Een Hydrogen-Deuterium Exchange Mass Spectrometry (HDX-MS) Platform voor het onderzoeken van Peptide Biosynthetische Enzymen
Summary
Lanthipeptide synthetases katalyseren multistep reacties tijdens de biosynthese van peptide natuurlijke producten. Hier beschrijven we een continue, bottom-up, waterstof-deuterium uitwisseling massaspectrometrie (HDX-MS) workflow die kan worden gebruikt om de conformationele dynamiek van lanthipeptide synthetases te bestuderen, evenals andere vergelijkbare enzymen die betrokken zijn bij peptide natuurlijke productbiosynthese.
Abstract
Waterstof-deuterium uitwisseling massaspectrometrie (HDX-MS) is een krachtige methode voor de biofysische karakterisering van enzym conformationele veranderingen en enzym-substraat interacties. Een van de vele voordelen, HDX-MS verbruikt slechts kleine hoeveelheden materiaal, kan worden uitgevoerd onder bijna inheemse omstandigheden zonder de noodzaak van enzym / substraat etikettering, en kan ruimtelijk opgeloste informatie over enzym conformationele dynamiek – zelfs voor grote enzymen en multiproteïne complexen. De methode wordt geïnitieerd door de verdunning van het enzym van belang in de in D2O bereide buffer. Dit activeert de uitwisseling van protium in peptide bond amides (N-H) met deuterium (N-D). Op de gewenste uitwisselingstijdpunten worden reactie aliquots gedoofd, wordt het enzym geprotelyseerd tot peptiden, worden de peptiden gescheiden door ultra-performance vloeistofchromatografie (UPLC) en wordt de verandering in massa van elk peptide (als gevolg van de uitwisseling van waterstof voor deuterium) geregistreerd door MS. De hoeveelheid deuteriumopname door elk peptide is sterk afhankelijk van de lokale waterstofbindingsomgeving van dat peptide. Peptiden aanwezig in zeer dynamische gebieden van het enzym uitwisseling deuterium zeer snel, terwijl peptiden afgeleid van goed geordende regio’s ondergaan uitwisseling veel langzamer. Op deze manier rapporteert de HDX-rate over lokale enzymconformatiedynamiek. Verstoringen van de deuteriumopnameniveaus in aanwezigheid van verschillende liganden kunnen vervolgens worden gebruikt om ligandbindende locaties in kaart te brengen, allosterische netwerken te identificeren en de rol van conformationele dynamiek in de enzymfunctie te begrijpen. Hier illustreren we hoe we HDX-MS hebben gebruikt om de biosynthese van een type peptide natuurlijke producten genaamd lanthipeptiden beter te begrijpen. Lanthipeptiden zijn genetisch gecodeerde peptiden die post-translationeel worden gewijzigd door grote, multifunctionele, conformationeel dynamische enzymen die moeilijk te bestuderen zijn met traditionele structurele biologiebenaderingen. HDX-MS biedt een ideaal en aanpasbaar platform voor het onderzoeken van de mechanistische eigenschappen van dit soort enzymen.
Introduction
Eiwitten zijn structureel dynamische moleculen die verschillende conformaties bemonsteren op tijdschalen, variërend van femtoseconde-schaal bindingstrillingen tot herschikkingen van hele eiwitdomeinen die gedurende vele seconden kunnen optreden1. Deze conformationele fluctuaties zijn vaak kritische aspecten van de enzym/eiwitfunctie. Conformationele veranderingen veroorzaakt door ligandbinding zijn bijvoorbeeld vaak van cruciaal belang voor het moduleren van de enzymfunctie, hetzij door het organiseren van actieve plaatsresiduen die nodig zijn voor katalyse, het definiëren van substraatbindende locaties in sequentiële kinetische mechanismen, het afschermen van reactieve tussenproducten van de omgeving, of door het moduleren van de enzymfunctie via allosterische netwerken. Recente studies hebben ook aangetoond dat conformationele dynamica gedurende de gehele evolutie kan worden behouden en dat verstoringen van geconserveerde moleculaire bewegingen kunnen worden gecorreleerd met veranderingen in substraatspecifiekheid en de opkomst van nieuwe enzymfuncties2,3.
