die Quantifizierung von Proteinen und Peptiden in auszahlt, basierend auf Immuno-Anreicherung auf Perlen, gefolgt von MALDI-MS Messung ohne vorherige Elution. Die Anti-Peptid-Antikörper sind auf magnetische Beads funktionalisiert und mit Proben inkubiert. Nach dem Waschen, die Perlen sind auf ein MALDI-Zieltafel direkt übertragen und die Signale durch eine MALDI-Zeit des Fluges (MALDI-TOF) Instrument gemessen werden, nachdem die Matrixlösung auf die Perlen angewendet wurde. Die Beispielprozedur Vorbereitung ist im Vergleich zu anderen Immuno-MS-Assays vereinfacht, und die MALDI-Messung ist schnell. Die gesamte Probenvorbereitung ist mit einer Flüssigkeit, die handling-System, mit verbesserten Assay Reproduzierbarkeit und höheren Durchsatz automatisiert. In diesem Artikel dient der iMALDI-Test zur Bestimmung der Peptid Angiotensin ich (Ang ich) Konzentration im Plasma, die klinisch als Auslesen der Plasma-Renin-Aktivität für das Screening von primären Aldosteronism (PA) verwendet wird.
Introduction
Massenspektrometrie ist ein unverzichtbares Werkzeug in quantitative Proteomik geworden. Massenspektrometrie kann die Massen der Zielproteine oder Peptide bestimmen, also die erhaltenen Analyten Signale können hochspezifische im Vergleich zu Immunoassays. Zwei sind Ionisation, Electrospray und MALDI, am häufigsten Methoden zur Erkennung von Proteinen und Peptiden1,2,3,4. Eine große Herausforderung in MS-basierte Protein Quantifizierung liegt in der Erkennung von niedrig-Fülle Proteinen in komplexen Proben bei ng/mL oder Pg/mL Konzentrationen in Anwesenheit hoher Fülle Proteine und viele Kandidaten-Protein-Biomarkern im menschlichen Plasma gefunden werden innerhalb dieser Reihe5. Dieses Problem wird weitgehend durch die von Natur aus hohen Dynamikbereich und Komplexität der menschlichen Proteoms6verursacht.
Um diese Erkennung Herausforderungen zu überwinden, Immuno-MS-Methoden wurden entwickelt, um bereichern die Zielproteine oder Peptide aus den Musterlösungen auf einer festen Oberfläche, gefolgt von Elution von Analyten und MS Messung7,8 , 9 , 10. durch Immuno-Anreicherung des Analyten werden gereinigt, von komplexen Proben und minimiert die Ion-Unterdrückung Effekte aus anderen Molekülen. Unter den verschiedenen festen Trägern sind magnetische Beads derzeit am häufigsten verwendet, da sie die Vorteile der hohen Antikörper-Bindungskapazität und einfache Handhabung. Magnetische Beads mit unterschiedlichen Functionalizations und Größen wurden entwickelt und vermarktet für Immunopräzipitation Experimente. Bis heute hat Immuno-Anreicherung auf Perlen mit Electrospray Ionisierung (ESI) und MALDI-MS für Proteine und Peptide Messung angeschlossen. In stabiler Isotope Standards und Gefangennahme durch Anti-Peptid-Antikörper (SISCAPA)-Technologie sind Proteine in den Proben verdaut, gefolgt von Inkubation mit Antikörper-beschichtete Perlen für Immuno-Anreicherung. Im "klassischen" SISCAPA sind die aufgenommenen Proteotypic Peptide eluiert von Perlen und gemessen durch flüssige Chromatographie-ESI-MS (LC-MS) oder durch direkte Infusion ESI-Multiple Reaktion Monitoring-MS (ESI-MRM-MS)11,12. Immuno-Anreicherung verbessert die MRM-Assay-Empfindlichkeit um Größenordnungen 3-4 niedrige ng/mL Palette13zu erreichen.
