Summary

豚の上腕動脈カテーテル検査

Published: March 30, 2019
doi:

Summary

ビデオでは、豚に遠位の上腕動脈のカテーテル治療について詳しく説明します。この手順は正確に動脈血圧を測定し、動脈血ガス測定のためのサンプルを収集する簡単で迅速な方法です。

Abstract

ビデオでは、豚に遠位の上腕動脈のカテーテル治療について詳しく説明します。この方法により、継続的に血圧を測定し、動脈血ガス測定を評価するために動脈血を採取する研究者です。動脈の血圧、動脈血液ガス実験プロシージャ中に監視する重要な生理学的なパラメーター。豚、頸動脈、大腿部や耳介、内側の大伏在動脈のカテーテル法を含む、動脈カテーテル検査の 4 つの一般的な方法が記載されています。これらの方法は耳介動脈と頚動脈カテーテルの深部組織郭清を含む不利な点のアクセスの容易さなどの利点があります。豚、上腕動脈の遠位面のカテーテルで動脈カテーテル検査の説明方法が比較的少ない組織切離を必要とし、データに沿った情報を提供しています迅速な手順動脈カテーテルの他のサイトから収集されます。手順は、肘頭と肘関節の屈筋面の間に配置、下腕の斜めの平面に沿って内側アプローチを使用して、このアプローチにより、研究者を含むプロシージャの妨げられることがなく自由の主な利点caudoventral、caudodorsal バック、または豚の後肢。独自の容器の上部の前肢と効果的な恒常性動脈からカテーテルの抜去、次の潜在的な課題のロケーションに、この手法が非リカバリ手順に限定あります。

Introduction

実験的研究で外科的介入を使用することで、科学の発展を高める動物モデルの開発。科学文献をいっぱい小説の例で手術動物モデル1,2,3。手術は、解剖学的構造が、また麻酔と鎮痛に必要な様々 な薬の複雑な生理学的な相互作用だけでなく操作を伴う複雑なプロセスです。この相互作用は動物内の生理学的なプロセスに大きな変化が生じ、よう動物4の警戒監視を必要とします。臨床的に成功した手術成績は動脈血液ガスと動脈の血液の圧力5の測定に関連付けられています。これらの臨床パラメーター順番動脈67の成功したカテーテルを必要とする動脈血圧を測定し、動脈の血液を効果的に収集する能力が必要です。

動脈血圧力を測定して動脈カテーテルは、様々 な動物種5,6,7,8,9,10で使用されています11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21開発19,20,21の異なった年齢で動物両方回復 (臨床および診断) 手順4,5、指示されていると 6,7,8と非回復 (実験的) 手順14,15,16,17,18。また、動脈アクセスの容易さ、外科プロシージャのコンテキストにおける動脈の位置も重要な考慮事項血液測定用動脈を選択する場合。たとえば、犬の正中仙骨動脈と顔面動脈馬と同様、犬や馬でペダル動脈診断測定用、監視中、回復手順6,7,8します。 対照的に、頸動脈、大腿動脈はいずれかの回復のために豚に我々 頻繁または長期のカテーテル注入実験14,15,18

豚、どちらか血圧を測定したり、動脈採血動脈カテーテル検査は、定期的に頸動脈、大腿、内側の伏在、または耳介動脈22,23のいずれか採用しています。特殊な非ルーチンの手順は、他のより珍しい動脈使用されている、鎖骨下動脈および腸骨動脈を含む上腕動脈の解剖学的蛇行17を測定し、それぞれ16大動脈をイメージします。関係なく、各動脈がその使用の固有の長所と短所のカテーテル、動脈が選択されます。例えば、耳介動脈が解剖学的にアクセスしやすいが、その利用は耳介静脈11,12に近いに限定される場合があります。比較では、頚動脈は比較的大規模かつ堅牢な24が頸静脈の溝の奥深くにある、実質的な組織郭清25が必要です。そのため、動脈圧を測定し、動脈の血液を収集我々 可能性があります別の動脈を識別するは保証されます。このビデオと原稿、豚、非回復手順に適用できる技術で遠位上腕動脈のカテーテル法に詳細について説明します。特に、豚上腕動脈カテーテルは後肢測定 (手術のこの部分からのデータは表示されません)、腰椎手術後に動脈の血液の圧力および動脈血ガスを測定するために使用されました。

