Cartographie du transfert d’énergie par résonance de Förster : une nouvelle méthodologie pour élucider les caractéristiques structurelles mondiales
Summary
L’étude détaille la méthodologie de la cartographie FRET, y compris la sélection des sites d’étiquetage, le choix des colorants, l’acquisition et l’analyse des données. Cette méthodologie est efficace pour déterminer les sites de liaison, les changements conformationnels et les mouvements dynamiques dans les systèmes protéiques et est plus utile si elle est réalisée en conjonction avec les informations structurelles 3D existantes.
Abstract
Le transfert d’énergie par résonance de Förster (FRET) est une méthode établie basée sur la fluorescence utilisée pour mesurer avec succès les distances dans et entre les biomolécules in vitro ainsi qu’à l’intérieur des cellules. Dans FRET, l’efficacité du transfert d’énergie, mesurée par les changements d’intensité de fluorescence ou de durée de vie, est liée à la distance entre deux molécules ou étiquettes fluorescentes. La détermination de la dynamique et des changements conformationnels à partir des distances ne sont que quelques exemples d’applications de cette méthode aux systèmes biologiques. Dans certaines conditions, cette méthodologie peut ajouter et améliorer les structures cristallines de rayons X existantes en fournissant des informations sur la dynamique, la flexibilité et l’adaptation aux surfaces de liaison. Nous décrivons l’utilisation du FRET et des déterminations de distance associées pour élucider les propriétés structurelles, par l’identification d’un site de liaison ou les orientations des sous-unités dimères. Grâce à un choix judicieux des sites de marquage et souvent à l’utilisation de plusieurs stratégies de marquage, nous avons appliqué avec succès ces méthodes de cartographie pour déterminer les propriétés structurelles globales d’un complexe protéine-ADN et du système de translocation de protéines SecA-SecYEG. Dans le système SecA-SecYEG, nous avons utilisé des méthodes de cartographie FRET pour identifier le site de liaison des préprotéines et déterminer la conformation locale de la région de séquence de signaux liés. Cette étude décrit les étapes à suivre pour effectuer des études de cartographie FRET, y compris l’identification des sites d’étiquetage appropriés, la discussion des étiquettes possibles, y compris les résidus d’acides aminés non natifs, les procédures d’étiquetage, la façon d’effectuer des mesures et l’interprétation des données.
Introduction
Pour les protéines, l’élucidation de la dynamique ainsi que les connaissances structurelles en 3 dimensions (3D) conduisent à une meilleure compréhension des relations structure-fonction des systèmes biomoléculaires. Les méthodes structurelles, telles que la cristallographie aux rayons X et la microscopie électronique cryogénique, capturent une structure statique et nécessitent souvent la détermination de plusieurs structures pour élucider les aspects de la liaison et de la dynamique des biomolécules1. Cet article décrit une méthode basée sur une solution pour mapper des éléments structurels globaux, tels que des sites de liaison ou des interactions de liaison, qui sont potentiellement plus transitoires et moins facilement capturés par des méthodes statiques. Les systèmes candidats solides pour cette méthodologie sont ceux dans lesquels une structure 3D a déjà été déterminée par cristallographie aux rayons X, spectroscopie RMN ou d’autres méthodes structurelles. Dans ce cas, nous tirons parti de la structure cristalline des rayons X du complexe SecA-SecYEG, un acteur central de la voie sécrétoire générale des protéines, pour cartographier l’emplacement d’un site de liaison peptidique signal à l’aide du transfert d’énergie par résonance de Förster (FRET) avant le transport de la préprotéine à travers la membrane2. La manipulation du système biologique par des modifications génétiques couplée à notre connaissance de la structure 3D a permis de déterminer la conformation de la séquence de signaux et de la région mature précoce immédiatement avant l’insertion dans le canal 3.