In de afgelopen jaren is waterstof-deuterium uitwisseling massaspectrometrie (HDX-MS) snel naar voren gekomen als een krachtige techniek om te onderzoeken hoe eiwitconforme landschappen reageren op verstoringen zoals ligandbinding of mutagenese4,5,6,7. In een typisch HDX-MS-experiment(figuur 1)wordt een interessant eiwit in een buffer geplaatst die is bereid in D2O, waardoor protonen die oplosmiddelen kunnen worden uitgewisseld, worden vervangen door deuteria. De wisselkoers van de amidemoiety van de peptidebindingen hangt sterk af van de pH, de lokale aminozuursequentie en van de lokale structurele omgeving van de amide8. Amiden die zich bezighouden met waterstofbindingsinteracties (zoals die aanwezig zijn in α-helices en β-sheets) wisselen langzamer uit dan amides in ongestructureerde gebieden van het eiwit die worden blootgesteld aan bulkoplosmiddel. De omvang van de deuteriumopname is dus een weerspiegeling van de structuur van het enzym. Enzymen die conformationeel dynamisch zijn, of die structurele overgangen ondergaan bij ligandbinding, zouden naar verwachting een meetbare HDX-respons opleveren.
De mechanistische basis voor de trage wisselkoers van een gestructureerdeamide is weergegeven in figuur 25,8,9. Om HDX te ondergaan, moet het gestructureerde gebied eerst een uitgevouwen conformatie tijdelijk bemonsteren, zodat de oplosmiddelmoleculen die hdx-uitwisseling katalyseren via een specifiek zuur/base chemisch mechanisme, toegang hebben tot het verwisselbareamide. Uiteindelijk bepalen de relatieve omvang van de chemische wisselkoers (kchem) en de vouw – en vouwkoersen (kopen en ksluiten) de HDX-koers gemeten in het experiment5,8. Vanuit dit eenvoudige kinetische model is het duidelijk dat de mate van deuteriumopname de onderliggende conformationele dynamiek weerspiegelt (zoals gedefinieerd door kopen en kclose). De meeste HDX-MS-experimenten worden uitgevoerd in een bottom-up workflow waarbij, na de uitwisselingsreactie, het eiwit van belang wordt verteerd in peptiden en de deuteriumopname door elk peptide wordt gemeten als een toename van massa7. Op deze manier maakt HDX-MS het mogelijk om verstoringen van enzymconformatiedynamiek in kaart te brengen op de lokale ruimtelijke schaal van peptiden, waardoor de onderzoeker kan beoordelen hoe de verstoring de dynamiek in verschillende regio’s van het enzym van belang verandert.
De voordelen van de HDX-MS-aanpak voor het ophelderen van de structurele dynamiek van eiwitten zijn talrijk. Ten eerste kan de methode worden uitgevoerd met kleine hoeveelheden inheems eiwit of op eiwitcomplexen in systemen met quaternaire structuur10. Het is zelfs niet nodig dat het enzympreparaat dat in de test wordt gebruikt, sterk wordt gezuiverd11,12, zolang de bottom-up HDX-MS-workflow een voldoende aantal zelfverzekerd geïdentificeerde peptiden biedt die de eiwitsequentie van belang dekken. Bovendien kan HDX-MS informatie verstrekken over conformatiedynamiek onder bijna inheemse omstandigheden zonder dat locatiespecifieke eiwitetikettering nodig is, zoals zou worden gebruikt in fluorescentiestudies met één molecuul13, en er is geen groottelimiet voor het eiwit – of eiwitcomplex dat kan worden onderzocht (waardoor benaderingen zoals nucleaire magnetische resonantie [NMR] spectroscopie uitdagend zijn)7,14. Ten slotte kunnen tijd-opgeloste HDX-MS-methoden worden gebruikt om intrinsiek verstoorde eiwitten te bestuderen, die moeilijk te bestuderen zijn met röntgenkristallografie15,16,17,18. De belangrijkste beperking van HDX-MS is dat de gegevens een lage structurele resolutie hebben. HDX-MS-gegevens zijn nuttig om aan te geven waar de conformatiedynamiek verandert en om gekoppelde conformationele veranderingen te onthullen, maar ze geven vaak niet veel inzicht in het precieze moleculaire mechanisme dat de waargenomen verandering aanstuurt. Recente vooruitgang in de combinatie van elektronenafvangdissociatiemethoden met eiwit HDX-MS-gegevens heeft veelbelovend aangetoond voor het in kaart brengen van uitwisselingslocaties naar enkelvoudige aminozuurresiduen19, maar follow-up biochemische en structurele studies zijn nog steeds vaak nodig om duidelijkheid te verschaffen aan structurele modellen die worden doorgestuurd door HDX-MS-gegevens.
