Summary

Isolamento e caratterizzazione di umani cellule staminali mesenchimali del cordone ombelicale-derivato da prematuri e neonati a termine

Published: January 26, 2019
doi:

Summary

Cordone ombelicale umano (UC) possono essere ottenuti durante il periodo perinatale a seguito di termine prematuro e postterm consegna. In questo protocollo, descriviamo l’isolamento e la caratterizzazione di UC-derivati di cellule staminali mesenchimali (MSCs-UC) da OSSC a 19-40 settimane della gestazione.

Abstract

Cellule staminali mesenchimali (MSCs) hanno un notevole potenziale terapeutico e attrarre l’interesse crescente in campo biomedico. MSCs sono originariamente isolato e caratterizzato dal midollo osseo (BM), poi acquisita da tessuti compreso il tessuto adiposo, synovium, pelle, polpa dentale e degli annessi fetali come la placenta, sangue del cordone ombelicale (UCB) e del cordone ombelicale (UC). MSCs sono una popolazione eterogenea delle cellule con la capacità per (1) l’adesione alla plastica in condizioni di coltura standard, espressione di marcatori (2) superficie di CD73+/CD90+/CD105+/CD45 /CD34/CD14 /CD19 Fenotipi /HLA-DR e (3) trilineage differenziazione in adipociti, osteociti e condrociti, come attualmente definiti dalla società internazionale per la terapia cellulare (ISCT). Sebbene BM è la fonte più ampiamente usata di MSCs, la natura invasiva di aspirazione BM eticamente limita la sua accessibilità. Capacità di proliferazione e differenziazione di cellule staminali mesenchimali ottenute da BM generalmente diminuiscono con l’età del donatore. Al contrario, MSCs fetale ottenuto da UC hanno vantaggi come la capacità di differenziazione e proliferazione vigorosa. Non c’è nessuna preoccupazione etica per il campionamento di UC, come è in genere considerato come rifiuti sanitari. UC umano inizia a sviluppare con la continua crescita della cavità amniotic a 4-8 settimane di gestazione e continua a crescere fino a raggiungere 50-60 cm di lunghezza, e può essere isolato durante il periodo di consegna tutto neonato. Per guadagnare la comprensione nella patofisiologia delle malattie intrattabili, abbiamo usato UC-derivato MSCs (UC-MSCs) da infanti consegnati alle varie età gestazionale. In questo protocollo, descriviamo l’isolamento e la caratterizzazione di UC-MSCs da OSSC a 19-40 settimane della gestazione.

Introduction

Cellule staminali mesenchimali (MSCs) sono originariamente isolate e caratterizzata dal midollo osseo (BM)1,2 , ma può essere ottenute anche da una vasta gamma di tessuti compreso il tessuto adiposo, synovium, pelle, polpa dentale e degli annessi fetali 3. MSCs sono riconosciuti come una popolazione cellulare eterogenea che può proliferare e differenziarsi in condrociti, osteociti e adipociti. Inoltre, MSCs possiedono la capacità di migrare verso luoghi della ferita, sopprimere e modulare le risposte immunitarie e ritoccare e riparare le lesioni. Attualmente, MSCs da diverse fonti hanno attirato l’interesse crescente come una fonte per la terapia cellulare contro un certo numero di malattie intrattabili, compreso la malattia dell’innesto – contro – ospite, infarto miocardico e infarto cerebrale4,5 .

Sebbene BM è la fonte più ben caratterizzata di MSCs, l’invasività di aspirazione BM eticamente limita la sua accessibilità. Capacità di proliferazione e differenziazione di cellule staminali mesenchimali ottenute da BM generalmente diminuiscono con l’età del donatore. Al contrario, MSCs fetale ottenuto da annessi fetali come la placenta, sangue del cordone ombelicale (UCB), e del cordone ombelicale (UC) hanno vantaggi tra cui meno etiche preoccupazioni per quanto riguarda il campionamento e robusta la proliferazione e differenziazione capacità6 , 7. tra annessi fetali che solitamente vengono scartati come rifiuti sanitari, UCB e UC sono considerati un organo fetale, mentre la placenta è considerata di fetomaternal. Inoltre, placenta e UCB devono essere provati e raccolti nel momento esatto di consegna neonato, considerando che la placenta e UC possono essere raccolti ed elaborati dopo la consegna del neonato. Di conseguenza, UC è una promettente fonte MSC per terapia cellulare8,9.

UC umano inizia a sviluppare con la progressiva espansione della cavità amniotic a 4-8 settimane di gestazione, continua a crescere fino a 50-60 cm di lunghezza e possono essere isolati durante tutto il periodo di consegna neonato10. Per guadagnare la comprensione nella patofisiologia delle malattie intrattabili, usiamo UC-derivato MSCs (UC-MSCs) da infanti consegnati alle varie età gestazionale11,12. In questo protocollo, descriviamo come isolare e caratterizzare UC-MSCs da OSSC a 19-40 settimane della gestazione.

