Summary

Iniezione idrodinamica pelvi renale per Non virali espressione delle proteine nel rene

Published: January 08, 2018
doi:

Summary

Questo protocollo descrive un metodo per iniettare DNA plasmidico in rene del mouse tramite la pelvi renale per produrre l’espressione del transgene in particolare nel rene.

Abstract

Iniezione idrodinamica crea un ambiente locale, ad alta pressione di transfect vari tessuti con il DNA del plasmide ed altre sostanze. Iniezione della vena della coda idrodinamica, ad esempio, è un metodo ben stabilito che il fegato può essere transfected. Questo manoscritto descrive un’applicazione di principi idrodinamici per iniezione del rene del mouse direttamente con il DNA del plasmide per l’espressione genica del rene-specifica. Topi sono anestetizzati e rene è esposto da un’incisione del fianco seguita da una rapida iniezione di una soluzione contenente DNA plasmidico direttamente nella pelvi renale. L’ago è mantenuto sul posto per dieci secondi e il sito di incisione viene suturato. Il giorno seguente, immagini animali dal vivo, Western blot, o immunohistochemistry può essere usato per analisi di espressione genica o altri dosaggi adatti per il transgene di scelta vengono utilizzati per il rilevamento della proteina di interesse. Metodi pubblicati per prolungare l’espressione genica comprendono trattamento di integrazione e ciclofosfamide transgene transposon-mediata per inibire la risposta immunitaria per il transgene.

Introduction

La tecnica di iniezione della vena della coda idrodinamica è diventato un modo comunemente usato per raggiungere elevati livelli di espressione genica nei mouse del fegato1,2. I reni sono anche trasfettati con questa tecnica ad un livello più basso, circa 100 volte meno3. L’iniezione idrodinamica pelvi renale descritto qui fornisce un modo semplice per controllare la specificità di espressione organo attraverso mezzi fisici utilizzando gli stessi principi idrodinamici che sono stati stabiliti in precedenza nel fegato4,5 , muscolo6e altri organi7,8. Questo metodo transfects cellule in animali vivi in vivo mediante pressione e velocità per forzare il fluido contenente DNA nelle cellule, allo stesso tempo inducendo danni all’organo che è rapidamente risolto9. Usando le tecniche chirurgiche consolidate per visualizzare il rene attraverso un’ incisione di fianco10 insieme con una singola iniezione con una siringa di insulina, abbiamo trovato successo transfezione di vari tipi di cellule renali, principalmente interstiziale fibroblasti, tubuli e raccolta del condotto11. Dissezione di questi topi ha dimostrato che altri organi non transfected a livelli abbastanza in alto per visualizzare di luciferasi11di tecniche di imaging. Poiché la tecnica è non-virale, uso del DNA del plasmide per la transfezione permette facile e veloce preparazione dei reagenti necessari per l’iniezione.

Abbiamo usato iniezioni localizzate di idrodinamiche per esprimere l’antiossidante glutatione S-transferasi A4, il recettore del fattore di crescita 1 insulino-simile e l’eritropoietina dell’ormone nel rene, tutte dotate di effetti biologici previsti11, 12 , 13. valutazione dettagliata della via di somministrazione, volume di iniezione, dosaggio di DNA e la scelta del promotore è stata effettuata11. Inoltre, entrambi i piggyBac trasposone sistema trattamento e/o ciclofosfamide per sopprimere la reazione immunitaria per il transgene hanno dimostrato di migliorare i risultati a lungo termine espressione di gene11. Altri ricercatori hanno utilizzato un approccio della vena renale nel ratto con successo, raggiungere la transfezione alta efficienza per periodi di tempo superiori a un mese14. Tuttavia, correzione genetica dei fenotipi che imita la malattia umana vengono solitamente eseguiti in topi prima come un proof-of-concept poiché modelli genetici più mammiferi sono modelli murini. Abbiamo confrontato ad iniezione della vena renale alla pelvi renale iniezione e trovato che iniezione nella pelvi renale era superiore alla vena renale per l’espressione genica (circa dieci volte superiore) e sopravvivenza11. La pelvi renale è un percorso ideale di entrata nel rene, perché è abbastanza flessibile da tollerare fluttuazioni della produzione di urina e spesso è in grado di mantenere la sua integrità strutturale anche quando dilatato durante idronefrosi. Inoltre, iniezione nella pelvi renale consentito l’accesso al rene senza perforare la capsula del rene, permettendo il visibilmente trattenuto dal rene meglio di intraparenchymal iniezione del fluido iniettato. Altri organi del mouse non si dispone di un percorso di ingresso diverso da quello del sistema vascolare, ma lo spazio urinario del rene è un sito di iniezione ideale. Inoltre, iniezione nella vena renale ha provocato perdite di sangue nella cavità addominale. Il volume totale del rene dei reni di selvaggio-tipo di mouse è stato stimato dalla risonanza magnetica per essere circa 0,2 cm3, quindi il volume di un singolo rene è approssimativamente uguale alla quantità di liquido iniettato dal bacino renale idrodinamico iniezione (100 µ l)15. Qui, abbiamo messo a disposizione tutte le sfumature dettagliate del protocollo iniezione idrodinamica pelvi renale per raggiungere transfezione riproducibile del rene.