Hieronder wordt een gedetailleerd protocol voor de ontwikkeling van een HDX-MS-test gepresenteerd20. De onderstaande monstervoorbereidingsprotocollen moeten algemeen toepasbaar zijn op elk eiwit dat een goede oplosbaarheid vertoont in waterige buffers. Er zijn meer gespecialiseerde monsterbereidingsmethoden en HDX-MS-workflows beschikbaar voor eiwitten dan in aanwezigheid van detergentia of fosfolipiden21,22,23,24. Instrumentele instellingen voor HDX-MS-gegevensverzameling worden beschreven voor een quadrupole-tijd-of-flight massaspectrometer met hoge resolutie gekoppeld aan een vloeistofchromatografiesysteem. Gegevens over vergelijkbare complexiteit en resolutie kunnen worden verzameld op een van een aantal in de handel verkrijgbare lc-ms-systemen (liquid chromatography-mass spectrometry). Belangrijke aspecten van de gegevensverwerking met behulp van een commercieel beschikbaar softwarepakket worden ook verstrekt. We presenteren ook richtlijnen voor het verzamelen en analyseren van gegevens die in overeenstemming zijn met aanbevelingen van de bredere HDX-MS-gemeenschap12. Het beschreven protocol wordt gebruikt om de dynamische structurele eigenschappen van HalM2 te bestuderen, een lanthipeptide synthetase dat de multistep rijping van een antimicrobieel peptide natuurlijk product katalyseert20. We illustreren hoe HDX-MS kan worden gebruikt om substraatbindingssites en allosterische eigenschappen te onthullen die eerdere karakterisering hebben ontweken. Verschillende andere protocollen inzake eiwit HDX-MS zijn de afgelopen jaren gepubliceerd25,26. Samen met het huidige werk moeten deze eerdere bijdragen de lezer enige flexibiliteit bieden in experimenteel ontwerp.
Protocol
Representative Results
Discussion
De IN dit protocol gepresenteerde HDX-MS workflow biedt een opmerkelijk robuust platform voor het in kaart brengen van de ruimtelijke verdeling van structureel dynamische elementen in eiwitten en voor het onderzoeken hoe deze dynamiek verandert als reactie op verstoring (ligandbinding, enzym mutagenese, etc.). HDX-MS heeft verschillende duidelijke voordelen ten opzichte van andere structurele biologiebenaderingen die vaak worden gebruikt om conformatiedynamiek te onderzoeken. Het meest in het bijzonder zijn slechts klein…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd ondersteund door de Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada, het Fonds de Recherche du Quebec Nature et Technologie, de Canadian Foundation for Innovation en mcgill university start-up fondsen.