Im Vergleich zu Elektrospray-MS, MALDI-MS ist schneller und beinhaltet jedoch nicht die Reinigung und erneute Gleichgewichtherstellung LC Spalten so gibt es keine Verschleppung und Verschmutzung Probleme eignet sich mehr für Hochdurchsatz-Studien14. Immuno-MALDI-Technologie entwickelt wurde, in unserem Labor, Immuno-Anreicherung mit MALDI-MS für empfindliche und spezifische Quantifizierung von Peptiden und Proteinen (basierend auf Quantifizierung von Proteotypic Peptiden) verbinden15,16 ,17. Nach der Immuno-Bereicherung die Perlen sind auf einem MALDI-Zieltafel hinterlegt, die Matrixlösung wird hinzugefügt, um Perlen und die Platte ist bereit für die Analyse von MALDI-TOF-MS nach dem Trocknen. Elution der Peptide aus den Perlen ist nicht als separater Schritt durchgeführt, aber Affinität-gebundenen Analyten sind durch die MALDI-Matrix-Lösung eluiert, wenn es die Perle Spots, dadurch vereinfachen die Probenvorbereitung und Minimierung Probenverlust hinzugefügt wird. Die iMALDI-Technologie in einer Vielzahl von Anwendungen18,19, angewendet wurde und vor kurzem wurde automatisiert und verwendet für die Messung von Angiotensin ich (Ang ich) zur Bestimmung der Plasma-Renin-Aktivität (PRA)-20. Dieses Protokoll zeigen das Verfahren verwendet, um eine automatisierte iMALDI Assay durchzuführen. Nehmen wir als Beispiel, Inter Tag CVs von weniger als 10 % des PRA-Tests durch Automatisierung, mit der Fähigkeit 744 Proben pro Tag20erreicht.
Der iMALDI PRA-Test zeigte in diesem Manuskript erfordert keine Proteinverdauung, als dem Zielmolekül (Ang ich) ist ein Peptid mit einem Molekulargewicht von 1295.7 Da. In anderen Tests wo Proteinverdauung ist notwendig und eine Peptid dient als Leihmutter für das intakte Protein sollte das ausgewählte Peptid für iMALDI, einzigartig und speziell für das Zielprotein, mit einer Masse von über 800 Da, so daß es leicht aus dem c unterschieden werden können hemical Lärm aus der MALDI-Matrix-Lösung. Anti-Peptid-Antikörper sind erforderlich für die Immuno-Bereicherung der Peptide. Das Protokoll für eine iMALDI-Assay PRA Messung besteht aus vier Schritten: 1) Generation von Ang ich im menschlichen Plasma; (2) Immuno-Anreicherung von Ang ich mit Antikörper-beschichtete Perlen; (3) Übertragung von Perlen zu einem MALDI Zieltafel und Hinzufügen von Matrixlösung; und 4) Erwerb von MALDI-TOF-MS und Daten Analyse20zu signalisieren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
die Beträge der unten beschriebenen Reagenzien basieren auf der Messung von 20 Patienten Plasmaproben. Das Protokoll Nachstehend folgt die Richtlinien von der University of Victoria ' s Humanforschung Ethikkommission.
1. Generation von Ang ich im menschlichen Plasma
- tauen Plasmaproben (≥ 200 µL) in einem Raum Temperatur Wasser Bad für 5 min, und setzen Sie dann die Proben auf Eis bis vollständig aufgetaut.
- Transfer 200 µL jeder Plasma Probe manuell zu trennen Brunnen von einem 1,1 mL Deep-Well-Platte (Probenteller), und die Platte in einer Zentrifuge für 10 min bei 2 ° C und 1278 X g Zentrifugieren
- Verwenden eine automatisierte Liquid handling-System, um eine 500 Fmol/µL Ang I NAT standard-Lösung zur Vorbereitung sechs Kalibrator Lösungen mit Huhn Eiweiß Albumin seriell zu verdünnen (0,1, 0,2, 0,6, 1,9, 5.7, 17,2 Fmol/µL).
- Jedem Kalibrator, ein gut und 125 µL Generation Pipette 200 µL Puffer Probenteller.
Hinweis: Die CEWA in Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS) Puffer muss am Tag des Experiments frisch zubereitet werden. - Mit einer automatisierten Flüssigkeit handling-System, in einer neuen Platte mix 125 µL überstand Plasma oder 125 µL CEWA mit PBS-Puffer mit 25 µL Ang ich Generation Puffer, enthält 1 M Tris, 0,2 mM Ethylenediaminetetraacetic Säure (EDTA) und 1 mM Phenylmethylsulfonyl Fluorid (PMSF).