Protocol

ビデオと原稿の両方に記載されている実験動物のすべてのプロシージャは、機関動物ケアおよびアルバータの大学の使用委員会によって承認されました。 1. 手術の麻酔と手術の準備の豚。 50 kg 在来種ヨークシャー商業豚筋肉内麻酔薬ケタミン塩酸塩 (22 mg/kg)、キシラジン塩酸 (2.2 mg/kg) およびアトロピン塩酸 (10 μ g/kg) を含むカクテルを premedicate します。 ?…

Representative Results

上腕動脈カテーテル動脈圧と豚で拡張手術中に動脈血の断続的なサンプリングの継続的な監視が可能です。測定パラメーターは、前述の 7 50 kg 在来種ヨークシャー商業豚から収集されました。腕の動脈にカテーテルを入れて下さいに要する合計時間は 35.2 ± 4.4 分初期動脈重要なイから最終的な外科的切開閉鎖 (図 1)。動脈圧は 120 分以上を測定?…

Discussion

幅広い動物種5,6,78に動脈の血液の圧力を測定し、動脈血ガス測定のための血液サンプルを収集する動脈カテーテルを設立しました,9,10,11,12,13,1…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、v. k. Mushahwar に革新助成金の健康の研究のカナダの協会、カナダの財団によって支えられました。A. Toossi は、ヴァニエ カナダ大学院奨学金、アルバータ州の革新 – 健康ソリューション大学院学生の身分と女王エリザベス II 大学院奨学金によって支えられました。V. k. Mushahwar は機能回復のカナダの研究の椅子です。オーディオ生産と医療研究センター外科プロシージャと彼らの支援のためのスタッフに彼の助けを Moss 通り制作氏 j. スタックを認識したいと思います。

Materials

0.9% NaCl (Saline) Solution EMRN JB1322P 1 x1 liter bag
10% Lidocaine spray AstraZeneca DIN:02039508 / 1 x  50 ml  bottle
10% Povidone-Iodine scrub Purdue Pharma 521232 1 x 500 ml bottle 
20 ga 1-inch angiocatheter Becton Dickinson 381433 1 x angiocatheter
2-0 polyglactin suture (Vicryl) Ethicon J339H 2-0 vicryl / 1 packet of suture
2-0 polypropylene suture (Prolene)  Ethicon 8833H 2-0 prolene / 1 packet of suture
22 ga 1-inch angiocatheter Becton Dickinson 381423 1 x angiocatheter
9 ID mm endotracheal tube Jorvet J0835P 1 x endotracheal tube
Arterial blood pressure IV line Argon Medical Devices 112411 1 x arterial blood pressure IV line
Disposable drapes Halyard Sales LLC 89731 4-8 x disposable drapes 
Glycopyrrolate hydrochloride  Sandoz DIN:02039508 / 1 x 20ml vial
Isoflurane Abbott Animal  Health 05260-5 1 x 250ml bottle
Kelly forceps-curved (14cm) Stevens 162-7-38 8-10  instruments
Ketamine hydrochloride Vetoquinol DIN:02374994 / 1 x 10ml vial
Lactated Ringer's Solution Hospira 0409-7953-09 4 x1 liter bag
Metzenbaum scissors Fine Science 14518-18
Miller laryngoscope blade Welch Allyn 68044 182 mm length  / 1 instrument
Nasal temperature probe Surgivet V3417 1 probe
Needle Drivers Stevens 162-V98-42 2 instruments
Q tip applicators Fisher Scientific 22-037-960 20-40  app
Remifentanil hydrochloride TEVA DIN:0234432 / 1 mg vial
Surgivet advisor: Vital signs monitor Surgivet V9203 1 monitor
Weitlaner retractor Stevens 162-11-602  2 retractors
Xylazine hydrochloride Bayer DIN:02169606 1 x 50ml bottle