Protocol

Tutti i metodi descritti qui sono stati approvati dalle commissioni di utilizzo (IACUCs) del Baylor College of Medicine e Vanderbilt University Medical Center e istituzionali Animal Care. 1. preparare la soluzione di DNA per l’iniezione Selezionare il plasmid(s) per esprimere la transgene(s) attentamente per massimizzare le caratteristiche desiderabili per migliorare l’efficienza di trasfezione e l’espressione del transgene.Nota: Iniezione idrodinamica pelvi renale di plasmidi pe…

Representative Results

La tecnica di iniezione e chirurgia sono semplici da eseguire una volta masterizzato, che non richiede grandi attrezzature o materiali costosi. Se nuovo in chirurgia renale incisione a fianco, una giornata di formazione su diversi topi prevista per l’eutanasia dovrebbe essere consentita in cui i topi non sono recuperata dopo chirurgia perché il primo tentativo di questo tipo di chirurgia può richiedere molto più tempo rispetto al normale. In alternativa, gli investigatori hanno familia…

Discussion

In questo protocollo è descritto un metodo affidabile per la realizzazione di espressione genica riproducibile in particolare nel rene. Nelle mani di un chirurgo esperto moderatamente abbiamo trovato la percentuale dei topi transfettati con questa tecnica per essere nella gamma di 50-100%, a seconda dell’età del mouse e la sensibilità di lettura del transgene. Il livello di espressione di gene della luciferasi era sopra priorità bassa per parecchi mesi in topi che ricevono piggyBac trasposoni e completamente…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Il Career Development Award dal Department of Veterans Affairs [BX002797] supportati L.E.W. e il National Institutes of Health [R01-DK095867] e American Heart Association [15GRNT25700209] supportati J.C. Il National Institutes of Health [DK093660], Department of Veterans Affairs [BX002190] e centro del Vanderbilt per la malattia renale supportati M.H.W. Questo materiale è il risultato di lavoro sostenuto con risorse e utilizzo di servizi VA Tennessee Valley Healthcare System.

Materials

AnaSed Xylazine Patterson Veterinary 07-808-1947 Anesthetic – Not controlled substance
BD Insulin Syringe 0.5 mL 29G 1/2 Inch Cardinal Health 309306 Required syringes
Buprenex Pharmacist/Veterinarian Analgesia – Controlled Substance
Dynarex Disposable Towel Drape Thermo Fisher Scientific 19-310-671 Place over heat pad
EndoFree Plasmid Maxi Kit Qiagen 12362 Use only endotoxin-free plasmid DNA
Endosafe Gel-Clot LAL Rapid Positive Control Charles River PC200 Positive control for endotoxin test
Endosafe Gel-Clot LAL Rapid Single Test Vial Charles River R13500 Endotoxin test
Extra Fine Micro Dissecting Scissors Roboz Surgical Instrument RS-5882 Surgical tool
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouch – 9" Thermo Fisher Scientific 01-812-51 For autoclaving surgical tools
Gaymar Heat Pump Paragon Medical TP-700 Water-circulating heat pump
Germinator 500 Roboz Surgical Instrument DS-401 To reuse surgical tools during surgery
Graefe Forceps Roboz Surgical Instrument RS-5136 Surgical tool
Graefe Tissue Forceps Roboz Surgical Instrument RS-5153 Surgical tool
Halsey Needle Holder, 5" Length Roboz Surgical Instrument RS-7841 Surgical tool
Heat pads – 15" x 21" – need at least 3 Paragon Medical TP22G For use with Gaymar Heat Pump
IsoFlo (Isoflurane, USP) Abbott Animal Health 5260-04-05 For imaging and euthanasia
Isotec Isoflurane Delivery System Vaporizor Smiths Medical VCT3K2 For imaging and euthanasia
Ketamine Pharmacist/Veterinarian Anesthetic – Controlled Substance
Kimwipes Kimberly-Clark Professional 34120 Laboratory tissues
Living Image software Caliper Life Sciences For live animal imaging
Luciferin Perkin Elmer 122796 For live animal imaging
Nanodrop 2000 Thermo Scientific ND-2000-US-CAN Spectrophotometer for DNA measurement
Prevantics Swabs Thermo Fisher Scientific 23-100-110 For skin surgery prep
Prolene 5-0 sutures Taper 30" Thermo Fisher Scientific NC0256891 Non-absorbable sutures for skin
Puralube Brand Opthalmic Ointment Patterson Veterinary 07-888-2572 To keep eyes moist during surgery
Trans IT – QR Hydrodynamic Delivery Solution Mirus Bio MIR-5240 Hydrodynamic delivery buffer for diluting DNA
Vicryl 5-0 Sutures J303H Thermo Fisher Scientific NC9816710 Absorbable sutures for muscle layer
Wahl Mini Arco Clipper Med-Vet International 8787-1550 Shaver for skin prep
Xenogen IVIS 200 Caliper Life Sciences For live animal imaging