Hinweis: Bereiten Sie die Ang ich Generation Puffer durch das Mischen von 1 M Tris/0,2 mM EDTA wässrigen Puffers (passen Sie auf pH 5,5 mit Essigsäure) und eine PMSF Lösung (100 mM in Methanol). Beide Lösungen können bis zu 1 Monat bei 4 ° c-Mix der beiden Lösungen am Tag des Experiments gelagert werden. - Übertragen die Lösungen automatisch in eine 96-Well-Platte, 3 Wiederholungen pro Lösung, 34 µL pro Bohrloch. Inkubieren Sie die Platte bei 37 ° C für 3 h
2. Immuno-Anreicherung von Ang ich mittels Antikörper-beschichtete Perlen
- Konjugation des Antikörpers auf magnetische Protein G Perlen
Hinweis: Konjugation des Antikörpers mit den Perlen erfolgt manuell in den 3 h Ang ich Generation Zeit auf die Tag des Experiments. Für andere Analyte könnte die konjugierten Perlen in PBS-Puffer mit 0,015 % CHAPS (PBSC) bei 4 ° C für drei Monate oder länger, je nach Eigenschaften und Stabilität des Antikörpers gespeichert werden können.- Transfer 110 µL Wulst Gülle (reicht für 20 Proben zu messen und damit eine standard 6-Punkt-Kurve) in einer 1,5 mL-Tube. Waschen Sie die Perlen siebenmal mit 1 mL 25 % Acetonitril/peripherer und dreimal mit 1 mL peripherer. Verwenden Sie ein Magnetstativ, um die Perlen zwischen jedem Waschschritt pellet. Entfernen Sie die Waschpuffer nach der letzten Wash
Hinweis: Waschen 7 Mal mit 25 % ist Acetonitril/peripherer entscheidend zur Beseitigung der MS-inkompatible Additive im Wulst Gülle, wie z. B. Tween-20. In den ausgewählten Perlen gibt es keine solche Zusätze, dieses umfangreiche Waschschritt möglicherweise nicht notwendig sein. - Die Perlen in 110 µL peripherer aufzuwirbeln, und fügen Sie 110 µL Anti-Ang ich Antikörper (endgültige Antikörperkonzentration: 100 µg/mL). Mischen Sie die Perlen und die Lösung durch pipettieren und inkubieren Sie sie bei Raumtemperatur für 1 h, 8 u/min drehen.
- Waschen die Perlen 3 Mal mit 1 mL peripherer und in 1100 µL peripherer Aufschwemmen.
Hinweis: Wenn keine Wulst-Lösung in die Kappe des Rohres während der Inkubation geflossen ist, spin-down die Lösung unter Verwendung einer Benchtop-Zentrifuge bei 2680 X g. - Übertragen die Wulst-Lösung manuell in eine 96-Well-Platte (Perle standard Platte). Verwenden Sie die automatisierte Flüssigkeit Handlingsystem, aliquoten die Perlen an der gleichen 96-Well-Platte, 120 µL pro Well.
- Transfer 110 µL Wulst Gülle (reicht für 20 Proben zu messen und damit eine standard 6-Punkt-Kurve) in einer 1,5 mL-Tube. Waschen Sie die Perlen siebenmal mit 1 mL 25 % Acetonitril/peripherer und dreimal mit 1 mL peripherer. Verwenden Sie ein Magnetstativ, um die Perlen zwischen jedem Waschschritt pellet. Entfernen Sie die Waschpuffer nach der letzten Wash
- Immuno-Anreicherung an den Perlen
- nach 3 h Ang Generation Zeit, lege ich die Inkubation Platte auf Eis für 10 min in die Generation der Ang I. beenden
- Automatisch Verdünnen der SIS Peptid-Stammlösung (10 Pmol/μL) 100fach mit PBS Puffer, und automatisch weitere Aliquot der stabilen Isoptope standard Peptid Verdünnung auf eine 96-Well-PCR-Platte. 1,5 µL einer stabilen Isotop Normen (SIS) Peptid-Lösung (mit 100 Fmol) in jede Vertiefung der Inkubation Platte übertragen und mischen Sie es mit der Plasma-Proben oder der CEWA in PBS-Puffer.
- Automatisch den Inhalt der Inkubation Platte auf die Wulst Lösung, 10 mL pro Bohrloch übertragen, mix.
- Die Platte bei 4 ° C für 1 h beim Drehen mit 8 u/min inkubieren.