References

  1. Uwiera, R. R., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cellular Immunology. 214 (2), 155-164 (2001).
  2. Uwiera, R. R., Kastelic, J. P., Inglis, G. D. Catheterization of intestinal loops in ruminants. Journal of Visualized Experiments. (28), (2009).
  3. Uwiera, R. R., Mangat, R., Kelly, S., Uwiera, T. C., Proctor, S. D. Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs. Journal of Visualized Experiments. (109), (2016).
  4. Wohlfender, D. H., et al. International online survey to assess current practice in equine anaesthesia. Equine Veterinary Journal. 47, 65-71 (2015).
  5. Dugdale, A. H., Taylor, P. M. Equine anaesthesia-associated mortality: where are we now?. Veterinay Anaesthesia Analgesia. 43 (3), 242-255 (2016).
  6. McGrotty, Y., Brown, A. Blood gases, electrolytes and interpretation 1. Blood gases. In Practice. 35 (2), 59-65 (2013).
  7. Taylor, P. M. Techniques and clinical application of arterial blood pressure measurement in the horse. Equine Veterinary Journal. 13, 271-275 (1981).
  8. Trim, C. M., Hofmeister, E. H., Quandt, J. E., Shepard, M. K. A survey of the use of arterial catheters in anesthetized dogs and cats: 267 cases. Journal of Veterinary Emergency and Critical. 27, 89-95 (2017).
  9. Komine, H., Matsukawa, K., Tsuchimochi, H., Nakamoto, T., Murata, J. Sympathetic cholinergic nerve contributes to increased muscle blood flow at the onset of voluntary static exercise in conscious cats. American Journal of Physiology – Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 295 (4), R1251-R1262 (2008).
  10. Krista, L. M., Beckett, S. D., Branch, C. E., McDaniel, G. R., Patterson, R. M. Cardiovascular Responses in Turkeys as Affected by Diurnal Variation and Stressor. Poultry Science. (60), 462-468 (1981).
  11. Bass, L. M., Yu, D. Y., Cullen, L. K. Comparison of femoral and auricular arterial blood pressure monitoring in pigs. Veterinay Anaesthesia Analgesia. 36 (5), 457-463 (2009).
  12. Karnabatidis, D., Katsanos, K., Diamantopoulous, A., Kagadis, G. C., Siablis, D. Transauricular arterial or venous access for cardiovascular experimental protocols in animals. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 17 (11 Pt 1), 1803-1811 (2006).
  13. Namba, K., Kawamura, Y., Higaki, A., Nemoto, S. Percutaneous medial saphenous artery approach for Swine central artery access. Journal of Investigative Surgery. 26 (6), 360-363 (2013).
  14. Hong, Y., et al. Feasibility of Selective Catheter-Directed Coronary Computed Tomography Angiography Using Ultralow-Dose Intracoronary Contrast Injection in a Swine Model. Investigative Radiology. (50), 449-455 (2015).
  15. Kumar, A., et al. Aortic root catheter-directed coronary CT angiography in swine: coronary enhancement with minimum volume of iodinated contrast material. American Journal of Roentgenology. (188), W415-W422 (2007).
  16. Park, J. H., et al. Safety and Efficacy of an Aortic Arch Stent Graft with Window-Shaped Fenestration for Supra-Aortic Arch Vessels: an Experimental Study in Swine. Korean Circulation Journal. 47 (2), 215-221 (2017).
  17. Carniato, S., Mehra, M., King, R. M., Wakhloo, A. K., Gounis, M. J. Porcine brachial artery tortuosity for in vivo evaluation of neuroendovascular devices. American Journal of Neuroradiology. 34 (4), E36-E38 (2013).
  18. Hannon, J. P., Bossone, C. A., Wade, C. E. Normal Physiological Values for Consious pigs used in Biomedical Research. Laboratory Animal Science. 40, 293-298 (1990).
  19. Nijland, M. J., Shankar, U., Iyer, V., Ross, M. G. Assessment of fetal scalp oxygen saturation determination in the sheep by transmission pulse oximetry. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 183 (6), 1549-1553 (2000).