Materials
| Reagents | |||
| [glu-1]-fibrinopeptide B (Glu-Fib) | BioBasic | NA | |
| 0.5 mL Amicon Ultracel 10k centrifugal filtration device (Millipore) | Milipore Sigma | UFC501096 | |
| acetonitrile | Fisher | A955-1 | |
| AMP-PNP | SIGMA | A2647-25MG | |
| ATP | SIGMA | a2383-5G | |
| D2O | ALDRICH | 435767-100G | |
| formic acid | Thermo Fisher | 28905 | |
| guanidine-HCl | VWR | 97063-764 | |
| HEPES | Fisher | BP310-1 | |
| Magnesium chloride | SiGMA-Aldrich | 63068-250G | |
| Potassium chloride | BioBasic | PB0440 | |
| potassium phosphate | BioBasic | PB0445 | |
| TCEP Hydrochloride | TRC Canada | T012500 | peptide was synthesized upon request |
| Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| software | |||
| Deuteros | Andy M C Lau, et al | version 1.08 | |
| DynamX | Waters | version 3.0 | |
| MassLynx | Waters | version 4.1 | |
| Protein Lynx Global Server (PLGS) |
Waters | version 3.0.3 | |
| PyMOL | Schrödinger | version 2.2.2 | |
| Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Instrument and equipment | |||
| ACQUITY UPLC BEH C18 analytical Column | Waters | 186002346 | |
| ACQUITY UPLC BEH C8 VanGuard Pre-column | Waters | 186003978 | |
| ACQUITY UPLC M-Class HDX System | Waters | ||
| HDX Manager | Waters | ||
| microtip pH electrode | Thermo Fisher | 13-620-291 | |
| Waters Enzymate BEH column or Pepsin solumn | Waters | 186007233 | |
| Waters Synapt G2-Si | Waters |
References
- Karplus, M., McCammon, J. A. Molecular dynamics simulations of biomolecules. Nature Structural & Molecular Biology. 9 (9), 646-652 (2002).
- Campbell, E., et al. The role of protein dynamics in the evolution of new enzyme function. Nature Chemical Biology. 12 (11), 944-950 (2016).
- Tokuriki, N., Tawfik, D. S. Protein dynamism and evolvability. Science. 324 (5924), 203-207 (2009).
- Wales, T. E., Engen, J. R. Hydrogen exchange mass spectrometry for the analysis of protein dynamics. Mass Spectrometry Reviews. 25 (1), 158-170 (2006).
- Konermann, L., Pan, J., Liu, Y. H. Hydrogen exchange mass spectrometry for studying protein structure and dynamics. Chemical Society Reviews. 40 (3), 1224 (2011).
- Katta, V., Chait, B. T. Conformational changes in proteins probed by hydrogen-exchange electrospray-ionization mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 5 (4), 214 (1991).
- Zhang, Z., Smith, D. L. Determination of amide hydrogen exchange by mass spectrometry: a new tool for protein structure elucidation. Protein Science. 2 (4), 522 (1993).
- Smith, D. L., Deng, Y., Zhang, Z. Probing the non-covalent structure of proteins by amide hydrogen exchange and mass spectrometry. Journal of Mass Spectrometry. 32 (2), 135-146 (1997).
- Bai, Y., Milne, J. S., Mayne, L., Englander, S. W. Primary structure effects on peptide group hydrogen exchange. Proteins. 17 (1), 75-86 (1993).
- Xiao, K., et al. Revealing the architecture of protein complexes by an orthogonal approach combining HDXMS, CXMS, and disulfide trapping. Nature Protocols. 13 (6), 1403-1428 (2018).
- Smith, D. L., Deng, Y., Zhang, Z. Probing the non-covalent structure of proteins by amide hydrogen exchange and mass spectrometry. Journal of Mass Spectrometry. 32 (2), 135-146 (1997).
- Masson, G. R., et al. Recommendations for performing, interpreting and reporting hydrogen deuterium exchange mass spectrometry (HDX-MS) experiments. Nature Methods. 16 (7), 595-602 (2019).
- Liu, J., et al. An Efficient Site-Specific Method for Irreversible Covalent Labeling of Proteins with a Fluorophore. Scientific Reports. 5, 16883 (2015).