- Die Perlen dreimal waschen automatisch mit 5 mM Ammonium Bicarbonat (AmBic) Lösung, 100 µL pro Bohrloch pro Waschgang. Nach der letzten Wäsche Aufschwemmen der Perlen in 7 µL 5 mM AmBic Lösung in jede Vertiefung. Verwenden Sie ein Magnet, um die Perlen nach dem letzten Wash nach unten ziehen
3. Übertragung von Perlen auf eine MALDI Zieltafel und Hinzufügen von Matrix-Lösung
- Transfer 7 µL des Schlickers Wulst automatisch auf eine MALDI-Zieltafel mit einer Spotgröße von 2.600 µm. Lassen Sie die Perlen austrocknen.
Hinweis: Ein kleiner USB-betriebenen Ventilator kann verwendet werden, um die Perle, die Trocknung beschleunigen. - Automatisch hinzufügen 2 µL der α-Cyano-4-Hydroxycinnamic Säure (HCCA)-Matrixlösung (mit 3 mg/mL HCCA, 1,8 mg/mL Ammonium Citrat, 70 % Acetonitril und 0,1 % Trifluoroacetic Säure) aus der Matrix gut auf jede Probe vor Ort auf die Zieltafel .
4. Übernahme durch ein MALDI-TOF-MS und Datenanalyse-Signal
- Analyse der Probe Flecken mit einem MALDI-TOF-Instrument mit positiven Reflektor-Modus. Führen Sie interne Kalibrierung Daten Glättung und Grundlinie Subtraktion automatisch mit herstellerspezifischen Software.
Hinweis: Die Betriebsart (positiv/negativ, lineare/Reflektor) für MALDI-TOF-Messung hängt von der Ziel-Peptide oder Proteine. - Die relative Response Ratio (Nat/SIS Intensitätsverhältnis) zu berechnen und vergleichen Sie es mit der Standardkurve bestimmen die ang ich Konzentration in jeder Probe. Berechnen Sie PRA nach Gleichung (1), wo Δt Ang ich Generation repräsentiert die Zeit für die Generation der Ang I.
PRA = [Ang ich] / Δt Ang ich Generation (1)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Eine automatisierte iMALDI-Verfahren zur Messung der Ang ist mir in Abbildung 1gezeigt. Ziel-Peptide (endogene Peptide oder Peptide aus verdauliche Proteine) sind auf Anti-Peptid magnetische Beads bereichert, und dann werden die Perlen auf eine Zieltafel für MALDI-Messung übertragen. Das gesamte Verfahren wird vereinfacht, im Vergleich zu anderen Immuno-MS-Technologien, die zusätzliche Peptid Elution Schritte erfordern. Automatisierung des iMALDI-Tests kann für Hochdurchsatz-Analyse einer großen Anzahl von Proben mit einem Inter Tag Variationskoeffizienten (CV) unter 10 % 20. Repräsentative Spektren gewonnen durch Messung Ang ich im menschlichen Plasma-Proben sind in Abbildung 2dargestellt. Die SIS-Peptide-Funktion als interner Standard für Peptid-Quantifizierung. Korrelation von PRA Werte von 188 Patienten Proben mit dem automatisierten iMALDI Assay mit PRA Werte mithilfe einer klinischen LC-MS/MS-Verfahren-17 ist in Abbildung 3dargestellt. Die beiden Methoden haben einen Korrelationskoeffizienten von 0,98; der Unterschied zwischen den hängen könnte durch den Einsatz von verschiedenen internen Standards in den beiden Methoden oder durch den Einsatz von verschiedenen Antikörpern in iMALDI Verfahren20verursacht werden. Des linearen Bereichs der Assay und der Assay-Präzision sind in Abbildung 4 und Abbildung 5dargestellt.
Abbildung 1: Prozess fließen schematische Darstellung einer automatisierten iMALDI PRA Test. Adaptiert von Referenz20, mit freundlicher Genehmigung. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: Repräsentative Spektren von NAT und SIS Ang ich Peptide gemessen aus einer Stichprobe von Humanplasma.
Abbildung 3: Korrelation von PRA Werte gemessen durch iMALDI und LC-MS/MS von 188 Patientenproben. Adaptiert von Referenz20, mit freundlicher Genehmigung.