  20. Yawno, T., et al. Human Amnion Epithelial Cells Protect Against White Matter Brain Injury After Repeated Endotoxin Exposure in the Preterm Ovine Fetus. Cell Transplantation. 26 (4), 541-553 (2017).
  21. Amaya, K. E., et al. Accelerated acidosis in response to variable fetal heart rate decelerations in chronically hypoxic ovine fetuses. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 214 (2), e270-e271 (2016).
  22. Malavasi, L. M. . Swine. Anesthesia and Analgesia for Domestic Species. , (2015).
  23. Moon, P. F., Smith, L. J. General Anesthetic Techniques in Swine. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 12 (3), 663-691 (1996).
  24. Caramoni, P. R. A., et al. Postangioplasty restenosis: a practical model in the porcine carotid artery. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. (30), 1087-1091 (1997).
  25. Sisson, S. . The Anatomy of the Domestic Animals. , 636-638 (1930).
  26. Lundeed, A. B., Manohar, M., Parks, C. Systemic distribution of blood flow in swine while awake and during 1.0 and 1.5 MAC isoflurane anesthesia with or without 50% nitrous oxide. Anesthesia and Analgesia. 31, 499-512 (1983).
  27. Sisson, S. . The Anatomy of the Domestic Animals. , 302-304 (1930).
  28. Adin, C. A., Gregory, C. R., Adin, D. B., Cowgill, L. D., Kyles, A. E. Evaluation of three peripheral arteriovenous fistulas for hemodialysis access in dogs. Veterinary Surgery. 31 (5), 405-411 (2002).
  29. Gladczak, A. K., Shires, P. K., Stevens, K. A., Clymer, J. W. Comparison of indirect and direct blood pressure monitoring in normotensive swine. Research in Veterinary Science. 95 (2), 699-702 (2013).
  30. Wenzel, K., et al. Survey of Effects of Anesthesia Protocols on Hemodynamic Variables in Porcine Cardiopulmonary Resuscitation Laboratory Models Before Induction of Cardiac Arrest. Comparative Medicine. 50 (6), 644-648 (2000).
  31. Duval, J. D., Pang, J. M., Boysen, S. R., Caulkett, N. A. Cardiopulmonary Effects of a Partial Intravenous Anesthesia Technique for Laboratory Swine. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 57 (4), 376-381 (2018).
  32. Friendship, R. M., Lumsden, J. H., McMillan, I., Wilson, M. R. Hematology and Biochemistry Reference Values for Ontario Swine. Canadian Journal of Comparative Medicine. (48), 390-393 (1984).
  33. Kiorpes, A. L., MacWilliams, P. S., Schenkman, D. I., Bickstrom, L. R. Blood Gas and Hematological Changes in Experimental Peracute Porcine Pleuropneumonia. Canadian Journal of Veterinary Research. (54), 164-169 (1990).
  34. Klem, T. B., Bleken, E., Morberg, H., Thoresen, S. I., Framstad, T. Hematologic and biochemical reference intervals for Norwegian crossbreed grower pigs. Veterinary Clinical Pathology. 39 (2), 221-226 (2010).
  35. Sisson, S. . The Anatomy of the Domestic Animals. , 804-810 (1930).
  36. Lopes-Berkas, V. C., Jorgenso, M. A. Measurement of Peripheral Arterial Vasculature in Domestic Yorkshire Swine by Using Quantitative Vascular Angiograph. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 628-634 (2011).
  37. Geary, R. L., et al. Wound healing: A paradigm for lumen narrowing after arterial reconstruction. Journal of Vascular Surgery. (27), 96-108 (1998).
check_url/fr/59365?article_type=t

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Citer Cet Article
Uwiera, R. R., Toossi, A., Everaert, D. G., Uwiera, T. C., Mushahwar, V. K. Brachial Artery Catheterization in Swine. J. Vis. Exp. (145), e59365, doi:10.3791/59365 (2019).

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