- Marion, D., et al. Overcoming the overlap problem in the assignment of proton NMR spectra of larger proteins by use of three-dimensional heteronuclear proton-nitrogen-15 Hartmann-Hahn-multiple quantum coherence and nuclear Overhauser-multiple quantum coherence spectroscopy: application to interleukin 1.beta. Biochemistry. 28 (15), 6150-6156 (1989).
- Balasubramaniam, D., Komives, E. A. Hydrogen-exchange mass spectrometry for the study of intrinsic disorder in proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Proteins and Proteomics. 1834 (6), 1202-1209 (2013).
- Goswami, D., et al. Time window expansion for HDX analysis of an intrinsically disordered protein. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 24 (10), 1584-1592 (2013).
- Keppel, T. R., Howard, B. A., Weis, D. D. Mapping Unstructured Regions and Synergistic Folding in Intrinsically Disordered Proteins with Amide H/D Exchange Mass Spectrometry. Biochemistry. 50 (40), 8722-8732 (2011).
- Mitchell, J. L., et al. Functional Characterization and Conformational Analysis of the Herpesvirus saimiri Tip-C484 Protein. Journal of Molecular Biology. 366 (4), 1282-1293 (2007).
- Pan, J., Han, J., Borchers, C. H., Konermann, L. Hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry with top-down electron capture dissociation for characterizing structural transitions of a 17 kDa protein. Journal of the American Chemical Society. 131 (35), 12801-12808 (2009).
- Habibi, Y., Uggowitzer, K. A., Issak, H., Thibodeaux, C. J. Insights into the Dynamic Structural Properties of a Lanthipeptide Synthetase using Hydrogen-Deuterium Exchange Mass Spectrometry. Journal of the American Chemical Society. 141 (37), 14661-14672 (2019).
- Hebling, C. M., et al. Conformational analysis of membrane proteins in phospholipid bilayer nanodiscs by hydrogen exchange mass spectrometry. Analytical Chemistry. 82 (13), 5415-5419 (2010).
- Duc, N. M., et al. Effective application of bicelles for conformational analysis of G protein-coupled receptors by hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 26 (5), 808-817 (2015).
- Canul-Tec, J. C., et al. Structure and allosteric inhibition of excitatory amino acid transporter 1. Nature. 544 (7651), 446-451 (2017).
- Reading, E., et al. Interrogating Membrane Protein Conformational Dynamics within Native Lipid Compositions. Angewandte Chemie International Edition. 56 (49), 15654-15657 (2017).
- Hentze, N., Mayer, M. P. Analyzing protein dynamics using hydrogen exchange mass spectrometry. Journal of Visualized Experiments. (81), e50839 (2013).
- Lento, C., et al. Time-resolved ElectroSpray Ionization Hydrogen-deuterium Exchange Mass Spectrometry for Studying Protein Structure and Dynamics. Journal of Visualized Experiments. (122), e55464 (2017).
- Schowen, K. B., Schowen, R. L. Solvent isotope effects on enzyme systems. Methods in Enzymology. 87, 551-606 (1982).
- Lau, A. M. C., Ahdash, Z., Martens, C., Politis, A. Deuteros: software for rapid analysis and visualization of data from differential hydrogen deuterium exchange-mass spectrometry. Bioinformatics. 35 (7), 3171-3173 (2019).
- Houde, D., Berkowitz, S. A., Engen, J. R. The utility of hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry in biopharmaceutical comparability studies. Journal of Pharmaceutical Sciences. 100 (6), 2071 (2011).
- Burkitt, W., O’Connor, G. Assessment of the repeatability and reproducibility of hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry measurements. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 22 (23), 3893-3901 (2008).
- Rob, T., Gill, P. K., Golemi-Kotra, D., Wilson, D. J. An electrospray ms-coupled microfluidic device for sub-second hydrogen/deuterium exchange pulse-labelling reveals allosteric effects in enzyme inhibition. Lab on a Chip. 13, 2528-2532 (2013).