Abbildung 4: Lineare reicht den iMALDI PRA-Assay im Reflektor (A) und (B) linear-Modus. Adaptiert von Referenz20, mit freundlicher Genehmigung. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 5: Intraday-Präzision (A) und innertags Präzision (B) iMALDI PRA Assays auf Plasmapools mit niedrigen, mittleren und hohen PRA Werte. Adaptiert von Referenz20, mit freundlicher Genehmigung. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Im Vergleich zu herkömmlichen MS-basierte Protein Quantifizierung, nutzt iMALDI Antikörper zur Bereicherung der Analyten und reinigen sie von komplexen Proben, daher macht es möglich, Proteine oder Peptide in geringen Konzentrationen zu quantifizieren. Ein wichtiger Schritt in das iMALDI-Protokoll ist die Immuno-Anreicherung der Ziel-Peptide. Zu diesem Zweck sollten Antikörper mit hoher Spezifität und Affinität ausgewählt werden. In SISCAPA wurde berichtet, dass Antikörper Affinitäten bei 10-9 M oder besser erforderlich wäre, um hohe Empfindlichkeit bei niedrigen ng/mL21zu erreichen. Darüber hinaus sind Perlen mit hohen Antikörper-Bindungskapazität für optimale Bereicherung bevorzugt.
Es ist auch wichtig, relativ "saubere" Spektren der Zielmoleküle mit minimaler Hintergrund zu erzeugen. Hohen Signal-Rausch-Verhältnis können durch umfangreiche Perle waschen nach der Immuno-Anreicherungsschritt erreicht werden. Darüber hinaus haben wir gefunden, die Perle-Spots auf der Zielplatte waschen, nach hinzufügen und trocknen die Matrixlösung können erheblich die Störsignale reduzieren und damit das Signal-Rausch-Verhältnis verbessern.
Der iMALDI PRA-Test zeigte in dieser Arbeit erfordert nicht die Proteolyse Schritte als das Zielmolekül Ang I ist ein Peptid. Um Protein-Moleküle in einer Probe zu quantifizieren, wird das Protein in der Regel in Peptide vor Immuno-Anreicherung, verdaut, obwohl für Epitop-haltiger Peptide, die Verdauung der aufgenommenen Protein22,23ausgeführt werden kann. In diesem Fall kann eine vorhandene Protein-Verdauung-Protokoll leicht in den Workflow der iMALDI eingefügt werden. Je nach der Verdauung Puffer kann ein Entsalzung Schritt vor der Aufnahme der Peptide auf Perlen, erforderlich sein, zur Vermeidung von Interferenzen mit dem Antikörper-Peptid-Bindung.
Ähnlich wie bei anderen Immuno-MS-Methoden, Produktion von Anti-Peptid-Antikörper ist eine große Herausforderung in der Entwicklung von iMALDI Assays. Vor kurzem, Triple X Proteomics-Technologie wurde entwickelt um Affinität Bindemittel zu erzeugen, die mehrere Peptide pro Binder24Zielen können. Dies kann die Kosten für die Anti-Peptid-Antikörper und erleichtert die Entwicklung von gleichzeitigen gemultiplexten Assays mit einer einzigen Inkubation. Auch Antikörper Fragmente25 oder synthetische Aptamere26 könnte Alternativen zur Verwendung von intakten Antikörpern und hätte den Vorteil der einfacher Produktion. Synthetische Aptamere sind berichtet worden, als die unteren Hintergrundkonzentrationen als intakte Antikörper bei Affinität-Anreicherung26zeigen.
iMALDI-Technologie verbindet die Vorteile von Immunoassays mit MALDI-Massenspektrometrie, ermöglicht schnelle und Hochdurchsatz-Protein/Peptid-Analyse in eine große Anzahl von komplexen Proben mit hoher Sensitivität und Spezifität. Im Gegensatz zu anderen Immuno-MS-Methoden wodurch nach Immuno-Capture, das Ziel, die Peptide in der Röhre nicht eluiert werden, aber die Perlen, die tragende Analyten auf der MALDI-Zieltafel für MS-Analyse übertragen werden es den Verlust von Peptiden durch die Adsorption, Kunststoff Röhren. Im Vergleich zu weit verbreiteten Proteomik-Tools wie western-Blot oder ELISA, muss nur ein Antikörper iMALDI, erheblich zu verringern, den Assay Entwicklung Zeit- und Kostenaufwand. Die untere Grenze der Erkennung, die wir, in der PRA-Test erhalten haben ist vergleichbar zu konventionellen ELISA und auch im physiologischen Bereich. Der Antikörper und die Masse-Ladungs-Verhältnis bieten eine doppelte Auswahlverfahren sorgt für die hohe Spezifität des Assays. Anwendungen des iMALDI beschränkt sich nicht auf PRA-Assays, sondern kann zur Quantifizierung der Protein-Expression und sogar Quantifizierung Protein Änderungen in komplexen Proben angewendet werden. Insbesondere könnte die automatisierte Hochdurchsatz-iMALDI ein leistungsfähiges klinischen Werkzeug für die Erforschung und Validierung von Protein-Biomarkern in einer Vielzahl von Krankheiten, durch das Vorhandensein von Benchtop MALDI Instrumente derzeit in Kliniken für bakterielle Kennung.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
C.H.B hält das Patent auf die iMALDI-Technologie.