Protocol

L’uso di campioni umani per questo studio è stato approvato dal comitato etico della Kobe University Graduate School of Medicine (approvazione n ° 1370 e 1694) e condotto in conformità con gli orientamenti approvati. 1. isolamento e coltura di UC-MSCs Nota: UC-MSCs sono state correttamente isolate, coltivate, ed espansa (più di numero di passaggio 4) da più di 200 UCs sottoposto al presente protocollo. Tra più di 200 UCs, 100% hanno dimostrato i…

Representative Results

Le procedure da collezione UC alla cultura MSC sono riassunti nella Figura 1. UC di circa 5-10 cm di lunghezza possono essere raccolti da tutti i neonati trasportati dalla sezione cesarean. UC inizia a svilupparsi a 4-8 settimane di gestazione e continua a crescere fino a 50-60 cm di lunghezza, come mostrato nella Figura 2. Ci sono due arterie (A), una vena (V), cavo fodera (CL) e gelatina di Wharton (WJ) nel UC, come raffigurato…

Discussion

MSCs può essere isolato da una varietà di tessuti e sono una popolazione eterogenea di cellule che fare express non tutti gli stessi marcatori fenotipici. Qui, abbiamo delineato un protocollo che guida la raccolta e la dissezione di UC dai neonati pretermine e a termine e consente l’isolamento e la coltura di UC-MSCs. A seguito di questo protocollo, abbiamo isolato correttamente UC-MSCs che soddisfano i criteri ISCT19 da OSSC trasportato a 19-40 settimane di gestazione e ha dimostrato che rappre…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato supportato da localizzativi per Scientific Research (C) (concessione numero: 25461644) e giovani scienziati (B) (concedere numeri: 15 K 19614, 26860845, 17 K 16298) di JSPS KAKENHI.

Materials

50mL plastic tube AS One Coporation, Osaka, Japan Violamo 1-3500-22
12-well plate AGC Techno Glass, Tokyo, Japan Iwaki 3815-012
60mm dish AGC Techno Glass, Tokyo, Japan Iwaki 3010-060
Cell strainer (100 μm) Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA  Falcon 35-2360
Cell strainer (70 μm) Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA  Falcon 35-2350
Alpha MEM Wako Pure Chemical, Osaka, Japan 135-15175
Fetal bovine serum Sigma Aldrich, St. Louis, MO 172012
Reduced serum medium Thermo Fisher Scientific, waltham, MA OPTI-MEM Gibco 31985-070
Antibiotic-antimycotic Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA  Gibco 15240-062
Trypsin-EDTA Wako Pure Chemical, Osaka, Japan 209-16941
PBS Takara BIO, Shiga,Japan T900
Purified enzyme blends Roche, Mannheim, Germany Liberase DH Research Grade 05401054001
PE-conjugated mouse primary antibody against CD14 BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 347497 Lot: 3220644, RRID: AB_400312
PE-conjugated mouse primary antibody against CD19 BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 340364 Lot: 3198741, RRID: AB_400018
PE-conjugated mouse primary antibody against CD34 BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 555822 Lot: 3079912, RRID: AB_396151
PE-conjugated mouse primary antibody against CD45 BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 555483 Lot: 2300520, RRID: AB_395875
PE-conjugated mouse primary antibody against CD73 BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 550257 Lot: 3057778, RRID: AB_393561
PE-conjugated mouse primary antibody against CD90 BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 555596 Lot: 3128616, RRID: AB_395970
PE-conjugated mouse primary antibody against CD105 BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 560839 Lot: 4339624, RRID: AB_2033932
PE-conjugated mouse primary antibody against HLA-DR BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 347367 Lot: 3219843, RRID: AB_400293
PE-conjugated mouse IgG1 k isotype BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 555749 Lot: 3046675, RRID: AB_396091
PE-conjugated mouse IgG2a k isotype BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 555574 Lot: 3035934, RRID: AB_395953
PE-conjugated mouse IgG2b k isotype BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ 555743 Lot: 3098896, RRID: AB_396086
Viability dye BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ Fixable Viability Stain 450 562247
Blocking reagent Dainippon Pharmaceutical, Osaka, Japan Block Ace UKB80
FCM BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ BD FACSAria  III Cell Sorter
FCM software BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ BD FACSDiva
Adipogenic differentiation medium Invitrogen, Carlsbad, CA StemPro Adipogenesis Differentiation kit A10070-01
Osteogenic differentiation medium Invitrogen, Carlsbad, CA StemPro Osteogenesis Differentiation kit A10072-01
Chondrogenic differentiation medium  Invitrogen, Carlsbad, CA StemPro Chondrogenesis Differentiation kit A10071-01
Formaldehyde Polyscience, Warrigton, PA 16% UltraPure Formaldehyde EM Grade #18814
Oil Red O Sigma Aldrich, St. Louis, MO O0625
Arizarin Red S Sigma Aldrich, St. Louis, MO A5533
Toluidine Blue Sigma Aldrich, St. Louis, MO 198161
Microscope Keyence, Osaka, Japan BZ-X700