References

  1. Liu, F., Song, Y., Liu, D. Hydrodynamics-based transfection in animals by systemic administration of plasmid DNA. Gene Ther. 6 (7), 1258-1266 (1999).
  2. Zhang, G., Budker, V., Wolff, J. A. High levels of foreign gene expression in hepatocytes after tail vein injections of naked plasmid DNA. Human Gene Therapy. 10, 1735-1737 (1999).
  3. Fumoto, S., Nishimura, K., Nishida, K., Kawakami, S. Three-Dimensional Imaging of the Intracellular Fate of Plasmid DNA and Transgene Expression: ZsGreen1 and Tissue Clearing Method CUBIC Are an Optimal Combination for Multicolor Deep Imaging in Murine Tissues. PLoS One. 11 (1), e0148233 (2016).
  4. Yoshino, H., Hashizume, K., Kobayashi, E. Naked plasmid DNA transfer to the porcine liver using rapid injection with large volume. Gene Ther. 13 (24), 1696-1702 (2006).
  5. Kamimura, K., Suda, T., Xu, W., Zhang, G., Liu, D. Image-guided, lobe-specific hydrodynamic gene delivery to swine liver. Mol Ther. 17 (3), 491-499 (2009).
  6. Kamimura, K., Zhang, G., Liu, D. Image-guided,intravascular hydrodynamic gene delivery to skeletal muscle in pigs. Mol Ther. 18 (1), 93-100 (2010).
  7. Suda, T., Liu, D. Hydrodynamic gene delivery: its principles and applications. Mol.Ther. 15 (12), 2063-2069 (2007).
  8. Alino, S. F., et al. Naked DNA delivery to whole pig cardiac tissue by coronary sinus retrograde injection employing non-invasive catheterization. J Gene Med. 12 (11), 920-926 (2010).
  9. Suda, T., Gao, X., Stolz, D. B., Liu, D. Structural impact of hydrodynamic injection on mouse liver. Gene Ther. 14 (2), 129-137 (2007).
  10. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. J Vis Exp. (78), (2013).
  11. Woodard, L. E., et al. Kidney-specific transposon-mediated gene transfer in vivo. Sci Rep. 7, 44904 (2017).
  12. Liang, A., et al. Loss of glutathione S-transferase A4 accelerates obstruction-induced tubule damage and renal fibrosis. Journal of Pathology. 228 (4), 448-458 (2012).
  13. Liang, M., et al. Protective role of insulin-like growth factor-1 receptor in endothelial cells against unilateral ureteral obstruction-induced renal fibrosis. Am J Pathol. 185 (5), 1234-1250 (2015).
  14. Corridon, P. R., et al. A method to facilitate and monitor expression of exogenous genes in the rat kidney using plasmid and viral vectors. Am J Physiol Renal Physiol. 304 (9), F1217-F1229 (2013).
  15. Wallace, D. P., et al. Tracking kidney volume in mice with polycystic kidney disease by magnetic resonance imaging. Kidney Int. 73 (6), 778-781 (2008).
  16. Woodard, L. E., Wilson, M. H. piggyBac-ing models and new therapeutic strategies. Trends Biotechnol. 33 (9), 525-533 (2015).
  17. Yeikilis, R., et al. Hydrodynamics based transfection in normal and fibrotic rats. World J Gastroenterol. 12 (38), 6149-6155 (2006).
  18. Thalhofer, C. J., et al. In vivo imaging of transgenic Leishmania parasites in a live host. J Vis Exp. (41), (2010).
  19. Wooddell, C. I., et al. Muscle damage after delivery of naked plasmid DNA into skeletal muscles is batch dependent. Hum Gene Ther. 22 (2), 225-235 (2011).
  20. Crespo, A., et al. Hydrodynamic liver gene transfer mechanism involves transient sinusoidal blood stasis and massive hepatocyte endocytic vesicles. Gene Ther. 12 (11), 927-935 (2005).
  21. Rocca, C. J., Ur, S. N., Harrison, F., Cherqui, S. rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidney-targeted gene delivery: conclusion of a comparative study. Gene Ther. 21 (6), 618-628 (2014).
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Citer Cet Article
Woodard, L. E., Welch, R. C., Williams, F. M., Luo, W., Cheng, J., Wilson, M. H. Hydrodynamic Renal Pelvis Injection for Non-viral Expression of Proteins in the Kidney. J. Vis. Exp. (131), e56324, doi:10.3791/56324 (2018).

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