FRET implique le transfert d’énergie sans rayonnement d’une molécule (donneur) à une autre (accepteur) d’une manière dépendante de la distance qui traverse l’espace 4,5. L’efficacité de ce transfert est surveillée soit par une diminution du donneur, soit par une augmentation de l’intensité de fluorescence de l’accepteur. L’efficacité du transfert d’énergie peut être décrite comme suit :
E = R06/(R06 + R6)
dans laquelle la valeur R0 est la distance à laquelle le transfert est efficace à 50 %6. La technique a déjà été décrite comme une règle moléculaire et est efficace pour déterminer des distances comprises entre 2,5 et 12 nm, en fonction de l’identité des colorants donneur-accepteur 4,7,8,9. Les intensités de fluorescence du donneur et les durées de vie avec ou sans accepteur permettent de déterminer les efficacités de transfert et, par conséquent, les distances 5,8. En raison de la disponibilité de la technologie, de la sensibilité de la méthode et de la facilité d’utilisation, FRET a également trouvé une large application dans des domaines tels que la spectroscopie de fluorescence à molécule unique et la microscopie confocale6. L’avènement de protéines fluorescentes telles que la protéine fluorescente verte a rendu l’observation de la dynamique intracellulaire et de l’imagerie des cellules vivantes relativement facile10,11. De nombreuses applications FRET telles que celles-ci sont abordées en détail dans ce numéro virtuel.
Dans cette étude, nous nous concentrons particulièrement sur l’utilisation des mesures FRET pour produire des valeurs de distance afin de déterminer les détails structurels. Auparavant, les mesures FRET ont été utilisées efficacement pour déterminer la conformation des molécules d’ADN lorsqu’elles sont liées à la protéine 12,13,14, la dynamique interne des protéines et les interactions de liaison aux protéines 15,16,17. Les avantages de cette méthode résident dans la capacité de déterminer des éléments structurels flexibles et dynamiques dans une solution avec des quantités relativement faibles de matériau. De manière significative, cette méthode est particulièrement efficace lorsqu’elle est utilisée conjointement avec des informations structurelles existantes et ne peut pas être utilisée comme moyen de détermination de la structure 3D. La méthode fournit le meilleur aperçu et le meilleur raffinement de la structure si le travail s’appuie sur des informations structurelles existantes souvent couplées à une simulation informatique18,19. Ici, l’utilisation des distances obtenues à partir de mesures FRET à l’état d’équilibre et résolues dans le temps est décrite pour cartographier un site de liaison, dont l’emplacement n’était pas connu, sur une structure cristallographique existante du complexe SecA-SecYEG, des protéines majeures de la voie sécrétoire générale3.
La voie sécrétoire générale, un système hautement conservé des procaryotes aux eucaryotes en passant par les archées, médie le transport des protéines à travers ou dans la membrane jusqu’à leur emplacement fonctionnel dans la cellule. Pour les bactéries à Gram négatif, telles que E. coli, l’organisme utilisé dans notre étude, les protéines sont insérées ou transloquées à travers la membrane interne vers le périplasme. Le complexe de canaux secY bactériens (appelé translocon) se coordonne avec d’autres protéines pour translocaliser la protéine nouvellement synthétisée, qui est dirigée vers son emplacement correct dans la cellule par une séquence de signaux généralement située à la terminaison N20,21. Pour les protéines liées au périplasme, la protéine ATPase SecA s’associe au tunnel de sortie du ribosome, et à la préprotéine après qu’environ 100 résidus ont été traduits22. Avec la protéine chaperonne SecB, il maintient la préprotéine dans un état déplié. SecA se lie au translocon SecYEG et, à travers de nombreux cycles d’hydrolyse de l’ATP, facilite le transport des protéines à travers la membrane23,24.