References

  1. Friedenstein, A. J., Petrakova, K. V., Kurolesova, A. I., Frolova, G. P. Heterotopic of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplantation. 6 (2), 230-247 (1968).
  2. Caplan, A. I. Mesenchymal stem cells. Journal of Orthopaedic Research. 9 (5), 641-650 (1991).
  3. Crisan, M., et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. Cell Stem Cell. 3 (3), 301-313 (2008).
  4. Bianco, P., Robey, P. G., Simmons, P. J. Mesenchymal Stem Cells: Revisiting History, Concepts, and Assays. Cell Stem Cell. 2 (4), 313-319 (2008).
  5. Bianco, P. 34;Mesenchymal" stem cells. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 30 (1), 677-704 (2014).
  6. Baksh, D., Yao, R., Tuan, R. S. Comparison of proliferative and multilineage differentiation potential of human mesenchymal stem cells derived from umbilical cord and bone marrow. Stem Cells. 25 (6), 1384-1392 (2007).
  7. Manochantr, S., et al. Immunosuppressive properties of mesenchymal stromal cells derived from amnion, placenta, Wharton’s jelly and umbilical cord. Internal Medicine Journal. 43 (4), 430-439 (2013).
  8. Arutyunyan, I., et al. Umbilical Cord as Prospective Source for Mesenchymal Stem Cell-Based Therapy. Stem Cells International. 6901286, (2016).
  9. Davies, J. E., Walker, J. T., Keating, A. Concise Review: Wharton’s Jelly: The Rich, but Enigmatic, Source of Mesenchymal Stromal Cells. Stem Cells Translational Medicine. 6 (7), 1620-1630 (2017).
  10. Zhu, D., Wallace, E. M., Lim, R. Cell-based therapies for the preterm infant. Cytotherapy. 16 (12), 1614-1628 (2014).
  11. Iwatani, S., et al. Gestational Age-Dependent Increase of Survival Motor Neuron Protein in Umbilical Cord-Derived Mesenchymal Stem Cells. Frontiers in Pediatrics. 5, 194 (2017).
  12. Iwatani, S., et al. Involvement of WNT Signaling in the Regulation of Gestational Age-Dependent Umbilical Cord-Derived Mesenchymal Stem Cell Proliferation. Stem Cells International. , 8749751 (2017).
  13. Mennan, C., et al. Isolation and characterisation of mesenchymal stem cells from different regions of the human umbilical cord. BioMed Research International. 916136, (2013).
  14. Capelli, C., et al. Minimally manipulated whole human umbilical cord is a rich source of clinical-grade human mesenchymal stromal cells expanded in human platelet lysate. Cytotherapy. 13 (7), 786-801 (2011).
  15. Lu, L. L., et al. Isolation and characterization of human umbilical cord mesenchymal stem cells with hematopoiesis-supportive function and other potentials. Haematologica. 91 (8), 1017-1026 (2006).
  16. Tong, C. K., et al. Generation of mesenchymal stem cell from human umbilical cord tissue using a combination enzymatic and mechanical disassociation method. Cell Biology International. 35 (3), 221-226 (2011).
  17. Han, Y. F., et al. Optimization of human umbilical cord mesenchymal stem cell isolation and culture methods. Cytotechnology. 65 (5), 819-827 (2013).
  18. Paladino, F. V., Peixoto-Cruz, J. S., Santacruz-Perez, C., Goldberg, A. C. Comparison between isolation protocols highlights intrinsic variability of human umbilical cord mesenchymal cells. Cell Tissue Bank. 17 (1), 123-136 (2016).
  19. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  20. Mareschi, K., et al. Expansion of mesenchymal stem cells isolated from pediatric and adult donor bone marrow. Journal of Cellular Biochemistry. 97 (4), 744-754 (2006).
  21. Choumerianou, D. M., et al. Comparative study of stemness characteristics of mesenchymal cells from bone marrow of children and adults. Cytotherapy. 12 (7), 881-887 (2010).
  22. Hong, S. H., et al. Ontogeny of human umbilical cord perivascular cells: molecular and fate potential changes during gestation. Stem Cells and Development. 22 (17), 2425-2439 (2013).
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Citer Cet Article
Iwatani, S., Yoshida, M., Yamana, K., Kurokawa, D., Kuroda, J., Thwin, K. K. M., Uemura, S., Takafuji, S., Nino, N., Koda, T., Mizobuchi, M., Nishiyama, M., Fujioka, K., Nagase, H., Morioka, I., Iijima, K., Nishimura, N. Isolation and Characterization of Human Umbilical Cord-derived Mesenchymal Stem Cells from Preterm and Term Infants. J. Vis. Exp. (143), e58806, doi:10.3791/58806 (2019).

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