Summary

ラットにおける部分的な異所性後肢移植モデル

Published: June 09, 2021
doi:

Summary

本論文は、ラットにおける部分的な異所性骨髄性骨切りばん移植プロトコルと、中期的なフォローアップにおけるその潜在的な結果を提示する。

Abstract

血管化複合同種移植(VCA)は、複雑な組織欠損後の自家外科的可能性のない患者にとって最も先進的な再建オプションを表す。顔と手の移植は、失踪した患者の生活を変え、新しい美的で機能的な社会的器官を与えました。有望な結果にもかかわらず、VCAは生涯にわたる免疫抑制の併存疾患および感染性合併症のために依然として不全である。ラットは、免疫経路と移植片拒絶メカニズムを調査する インビボ 研究のための理想的な動物モデルです。ラットはまた、灌流および凍結保存研究を含む新規複合組織移植片保存技術にも広く使用されている。ラットのVCAに使用されるモデルは、術後の罹患率と死亡率が低く、再現性、信頼性、効率的でなければなりません。異所性四肢移植手順はこれらの基準を満たし、整形性肢移植よりも容易に行うことができます。げっ歯類の微小外科モデルを習得するには、マイクロサージャストと動物ケアにおける確かな経験が必要です。本明細書では、ラットにおける部分的な異形性骨筋切裂フラップ移植、術後の転帰、および潜在的合併症の予防手段の信頼性と再現性モデルが報告されている。

Introduction

過去20年間、VCAは顔1、上肢切断2、陰茎3、その他の複雑な組織欠損4、5を含む重度の欠損に苦しむ患者のための革命的な治療法として進化してきました。しかし、生涯にわたる免疫抑制の結果は、依然としてこれらの複雑な再建手術のより広範な適用を妨げている。拒絶反応防止戦略を改善するには、基礎研究が不可欠です。VCA保存時間の増加は、移植物流を改善し、ドナープールを増やすためにも不可欠です(VCAドナーは、皮膚のトーン、解剖学的サイズ、性別を含む固体臓器提供者よりも多くの基準を満たす必要があります)。この文脈において、ラット四肢移植は、同種移植片6、7、新規耐性誘導プロトコル8、および保存研究9、10、11の免疫拒絶反応に関する研究で広く使用されている。したがって、これらのVCAモデルは、VCA翻訳研究のために習得する重要な要素です。

骨筋皮折れはラット8、12、13、14でVCAを研究する信頼性の高いモデルとして文献に記載されている。異形性外接合体全四肢移植は移植片機能の長期評価を可能にするが、術後の罹患率および死亡率14の上昇に伴う時間のかかる処置である。対照的に、異所性肢移植モデルは機能しないが、VCAに関する再現性のある研究を可能にする。術後の結果は、ラットVCA移植研究の開始前に確実に予想することができる。本研究は、ラットにおける部分的な異所性骨髄皮下フラップ移植モデルを報告し、3週間のフォローアップ期間中に術中および術後に起こり得る頻繁な結果および合併症を含む。

Protocol

すべての動物は、実験動物のケアと使用のためのNIHガイドに従って人道的ケアを受けました。施設動物のケアと使用委員会(IACUCプロトコル2017N000184)と動物ケアと使用レビューオフィス(ACURO)は、すべての動物プロトコルを承認しました。全ての実験に対して、近親交配オスルイスラット(250〜400g)を用いた。 1. 手術 イオブルラン吸入を使用してルイスラットを麻酔?…

Representative Results

本単一オペレータ研究では、30の異質性異重性局所的な四肢移植が行われた。成功は術後21日目にVCA障害または安楽死を必要とする合併症の欠如として定義された。移植片の正常な進化は 図3に示されている。レシピエントにおける部分的な四肢調達および移植片の差し込みのための平均持続時間は、それぞれ35と105分であった。平均虚血時間は105分であった。フォロー?…

Discussion

げっ歯類における異形肢移植モデルは文献15,16,17に記載されている。しかし、彼らは神経修復、筋肉の再付着、および非常に困難なステップである大腿骨の完璧な骨合成を必要とします。これらのモデルはまた、げっ歯類14におけるより高い罹患率および死亡率と関連しており、特に移植後肢の正常な機?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、賞No.の下で議会主導の医学研究プログラムを通じて保健問題担当国防次官補室によって支援されました。W81XWH-17-1-0680.意見、解釈、結論、および勧告は著者のものであり、必ずしも国防総省によって承認されるとは限りません。

