암 관련 피로에 미토 콘 드리 아 기능의 역할 평가
Summary
우리의 목표는 암 환자의 피로와 관련 된 미토 콘 드 리아 기능 장애를 평가 하는 실용적인 프로토콜을 개발 했다. 이 혁신적인 프로토콜 임상 사용 관련 표준 정 및 기본적인 실험실 절차에 최적화 되어 있습니다.
Abstract
피로 공통 이며 조건에 영향을 미치는 대부분의 암 환자를 쇠 약. 날짜 하려면, 피로 남아 제대로 없는 진단 특징을 객관적으로 측정이 상태의 심각도 테스트 합니다. 여기는 PBMCs 피로 암 환자에서 수집의 미토 콘 드리 아 기능을 평가 하기 위한 최적화 방법에 설명 합니다. 조밀한 extracellular 플럭스 시스템 및 호흡 저 해제의 순차 주사를 사용 하 여, 우리 검사 PBMC 미토 콘 드 리아 기능 상태 측정 기저 미토 콘 드리 아 호흡, 예비 호흡기 용량 및 에너지 표현 형, 설명 스트레스에 대응 하는 기본 에너지 통로. 신선한 PBMCs 표준 정을 사용 하 여 임상 설정에서 쉽게 사용할 수 있습니다. 이 프로토콜에서 설명 하는 전체 분석 결과 복잡 한 생 화 확 적인 기술의 참여 없이 4 시간 이내에 완료할 수 있습니다. 또한,는 재현할 수 데이터를 얻기 위해 필요한 정규화 방법에 설명 합니다. 간단한 절차 및 정규화 방법 제시 동일한 환자 및 잠재적인 치료 효과 평가 하는 시간 포인트 사이 비교 될 수 있는 재현 가능한 데이터의 생성에서 반복된 샘플 컬렉션에 대 한 허용.
Introduction
피로 암 환자1의 삶의 질에 부정적인 영향이 우세 하 고 비참 한 상태 이다. 이 날짜에 암 피로 가난 하 게 정의 된 유적과 환자2주관적인 보고에 의존. 따라서, 객관적 임상 설정3,4에서 피로 특성을 쉽게 적응 진단 실험실 테스트를 식별 하는 긴급 한 필요가 있다.
미토 콘 드리 아 기능 장애를 포함 하 여 여러 기본 메커니즘을 피로5제안 되었습니다. 미토 콘 드리 아 발전소 세포, 산화 인 산화를 통해 세포 에너지의 95%를 제공 하 고 칼슘 신호, apoptosis, 면역 신호 및 다른 세포내 신호 이벤트6 의 규칙에 중요 한 역 . 따라서 장애인된 미토 콘 드리 아 생체 및 결함 에너지 생산에 피로에 기여할 수 있습니다. 이 가설을 지원, 이전 연구는 만성 피로 증후군7환자에서 미토 콘 드리 아 DNA에 돌연변이 관찰. 피로의 병 태 생리 기원 중앙 신경 조직 또는 주변 조직, 골격 근육8,9, 같은 거짓말 여부 불분명 남아 있지만 방법은 현재 없습니다 직접 정확 하 게 평가 하 미토 콘 드 리아 기능 장애, 다 셀에 피로 관련 된.
미토 콘 드리 아 기능 연구에 주변 혈액 단 세포 (PBMCs)를 사용 하 여 여러 가지 이점을 제공 합니다. 첫째, PBMCs는 표준 정을 사용 하 여 임상 설정에서 쉽게 사용할 수 있으며 기본적인 실험 기법을 사용 하 여 신속 하 게 격리 될 수 있습니다. 둘째, 혈액 컬렉션 수집 근육 생 검 등 다른 조직 보다 적게 침략 적 이다. 따라서, 혈액 샘플을 수집할 수 있습니다 동일한 환자에서 반복적으로 시간이 지남에, 치료 효과의 경도 평가 용이. 흥미롭게도, PBMCs에서 미토 콘 드리 아 기능 동물 모델10신장 미토 콘 드 리아 상태와 상관 잘 될 것으로 보인다. 또한, 면역 세포 미토 콘 드리 아 다른 질병 조건11,12에서 조직의 변화를 탐지 하기 위한 프록시로 사용 되었습니다. 순환 하는 면역 세포에서 미토 콘 드리 아 특히 면역성이 있는 기능에 있는 변화에 과민 하 고 면역 신호 분자 cytokines13,,1415같은 있습니다. 예를 들어 류 마티스 급성 염증 성 질병을 가진 환자에서 PBMCs 높은 기준선 산소 소비14전시 관찰 되었습니다. 반면, 산소 소비는 패 혈 증16를 포함 하 여 조직의 염증 상태 환자에서 분리 된 PBMCs에서 감소 되었다. 염증 성 조건 하에서 자유 래 디 칼 역 기능 mitochondria 제작한 더 높은 산화 스트레스와 장기 염증17에 기여할 수 있습니다. 산화 긴장에서 뿐만 아니라 에너지 생산에 미토 콘 드리 아의 역할 암 환자 13피로 공부에 대 한 프록시로 미토 콘 드리 아 기능을 사용 하 여 잠재적인 유틸리티를 나왔다.
