Nouvelle méthode de livraison ADN plasmidique aux souris vessie urothélium par électroporation
Summary
Nous décrivons une nouvelle méthode pour la livraison de plasmides d’ADN dans les cellules urothéliales de souris la vessie in vivo par cathétérisme de l’urètre et électroporation. Il offre un moyen rapide et pratique pour générer des modèles autochtones murins de maladies de la vessie.
Abstract
Modèles de souris génétiquement modifiées (edged) sont extrêmement précieux en révélant de nouveaux aperçus biologiques sur les mécanismes de déclenchement et la progression des maladies humaines comme le cancer. L’ablation des tissus spécifiques ou d’un cellule types in vivoou souris transgéniques et conditionnel ont été fréquemment utilisés pour la surexpression du gène. Cependant, la génération de modèles de souris de lignée germinale peut être lente et coûteuse. Des avancées récentes gène édition de technologies et la faisabilité de délivrer des plasmides d’ADN par infection virale ont permis la génération rapide des modèles de cancer de souris autochtone non germinale pour plusieurs organes. La vessie est un organe qui a été difficile pour les vecteurs viraux accéder, en raison de la présence d’une couche de glycosaminoglycanes couvrant l’urothélium. Nous décrivons ici une nouvelle méthode développée en laboratoire pour une prestation efficiente des plasmides d’ADN dans la souris vessie urothélium in vivo. L’instillation intravésicale de plasmides d’ADN pCAG-GFP et électroporation de vessie chirurgicalement exposée, nous montrons que le plasmide d’ADN peut être livré plus précisément dans les cellules urothéliales de vessie pour expression transitoire. Notre méthode fournit un moyen rapide et pratique pour la surexpression et inactivation de gènes dans la vessie de souris et peut être appliqué à la construction de négociants de cancer de la vessie et d’autres maladies urologiques.
Introduction
Modèles de souris génétiquement modifiées (edged) jouent un rôle essentiel dans l’expansion de nos connaissances sur le développement animal, fonctions gène in vivoet mécanismes de la progression de la maladie1,2. Gregory de la lignée germinale sont traditionnellement développés de deux façons. La première est la création de souris transgéniques par injection pronucléaire de plasmides d’ADN suivie par la transplantation des zygotes dans les femelles pseudo-gravides. L’autre est la génération de souris knock-out/knock-in par recombinaison homologue dans les cellules souches embryonnaires et le développement des chimères. Masquage conditionnel des gènes chez le type spécifique de tissus ou de cellules d’intérêt consiste à l’élevage des allèles génétiquement avec Cre et flox sites depuis plusieurs générations. L’ensemble du processus peut être long et coûteux, surtout si l’objectif est de cibler des gènes multiples tissu-spécifique. Récemment, édition de gène des technologies telles que les répétitions de courtes palindromiques régulièrement dois‑je cluster (CRISPR) ont été appliquées à plusieurs organes des souris pour provoquer des altérations génétiques tissu-spécifique du cancer autochtone modélisation3, 4,5,6,7 ou maladie correcte des mutations in situ8,9. Dans ces études, la livraison des vecteurs gRNA est habituellement réalisée par infection adénovirale ou des gènes de l’organe ou l’injection hydrodynamique de queue veineuse. La relative facilité de livraison des composants CRISPR pour le poumon et le foie a grandement amélioré la commodité et l’efficacité du cancer modélisation dans ces organes par rapport à des modèles de souris Cre-Lox basés traditionnels.
L’urothélium de vessie est d’où sont originaires la plupart des tumeurs de la vessie. La livraison des vecteurs d’ADN à l’urothélium vessie pour le traitement de modélisation ou de gène du cancer est entravée par une couche de glycosaminoglycanes sur la surface apicale urothéliales, qui agit comme une barrière pour l’adhérence des virus infectieux10,11. Plusieurs agents de prétraitement tels que Syn3 et dodécyl-β-d-maltoside ont été utilisés pour perturber cette barrière et améliorer les adénovirus infection efficacité12,13,14. Si les virus adéno-associés (AAVs) peuvent infecter efficacement la vessie n’a été signalé. Dans l’ensemble, une méthode de livraison basée non viraux serait souhaitable. Nous décrivons ici une nouvelle méthode développée en laboratoire pour la prestation efficace de plasmide d’ADN à l’urothélium de souris par cathétérisme de l’urètre et électroporation. Parce que notre approche n’implique pas de prétraitement chimique de la couche de glycosaminoglycanes ou la production de virus, il a considérablement simplifie la livraison de plasmides d’ADN à l’urothélium de vessie de souris et devrait faciliter diverses des études in vivo des maladies de la vessie.
Protocol
Representative Results
Discussion
Électroporation améliore la perméabilité de la membrane cellulaire et est une technologie puissante pour le gène Electrotransfert16. Livraison de gène dans la vie des rongeurs par électroporation a été fréquemment utilisé en neurobiologie champs17,18,19,20,21. Ses applications potentielles dans de nombreux autres organes n’…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous remercions le professeur Bin Chen, m. Yue Zhang et Kendy Hoang pour aide à la mise en place du système d’électroporation. Ce travail a été soutenu par des subventions de la Santa Cruz Cancer avantage Group et le NIH à Z.A.W.
Materials
| BD 1mL TB Syringe | Fisher | 148232E | |
| Buprenorphine | Sigma | B9275-50MG | |
| Dumont Tweezers | Roboz Surgical Instr | RS-5005 | Treat with 70% ethanol before surgical use |
| ECM830 SQ Wave Electroporator | Harvard Apparatus | 450052 | |
| Exel International Disposable Safelet I.V. Catheters | Fisher Scientific | 14-841-21 | 24G, 2.11 cm length, 0.045 cm outer diameter |
| Extra Fine Micro Dissecting Scissors | Roboz Surgical Instr | RS-5135 | Treat with 70% ethanol before surgical use |
| Isoflurane | Vet one | 501017 | |
| K&H Heated Resting Mat for Small Animals, 9 By 12 Inches | Amazon | n/a | Cover the heat mat with paper towels |
| Ophthalmic ointment | Fisher | NC0849514 | |
| PBS, pH7.4 | Life Technologies | 10010049 | |
| Pipet tips 200 µL | USA Scientific | 1111-0206 | |
| Pipet Tips, Universal Fit; 0.1 to 10 µL | Fisher | 02707438(CS) | |
| PIPETMAN NEO P2 | Gilson | F144561 | |
| PIPETMAN NEO P200N | Gilson | F144565 | |
| plasmid CAG-GFP | Addgene | 16664 | |
| Platinum tweezertrode 5 mm | Harvard Apparatus | 450489 | 5 mm diameter |
| Scissors | Roboz Surgical Instr | RS-5880 | Treat with 70% ethanol before surgical use |
| String cord | Amazon | n/a | Mandala Crafts 150D 210D 0.8mm 1mm leather sewing stitching flat waxed thread string cord |
| Tape, Scotch | Fisher | 19047257 | |
| Therio-gel Veterinary Lubricant | PBS animal health | 353-736 | |
| Trypan Blue Stain | Life Technologies | 15250061 | |
| V-1 Table top system anesthesia | VetEquip | 901806 | |
| Vicryl violet suture 18" FS-2 cutting 5-0 | Fisher | NC0578475 | |
| Walgreens Povidone Iodine 10% | Walgreens | 953982 | |
| Wound clip | Fisher | 018045 | |
| Wound clip applier | Fisher | 01804 |
References
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