SecA est une protéine multi-domaine qui existe sous des formes cytosoliques et membranaires. Une protéine homodimérique dans le cytosol, SecA se compose d’un domaine de liaison ou de réticulation préprotéique25, de deux domaines de liaison aux nucléotides, d’un domaine alaire hélicoïdal, d’un domaine d’échafaudage hélicoïdal et des deux doigts hélicoïdaux (THF)26,27,28,29 (Figure 1). Dans des études cristallographiques antérieures du complexe SecA-SecYEG, l’emplacement du THF a suggéré qu’il était activement impliqué dans la translocation des protéines et les expériences de réticulation ultérieures avec le peptide signal ont établi l’importance de cette région dans la translocation des protéines30,31. Des études antérieures, utilisant la méthodologie de cartographie FRET, ont démontré que les peptides de signal exogènes se lient à cette région de SecA 2,32. Pour bien comprendre la conformation et l’emplacement de la séquence de signaux et de la région mature précoce de la préprotéine avant son insertion dans le canal SecYEG, une chimère protéique dans laquelle la séquence de signal et les résidus de la région mature précoce ont été attachés à SecA par l’intermédiaire d’un liant Ser-Gly a été créée (Figure 1). En utilisant cette construction biologiquement viable, il a été démontré que la séquence de signaux et la région mature précoce de la préprotéine se lient au THF de manière parallèle2. Par la suite, la méthodologie de cartographie FRET a été utilisée pour élucider la conformation et l’emplacement de la séquence de signaux et de la région mature précoce en présence de SecYEG, comme décrit ci-dessous3.
La connaissance de la structure 3D du complexe SecA-SecYEG 33,34,35 et de l’emplacement possible du site de liaison nous a permis de placer judicieusement des étiquettes donneur-accepteur dans des endroits où l’intersection des distances FRET individuelles identifie l’emplacement du site de liaison. Ces mesures de cartographie FRET ont révélé que la séquence de signaux et la région mature précoce de la préprotéine forment une épingle à cheveux avec la pointe située à l’embouchure du canal SecYEG, démontrant que la structure en épingle à cheveux est modélisée avant l’insertion du canal.
Protocol
Representative Results
Discussion
Grâce à l’utilisation de la méthodologie de cartographie FRET, nous avons identifié le site de liaison de la séquence de signaux sur la protéine SecA. Il est important de noter que la présence d’une structure cristalline 3D du complexe a grandement facilité notre étude. La force de cette méthodologie de cartographie réside dans la capacité d’utiliser une structure existante pour identifier les emplacements à étiqueter. Cette méthodologie ne peut pas être utilisée pour déterminer une structure 3D; …
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu par la subvention R15GM135904 des National Institutes of Health (attribuée à IM) et la subvention GM110552 des National Institutes of Health (attribuée à DBO).
Materials
| 490 nm LED laser | Horiba | 1684-LED | |
| Alexa Fluor 647 C2 Maleimide//DIBO Alkyne | Life Technologies | A20347 | |
| Agar | Difco | DF0812 | |
| Alexa Fluor 488 C5 Maleimide/DIBO Alkyne | Life Technologies | A10254 | |
| Alexa Fluor 488 DIBO Alkyne | Life Technologies | S10904 | |
| Alexa Fluor 647 DIBO Alkyne | Life Technologies | S10906 | |
| Amicon Ultra4 Centrifugal filter (50kDa MWCO) | Sigma | UFC805008 | |
| Dodecylmaltoside (DDM) | Anatrace | D310 | |
| E. coli alkaline phosphatase signal peptide SP22 | Biomolecules Midwest | N/A | Synthesized custom item |
| extended signal peptide SP41 | Biomolecules Midwest | N/A | Synthesized custom item |
| FluorEssence | Horiba | version 2.4 | spectral acquisition program for Fluoromax4 spectrofluorometer |
| Fluoromax 4 spectrofluorometer | Horiba | N/A | |
| GlobalsWE | Laboratory for Fluorescence Dynamics, University of California, Irvine | spectral analysis program for time-resolved decays | |
| H4AzidoPheOH | BACHEM | 4020250.0001 | |
| LB (Miller) Broth | Fisher Scientific | BP9723 | |
| Ludox HS-40 colloidal silica (40 wt.% suspension in H2O) | Sigma-Aldrich | 420816 | dilution is needed to make a proper scattering solution |
| PTI Felix GX | Horiba | version 4.1.0.4096 | spectral acquisition program for PTI Time Master Instrument |
| PTI Time Master Instrument | Horiba | NA | |
| Pymol Molecular Graphics Program | Schrodinger | version 2.4 | |
| Water bath | Thermo Scientific | NESLAB RTE 10 |
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