생 화 확 적인 기술, 미토 콘 드리 아 막 잠재력 측정, 또는 임상 설정5, 에서 쉽게 적응 되지 않을 수 있습니다 특정 세포 인구의 절연을 활용 하는 미토 콘 드리 아 기능을 검사 하는 이전 연구 14,18. 최근 몇 년 동안, 세포 외 유출 분석 실험의 개발 연구자를 쉽게 허용 하 고 정확 하 게 응답 호흡 억제제19,20 의 자동된 주입으로 산소 소비 속도 (OCR)에 변화를 검사 , 21 , 그러나 22., 이러한 연구의 대부분은 특정 세포 유형에 대 한 디자인과 높은 처리량 대형 임상 설정에 적용 되지 않을 수 있습니다. 이 원고에서 우리는 임상 사용에 대 한 미토 콘 드리 아 기능을 조사 하기 위한 최적화 된 프로토콜을 설명 합니다.
Protocol
Representative Results
Discussion
암 환자의 피로 잘 정의 되지 않은 또는 특징1쇠 약 조건입니다. 피로의 진단은 전적으로 주관적인 보고에 의존 하며 현재 진단 표준 또는 그것의 pathobiology2에 대 한 이해의 부족 때문에 주로이 조건에 대 한 치료. 암 환자에서 피로 기본 제안 된 메커니즘의 미토 콘 드 리아 기능에서 장애는 가장 치료 대상 경로 중 하나입니다. 따라서, 우리 임상 샘플 사전 개발…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 연구는 완전히 사단 교내 연구의 국립 연구소의 간호 연구 NIH, 베 데스 다, 메릴랜드의에 의해 지원 됩니다.
Materials
| CPT Mononuclear Cells Preparation Tube | BD Biosciences | 362761 | For isolating PBMCs following phlebotomy |
| RPMI-1640 | Corning | 10-040 | For making growth media for PBMCs |
| Fetal bovine serum (FBS) | Corning | 35-010-CV | For making growth media for PBMCs |
| Penicillin/Streptomycin | ThermoFisher | 15140122 | For making growth media for PBMCs |
| Cell-Tak | Corning | 354240 | Cell and Tissue adhesive solution; allows suspension cells to adhere to the surface |
| Seahorse XF Calibrant Solution | Agilent | 103059-000 | For hydrating cartridges |
| XFp Fluxpak (miniplates and sensor cartridges) | Agilent | 103022-100 | Contains XFp cell culture miniplates and sensor cartridges |
| XF base media | Agilent | 103335-100 | For making XF assay media |
| 45% cell culture D-(+)-Glucose solution | Corning | 25-037-CI | For making XF assay media |
| Sodium pyruvate solution | Corning | 25-000-CI | For making XF assay media |
| L-glutamine solution | ThermoFisher | 25030081 | For making XF assay media |
| Seahorse XFp Mito Stress Test Kit | Agilent | 103010-100 | Contains oligomycin, FCCP, antimycin A/rotenone |
| CyQUANT Direct Cell Proliferation Assay | ThermoFisher | C35011 | For quantification of live cells and data normalization |
| Seahorse XFp Analyzer | Agilent | S7802AEA | For measuring mitochondrial function in live cells |
| Cytation 5 Cell Imaging Multi-Mode Reader (or any instrument that can quantify fluorescent cells in a plate) | BioTek | BTCYT5PV | For quantification of live cells and data normalization |
References
- Berger, A. M., et al. Cancer-Related Fatigue, Version 2.2015. Journal of the National Comprehensive Cancer Network. 13 (8), 1012-1039 (2015).
- Feng, L. R., Dickinson, K., Kline, N., Saligan, L. N. Different phenotyping approaches lead to dissimilar biologic profiles in men with chronic fatigue following radiation therapy. Journal of Pain and Symptom Management. 52 (6), 832-840 (2016).
- Feng, L. R., et al. Clinical Predictors of Fatigue in Men With Non-Metastatic Prostate Cancer Receiving External Beam Radiation Therapy. Clinical Journal of Oncology Nursing. 19 (6), 744-750 (2015).
- Feng, L. R., Wolff, B. S., Lukkahatai, N., Espina, A., Saligan, L. N. Exploratory Investigation of Early Biomarkers for Chronic Fatigue in Prostate Cancer Patients Following Radiation Therapy. Cancer Nursing. 40 (3), 184-193 (2017).
- Myhill, S., Booth, N. E., McLaren-Howard, J. Chronic fatigue syndrome and mitochondrial dysfunction. International Journal of Clinical and Experimental Medicine. 2 (1), 1-16 (2009).
- Pernas, L., Scorrano, L. Mito-Morphosis: Mitochondrial Fusion, Fission, and Cristae Remodeling as Key Mediators of Cellular Function. Annual Review of Physiology. 78 (1), 505-531 (2016).
