Summary

تقنيات زراعة الكلب في الحيوانات الكبيرة والصغيرة

Published: July 30, 2019
doi:

Summary

والهدف من هذا البروتوكول هو إظهار تقنيات المحاصيل المأمونة في الحيوانات الصغيرة والكبيرة للحصول على عينات مرضية من الأنسجة لاختبار داء الكلب.

Abstract

يتلقى مختبر داء الكلب التابع لوزارة الصحة في ولاية نيويورك ما بين 6000 و9000 عينة سنوياً، ويجري اختبار داء الكلب في الولاية بأكملها، باستثناء مدينة نيويورك. مختبر داء الكلب necropsies مجموعة متنوعة من الحيوانات تتراوح في الحجم من الخفافيش إلى bovids. معظم هذه العينات هي الحيوانات التي تظهر علامات عصبية، ومع ذلك، أقل من 10٪ اختبار إيجابي فعلا لداء الكلب. مما يعني الصدمة، والآفات أو غيرها من العوامل المعدية كسبب لهذه الأعراض. بسبب خطر الهباء الجوي العوامل المعدية غير المشخصة، لا يستخدم مختبر داء الكلب أدوات الطاقة أو المناشير. وسيتم تقديم ثلاث تقنيات necropsy للالحيوانات التي لا يمكن اختراق جماجمها مع مقص. وقد نفذ المختبر هذه التقنيات للحد من التعرض المحتمل للعوامل المعدية، والقضاء على التلاعب غير الضروري في العينة وتقليل وقت المعالجة. مزايا تقنية مفضلة مقابل أخرى تخضع للفردي المدرب معالجة العينة.

Introduction

إن العمل على أرضية مختبر داء الكلب أمر خطير بطبيعته. في بعض الأحيان، تصل العينات مع ريش porcupine جزءا لا يتجزأ، والأجسام الغريبة بما في ذلك الأسهم / الرصاص / الكريات أو شظايا العظام المكشوفة التي قد تخترق التفاف الشحن واقية. التعبئة والتغليف غير لائق يمكن أن يؤدي إلى تسرب، مما يعرض للخطر الأفراد الذين فك العينات. وبالإضافة إلى الإصابة البدنية، فإن فنيي المحاصيل النيكروبية يتعرضون لخطر التعرض لعوامل معدية حيوانية غير معروفة من الجهاز العصبي الوطني وسوائل الجسم في العينات. بالإضافة إلى ذلك ، قد تنقل الطفيليات الخارجية التي تحملها العينة أمراضًا حيوانية أخرى ، حيث يُنظر إلى البراغيث والقراد عادة ً على الحيوانات المقدمة. وحسب الموقع الجغرافي والأنواع التي تنطوي عليها الأمراض المعرضة تختلف. فيروسات الأربو، مثل فيروس التهاب الدماغ في الفروسية الشرقية (EEEV) أو فيروس غرب النيل (WNV)، والأمراض المنقولة بالقراد بما في ذلك مرض لايم أو التولاريميا، والبكتيريا المسببة لحم ضفية السل أو السل، وprions المعدية اسم عدد صغير من المخاطر المحتملة1 , 2 , 3.

والغرض من هذه الأساليب هو إظهار تقنيات المحاصيل الآمنة والفعالة باستخدام الأدوات التي تقلل إلى أدنى حد من إمكانية الهباء الجوي على عكس أدوات الطاقة أو المناشير4و5. عادة ، فإن المحاصيل من الحيوانات الصغيرة في مختبر داء الكلب يتطلب قطع العضلات القحفية واستخدام مطرقة وإزميل لفتح الجزء الظهري الكنوع من calvarium6. إزالة هذه المنطقة من calvarium يكشف الدماغ الخلفي، بما في ذلك المخيخ بأكمله وجذع الدماغ القحفي. يمكن إجراء تقنيات المحاصيل النازرة المعدلة على الجزء البطني من الجمجمة، وتجنب العضلات القحفية الكبيرة والمناطق الأكثر سمكا من الجمجمة. ومع ذلك، فإن هذه التقنيات النيوروبسية المعدلة لا يمكن إلا عندما تكون العينة بدون فقرات عنق الرحم.