Materials

24 GA angiocatheter BD Insyte Autoguard 381412
4-0 suture Black monofilament non absorbable suture Ethicon 1667 Used to suture the E-collar to the back of the neck
4-0 suture Coated Vicryl Plus Antibacterial Ethicon VCP496
Adson Tissue Forceps, 11 cm, 1 x 2 Teeth with Tying Platform ASSI ASSI.ATK26426
Bipolar cords ASSI 228000C
Black Polyamide Monofilament USP 10-0, 4 mm 3/8c AROSurgical T04A10N07-13 Used to perform the microvascular anastomoses
Buprenorphine HCl Pharmaceutical, Inc 42023-179-01
Dilating Forceps Fine science tools (FST) 18131-12
Dissecting Scissors 15 cm, Round Handle 8 mm diameter, Straight Slender Tapered Blade 7 mm, Lipshultz Pattern ASSI ASSI.SAS15RVL
Double Micro Clamps 5.5 x 1.5 mm Fine science tools (FST) 18040-22
Elizabethan collar Braintree Scientific EC-R1
Forceps 13.5 cm long, Flat Handle, 9 mm wide Straight Tips 0.1 mm diameter (x2) ASSI ASSI.JFL31
Halsey Micro Needle Holder Fine science tools (FST) 12500-12
Heparin Lock Flush Solution, USP, 100 units/mL BD PosiFlush 306424
Isoflurane Patterson Veterinary 14043-704-06
Jewelers Bipolar Forceps Non Stick 11 cm, straight pointed tip, 0.25 mm tip diameter ASSI ASSI.BPNS11223
Lone Star Elastic Stays CooperSurgical 3314-8G Used to retract the inguinal ligament for femoral vessels dissection
Lone Star Self-Retaining Retractors CooperSurgical 3301G
Micro-Mosquito Hemostats Fine science tools (FST) 13010-12 Used to retract the inguinal fat pad distally
Needle Holder, 15 cm Round Handle, 8 mm diameter, Superfine Curved Jaw 0.2 mm tip diameter, without lock ASSI ASSI.B1582
Nylon Suture Black Monolfilament 8-0, 6.5 mm 3/8c Ethilon 2808G Used to ligate collateral branches on the femoral vessels
Offset Bone Nippers Fine science tools (FST) 16101-10
S&T Vascular Clamps 5.5 x 1.5 mm Fine science tools (FST) 00398-02
Walton scissors Fine science tools (FST) 14077-09

References

  1. Lanteiri, L., et al. Feasibility, reproducibility, risks and benefits of face transplantation: a prospective study of outcomes. American Journal of Transplantation. 11 (2), 367-378 (2011).
  2. Park, S. H., Eun, S. C., Kwon, S. T. Hand transplantation: current status and immunologic obstacles. Experimental and Clinical Transplantation. 17 (1), 97-104 (2019).
  3. Cetrulo, C. L., et al. Penis transplantation: first US experience. Annals of Surgery. 267 (5), 983-988 (2018).
  4. Grajek, M., et al. First complex allotransplantation of neck organs: larynx, trachea, pharynx, esophagus, thyroid, parathyroid glands, and anterior cervical wall: a case report. Annals of Surgery. 266 (2), 19-24 (2017).
  5. Pribaz, J. J., Caterson, E. J. Evolution and limitations of conventional autologous reconstruction of the head and neck. Journal of Craniofacial Surgery. 24 (1), 99-107 (2013).
  6. Lipson, R. A., et al. Vascularized limb transplantation in the rat. I. Results with syngeneic grafts. Transplantation. 35 (4), 293-299 (1983).
  7. Lipson, R. A., et al. Vascularized limb transplantation in the rat. II. Results with allogeneic grafts. Transplantation. 35 (4), 300-304 (1983).
  8. Adamson, L. A., et al. A modified model of hindlimb osteomyocutaneous flap for the study of tolerance to composite tissue allografts. Microsurgery. 27 (7), 630-636 (2007).
  9. Arav, A., Friedman, O., Natan, Y., Gur, E., Shani, N. Rat hindlimb cryopreservation and transplantation: a step toward “organ banking”. American Journal of Transplantation. 17 (11), 2820-2828 (2017).
  10. Gok, E., et al. Development of an ex-situ limb perfusion system for a rodent model. ASAIO Journal. 65 (2), 167-172 (2019).
  11. Gok, E., Rojas-Pena, A., Bartlett, R. H., Ozer, K. Rodent skeletal muscle metabolomic changes associated with static cold storage. Transplantation Proceedings. 51 (3), 979-986 (2019).
  12. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Research. Part C, Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
  13. Fleissig, Y., et al. Modified heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap model in the rat for translational vascularized composite allotransplantation research. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (146), e59458 (2019).
  14. Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation. Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).
  15. Jang, Y., Park, Y. E., Yun, C. W., Kim, D. H., Chung, H. The vest-collar as a rodent collar to prevent licking and scratching during experiments. Lab Anim. 50 (4), 296-304 (2016).
  16. Kern, B., et al. A novel rodent orthotopic forelimb transplantation model that allows for reliable assessment of functional recovery resulting from nerve regeneration. American Journal of Transplantation. 17 (3), 622-634 (2017).
  17. Perez-Abadia, G., et al. Low-dose immunosuppression in a rat hind-limb transplantation model. Transplant International. 16 (12), 835-842 (2003).
  18. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (41), e2022 (2010).
  19. Fleissig, Y. Y., Beare, J. E., LeBlanc, A. J., Kaufman, C. L. Evolution of the rat hind limb transplant as an experimental model of vascularized composite allotransplantation: Approaches and advantages. SAGE Open Medicine. 8, 2050312120968721 (2020).
  20. Lindboe, C. F., Presthus, J. Effects of denervation, immobilization and cachexia on fibre size in the anterior tibial muscle of the rat. Acta Neuropathologica. 66 (1), 42-51 (1985).
  21. Nazzal, J. A., Johnson, T. S., Gordon, C. R., Randolph, M. A., Lee, W. P. Heterotopic limb allotransplantation model to study skin rejection in the rat. Microsurgery. 24 (6), 448-453 (2004).
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Citer Cet Article
Goutard, M., Randolph, M. A., Taveau, C. B., Lupon, E., Lantieri, L., Uygun, K., Cetrulo Jr., C. L., Lellouch, A. G. Partial Heterotopic Hindlimb Transplantation Model in Rats. J. Vis. Exp. (172), e62586, doi:10.3791/62586 (2021).

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