Acknowledgments
Wir danken den finanziellen Unterstützung von Genom Kanada und Genom British Columbia für Operationen (204PRO) und Technologieentwicklung (214PRO) durch das Genom Innovationen Netz (GIN). Wir danken der Drug Discovery-Plattform am Research Institute von der McGill University Health Center für die Nutzung der MALDI-TOF-Instrument für die Dreharbeiten. H.L ist dankbar für die Unterstützung von ein Postdoc-Stipendium von der National Science and Engineering Research Council of Canada (NSERC). C.H.B ist dankbar für die Unterstützung von Leading Edge Endowment Fund (LEEF). C.H.B. ist dankbar für Unterstützung von den Segal McGill Lehrstuhl für Molekulare Onkologie an der McGill University (Montreal, Quebec, Kanada). M.X.C. und C.H.B. sind dankbar für Unterstützung von Warren Y. Soper Charitable Trust und Alvin Segal Family Foundation die Jewish General Hospital (Montreal, Quebec, Kanada).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Healthy control human plasma | Bioreclamation | HMPLEDTA2 | |
| Ammonium bicarbonate | Sigma Aldrich | 09830 | |
| Ammonium citrate dibasic | Sigma Aldrich | 09833 | |
| CHAPS (>=98%) | Sigma Aldrich | C9426 | |
| Albumin from chicken egg white (>98%) | Sigma Aldrich | A5503 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid | Sigma Aldrich | EDS | |
| Alpha-cyano-4-hydroxycinnamic acid | Sigma Aldrich | 70990 | |
| Phosphate buffered saline | Sigma Aldrich | P4417 | |
| Phenylmethanesulfonyl fluoride | Sigma Aldrich | 78830 | |
| Trifluoroacetic acid | Thermo Fisher Scientific | 85172 | LC-MS grade |
| acetonitrile | Fluka | 34967 | LC-MS grade |
| water | Fluka | 39253 | LC-MS grade |
| acetic acid | Fluka | 320099 | LC-MS grade |
| Tris(hydroxymethyl)aminomethane | Roche Diagnostics | 3118169001 | |
| Dynabeads Protein G magnetic beads | Thermo Fisher Scientific | 10003D | 2.8 μm, 30 mg/mL |
| anti-Ang I goat polyclonal antibody | Santa Cruz Biotechnology | sc-7419 | |
| Nat and SIS Ang I | synthesized at the University of Victoria-Genome BC Proteomics Centre | ||
| Automated liquid handling system | Agilent | 16050-102 | Agilent Bravo robotic workstation |
| Magnet | Thermo Fisher Scientific | 12321D | Invitrogen DynaMag-2 magnet |
| Tube rotator | Theromo Scientific | 400110Q | Labquake Tube Rotator |
| Magnet | Thermo Fisher Scientific | 12027 | DynaMag-96 side skirted magnet |
| Magnet | VP Scientific | 771RM-1 | used to pull the beads to the bottom of the well |
| MALDI-TOF | Bruker | Bruker Microflex LRF instrument |
References
- Aebersold, R., Mann, M.
- Nicol, G. R., et al. Use of an Immunoaffinity-Mass Spectrometry-based Approach for the Quantification of Protein Biomarkers from Serum Samples of Lung Cancer Patients. Mol. & Cell. Proteomics. 7 (10), 1974-1982 (2008).
- Webster, J., Oxley, D. Chemical Genomics and Proteomics: Reviews and Protocols. Zanders, E. D. , Humana Press. 227-240 (2012).
- Yergey, A. L., et al. De novo sequencing of peptides using MALDI/TOF-TOF. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 13 (7), 784-791 (2002).