وبالمثل ، يمكن إزالة أنسجة الدماغ في الحيوانات الكبيرة عن طريق فصل العضلات القحفية وفتح الجزء الظهري الصددي من الجمجمة7. ويلزم بذل جهد كبير لفضح المخيخ وجذع الدماغ حيث أن جماجم الحيوانات الأكبر حجما ً هي عموماً أكثر سمكاً. لتجنب اختراق الجمجمة ، يتم وضع رأس الحيوان الكبير بحيث يواجه الجزء الفينتو-كودال من الجمجمة الفني. باستخدام الأدوات المعدلة، تتم إزالة المخيخ وجذع الدماغ من خلال ماغنوم اللبو. وهذا يشبه طريقة اكتساب العينة التي أوصى بها مختبر الاتحاد الأوروبي المرجعي TSE لتحقيقات اعتلال الدماغ الاسفنجي (TSE) المنقولة8. يجب إزالة الفقرات القحفية مسبقاً لتوفير الوصول إلى ماغنوم اللبو.

وتطبيق هذه التقنيات مفيد للفنيين المدربين تدريبا مناسبا في مختبرات داء الكلب. كما يتلقى مختبر داء الكلب عينات من مختلف الأحجام، من الخفافيش الأحداث إلى الكبار مشروع الخيولوالفني لديه عدة طرق للاختيار من بينها على أساس الظروف الفردية. كما أن الطريقة المثبتة لحيواني كبير مناسبة أيضاً للأطباء البيطريين الذين يقومون بزراعة النيبروفيات في الميدان، حيث أن شحن رأس حيواني كبير بالكامل لاختبار داء الكلب أمر مرهق ومكلف. ومن خلال تنفيذ أي من هذه التقنيات، سيؤدي ذلك إلى تحسين السلامة عن طريق تقليل إمكانات إنتاج الهباء الجوي، وتقليل مناولة العينة، وتوفير وقت المعالجة. ومع ذلك، وبما أن الحقل لا يتمتع بنفس المزايا التي يتمتع بها المختبر الذي أنشئ خصيصاً لاختبار داء الكلب، فمن الضروري أن تركز أي تعديلات تُدخلت على هذه الإجراءات على السلامة، ولا سيما استخدام معدات الحماية الشخصية.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الطرق الموصوفة من قبل لجنة الرعاية والاستخدام المؤسسية للحيوانية التابعة لمركز وادسوورث (IACUC). 1- الإعداد دون PPE، في الحد الأدنى لحماية العين (النظارات أو درع الوجه)، وقناع الجراحية أو N-95، والقفازات غير اللاتكس. إعداد منطقة العمل، من الناحية ا…

Representative Results

جميع العينات الأرضية المقدمة مع الجماجم بين 31 يناير 2019 و28 فبراير 2019 كانت لديها معلومات عن وجود الرقبة وطريقة النيوروبسي التي تم جمعها. وخلال تلك الفترة، تم زرع 170 رأساً مع تمثيل 18 نوعاً. 52% (89/170) تم قطع رأسها بشكل صحيح. أما الفقرات المتبقية فكانت مرفقة بفقرة واحدة على الأقل،…

Discussion

العينات المقدمة لداء الكلب necropsy غالبا ما يكون لها تاريخ من العلامات السريرية متوافقة مع مرض عصبي. قد يرتبط وجود المرض السريري بمجموعة متنوعة من الاضطرابات، بما في ذلك الأمراض الحيوانية، مما يزيد من خطر الإصابة بعدوى مكتسبة في المختبر على الموظفين. وللحد من هذه المخاطر، تم تنفيذ تقنيات تق?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ونحن ممتنون لمركز وادسوورث التابع لوزارة الصحة في ولاية نيويورك لدعمه هذا المشروع. كما نود أن نعترف بالدعم المقدم من إيمي ويلسي وفرانك بليسديل من مركز ودسوورث التابع لوزارة الصحة، وLL Ranch، ألتامونت، نيويورك.

Materials

Chemistry spoon Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors Sklar 14-2055 Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife Dexter P94848 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula Diamond Scientific and Surgicals N/A Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) Dexter P94848 Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer Mortech N/A Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel Shandon 60-5 Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth Shandon 63-03 Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves Any
Safety glasses, goggles, or faceshield Any
Surgery or N-95 mask Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc Any

References

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity – United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).
  2. McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B., Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).
  3. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019)
  4. Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).
  5. Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).
  6. Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. , 425-427 (1996).
  7. Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
  8. . Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance Available from: https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019)
  9. . Rabies reports Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019)
  10. . Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019)
  11. Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
  12. Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).
  13. Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).
  14. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. , 67-72 (2018).
check_url/fr/59574?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Jarvis, J. A., Brown, K. T., Appler, K. A., Fitzgerald, D. P., Davis, A. D. Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals. J. Vis. Exp. (149), e59574, doi:10.3791/59574 (2019).

View Video