- Vecchiet, L., et al. Sensory characterization of somatic parietal tissues in humans with chronic fatigue syndrome. Neuroscience Letters. 208 (2), 117-120 (1996).
- Jones, D. E. J., Hollingsworth, K. G., Taylor, R., Blamire, A. M., Newton, J. L. Abnormalities in pH handling by peripheral muscle and potential regulation by the autonomic nervous system in chronic fatigue syndrome. Journal of Internal Medicine. 267 (4), 394-401 (2010).
- Feng, L. R., Suy, S., Collins, S. P., Saligan, L. N. The role of TRAIL in fatigue induced by repeated stress from radiotherapy. Journal of Psychiatric Research. 91, 130-138 (2017).
- Karamercan, M. A., et al. Can peripheral blood mononuclear cells be used as a proxy for mitochondrial dysfunction in vital organs during hemorrhagic shock and resuscitation. Shock. 40 (6), (2013).
- Ijsselmuiden, A. J. J., et al. Circulating white blood cells and platelets amplify oxidative stress in heart failure. Nature Clinical Practice Cardiovascular Medicine. 5, 811 (2008).
- Kong, C. -. W., et al. Leukocyte mitochondrial alterations after cardiac surgery involving cardiopulmonary bypass: Clinical correlations. Shock. 21 (4), 315-319 (2004).
- Straub, R. H. The brain and immune system prompt energy shortage in chronic inflammation and ageing. Nature Reviews Rheumatology. 13, 743 (2017).
- Kuhnke, A., Burmester, G., Krauss, S., Buttgereit, F. Bioenergetics of immune cells to assess rheumatic disease activity and efficacy of glucocorticoid treatment. Annals of the Rheumatic Diseases. 62 (2), 133-139 (2003).
- Kramer, P. A., Ravi, S., Chacko, B., Johnson, M. S., Darley-Usmar, V. M. A review of the mitochondrial and glycolytic metabolism in human platelets and leukocytes: Implications for their use as bioenergetic biomarkers. Redox Biology. 2, 206-210 (2014).
- Garrabou, G., et al. The Effects of Sepsis on Mitochondria. The Journal of Infectious Diseases. 205 (3), 392-400 (2012).
- Mittal, M., Siddiqui, M. R., Tran, K., Reddy, S. P., Malik, A. B. Reactive oxygen species in inflammation and tissue injury. Antioxidants & Redox Signaling. 20 (7), 1126-1167 (2014).
- Adrie, C., et al. Mitochondrial Membrane Potential and Apoptosis Peripheral Blood Monocytes in Severe Human Sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 164 (3), 389-395 (2001).
- Traba, J., Miozzo, P., Akkaya, B., Pierce, S. K., Akkaya, M. An optimized protocol to analyze glycolysis and mitochondrial respiration in lymphocytes. Journal of Visualized Experiments. (117), e54918 (2016).
- Nicholls, D. G., et al. Bioenergetic profile experiment using C2C12 myoblast cells. Journal of Visualized Experiments. (46), e2511 (2010).
- Van den Bossche, J., Baardman, J., de Winther, M. P. J. Metabolic characterization of polarized M1 and M2 bone marrow-derived macrophages using real-time extracellular flux analysis. Journal of Visualized Experiments. (105), e53424 (2015).
- Boutagy, N. E., et al. Using isolated mitochondria from minimal quantities of mouse skeletal muscle for high throughput microplate respiratory measurements. Journal of Visualized Experiments. (104), e53216 (2015).
- Yellen, S. B., Cella, D. F., Webster, K., Blendowski, C., Kaplan, E. Measuring fatigue and other anemia-related symptoms with the Functional Assessment of Cancer Therapy (FACT) measurement system. Journal of Pain and Symptom Management. 13 (2), 63-74 (1997).
- Yost, K. J., Eton, D. T., Garcia, S. F., Cella, D. Minimally important differences were estimated for six Patient-Reported Outcomes Measurement Information System-Cancer scales in advanced-stage cancer patients. Journal of Clinical Epidemiology. 64 (5), 507-516 (2011).
- Kang, J. -. G., Wang, P. -. y., Hwang, P. M., Galluzzi, L., Kroemer, G. . Methods in Enzymology. 542, 209-221 (2014).
- Chacko, B. K., et al. Methods for defining distinct bioenergetic profiles in platelets, lymphocytes, monocytes, and neutrophils, and the oxidative burst from human blood. Laboratory Investigation. 93 (6), 690-700 (2013).
- Jones, L. J., Gray, M., Yue, S. T., Haugland, R. P., Singer, V. L. Sensitive determination of cell number using the CyQUANT® cell proliferation assay. Journal of Immunological Methods. 254 (1), 85-98 (2001).
- Hartman, M. -. L., et al. Relation of mitochondrial oxygen consumption in peripheral blood mononuclear cells to vascular function in type 2 diabetes mellitus. Vascular Medicine. 19 (1), 67-74 (2014).