- Anderson, L. Six decades searching for meaning in the proteome. J. Proteomics. 107, 24-30 (2014).
- Landegren, U., et al. Opportunities for Sensitive Plasma Proteome Analysis. Anal. Chem. 84 (4), 1824-1830 (2012).
- Guo, A., et al. Immunoaffinity Enrichment and Mass Spectrometry Analysis of Protein Methylation. Mol. & Cell. Proteomics. 13 (1), 372-387 (2014).
- Florentinus-Mefailoski, A., Soosaipillai, A., Dufresne, J., Diamandis, E. P., Marshall, J. G. An enzyme-linked immuno-mass spectrometric assay with the substrate adenosine monophosphate. Anal. Bioanal. Chem. 407 (4), 1119-1130 (2015).
- Fredolini, C., et al.
- Tran, J. C., et al. Automated Affinity Capture and On-Tip Digestion to Accurately Quantitate in Vivo Deamidation of Therapeutic Antibodies. Anal. Chem. , (2016).
- Razavi, M., Leigh Anderson, N., Pope, M. E., Yip, R., Pearson, T. W. High precision quantification of human plasma proteins using the automated SISCAPA Immuno-MS workflow. N. Biotechnol. 33 (5 Part A), 494-502 (2016).
- Razavi, M., et al. High-Throughput SISCAPA Quantitation of Peptides from Human Plasma Digests by Ultrafast, Liquid Chromatography-Free Mass Spectrometry. J. Proteome Res. 11 (12), 5642-5649 (2012).
- Anderson, N. L., et al. SISCAPA Peptide Enrichment on Magnetic Beads Using an In-line Bead Trap Device. Mol. & Cell. Proteomics. 8 (5), 995-1005 (2009).
- Parker, C. E., Pearson, T. W., Anderson, N. L., Borchers, C. H. Mass-spectrometry-based clinical proteomics - a review and prospective. The Analyst. 135 (8), 1830-1838 (2010).
- Reid, J. D., Holmes, D. T., Mason, D. R., Shah, B., Borchers, C. H. Towards the Development of an Immuno MALDI (iMALDI) Mass Spectrometry Assay for the Diagnosis of Hypertension. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 21 (10), 1680-1686 (2010).
- Mason, D. R., Reid, J. D., Camenzind, A. G., Holmes, D. T., Borchers, C. H. Duplexed iMALDI for the detection of angiotensin I and angiotensin II. Methods. 56 (2), 213-222 (2012).
- Camenzind, A. G., vander Gugten, J. G., Popp, R., Holmes, D. T., Borchers, C. H. Development and evaluation of an immuno-MALDI (iMALDI) assay for angiotensin I and the diagnosis of secondary hypertension. Clin. Proteomics. 10 (1), 20 (2013).
- Jiang, J., et al. Development of an immuno tandem mass spectrometry (iMALDI) assay for EGFR diagnosis. Proteomics Clin Appl. 1, (2007).
- Jiang, J., Parker, C. E., Fuller, J. R., Kawula, T. H., Borchers, C. H. An Immunoaffinity Tandem Mass Spectrometry (iMALDI) assay for Detection of Francisella tularensis. Analytica chimica acta. 605 (1), 70-79 (2007).
- Popp, R. An automated assay for the clinical measurement of plasma renin activity by immuno-MALDI (iMALDI). Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Proteins and Proteomics. 1854 (6), 547-558 (2015).
- Schoenherr, R. M., et al. Automated screening of monoclonal antibodies for SISCAPA assays using a magnetic bead processor and liquid chromatography-selected reaction monitoring-mass spectrometry. J Immunol Methods. 353 (1-2), 49-61 (2010).
- Borchers, C. H. Methods of quantitation and identification of peptides and proteins. US patent. , US 7846748 B2 (2010).
- Borchers, C. H. Methods of quantitation and identification of peptides and proteins. Canadian patent CA. , CA 2507864 C (2011).
- Weiß, F., et al. Catch and measure-mass spectrometry-based immunoassays in biomarker research. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Proteins and Proteomics. 1844 (5), 927-932 (2014).
- Nelson, A. L. Antibody fragments: Hope and hype. mAbs. 2 (1), 77-83 (2010).
- Gupta, V., et al. An evaluation of an aptamer for use as an affinity reagent with MS: PCSK9 as an example protein. Bioanalysis. 8 (15), 1557-1564 (2016).
