Summary
Il existe plusieurs différences entre les ventricules droit et gauche. Cependant, la physiopathologie de l’infarctus du ventriculaire droit (IRV) n’a pas été clarifiée. Dans le présent protocole, une méthode reproductible pour la génération de modèles de souris RVI est introduite, ce qui peut fournir un moyen d’expliquer le mécanisme de RVI.
Abstract
L’infarctus ventriculaire droit (IRV) est une présentation courante dans la pratique clinique. Un RVI sévère peut entraîner un dysfonctionnement hémodynamique mortel et une arythmie. Contrairement au modèle d’infarctus du myocarde (IM) de souris largement utilisé généré par la ligature de l’artère coronaire gauche, le modèle murin RVI est rarement utilisé en raison de la difficulté associée à la génération du modèle. La recherche sur les mécanismes et le traitement du remodelage et du dysfonctionnement du VR induit par l’IRV nécessite des modèles animaux pour imiter la physiopathologie de l’IRV chez les patients. Cette étude introduit une procédure réalisable pour la génération de modèles RVI chez les souris C57BL/6J. De plus, ce modèle a été caractérisé sur la base des éléments suivants : évaluation de la taille de l’infarctus à 24 h après l’IM, évaluation du remodelage et de la fonction cardiaques avec échocardiographie, évaluation de l’hémodynamique du VR et histologie de la zone de l’infarctus à 4 semaines après l’IRV. De plus, un moulage de la vascularisation coronaire a été effectué pour observer la disposition artérielle coronaire en VR. Ce modèle murin de RVI faciliterait la recherche sur les mécanismes de l’insuffisance cardiaque droite et chercherait de nouvelles cibles thérapeutiques pour le remodelage du VR.
Introduction
Le ventricule droit (VR), longtemps considéré comme un simple tube relié à l’artère pulmonaire, a été négligé à tort pendant de nombreuses années1. Cependant, il y a eu un intérêt croissant pour la fonction RV récemment, car elle joue un rôle essentiel dans les troubles hémodynamiques 2,3 et peut servir de prédicteur de risque indépendant de maladie cardiovasculaire 4,5,6,7. Les maladies du VR comprennent l’infarctus du VR (RVI), l’hypertension artérielle pulmonaire et la valvulopathie8. Contrairement à l’immense intérêt pour l’hypertension artérielle pulmonaire, le RVI est resté négligé 7,9.
L’IRV, habituellement accompagné d’un infarctus du myocarde inférieur-postérieur10,11, est causé par une occlusion de l’artère coronaire droite (ACR). Selon les investigations cliniques, l’IRV sévère induit probablement des perturbations hémodynamiques et des arythmies, telles que l’hypotension, la bradycardie et le blocage auriculo-ventriculaire, associées à une morbidité et une mortalité hospitalières plus élevées 12,13,14. La fonction RV pourrait se rétablir spontanément dans une certaine mesure même en l’absence de reperfusion15,16. Plusieurs différences morphologiques et fonctionnelles existent entre le ventricule gauche (LV) et le RV17. On pense que le VR est plus résistant à l’ischémie que le LV8, en partie en raison de la formation de circulation collatérale plus étendue après le RVI. Clarifier les différences entre l’infarctus LV (LVI) et l’IRV et identifier les mécanismes sous-jacents fournirait de nouvelles cibles thérapeutiques pour la régénération cardiaque et l’insuffisance cardiaque ischémique. Cependant, en raison de la difficulté associée à la génération de modèles de souris RVI, la recherche fondamentale sur les RVI est principalement limitée.
Un grand modèle animal de RVI a été généré en ligaturant rca chez le porc18, qui est plus facile à utiliser en raison de l’RCA visible. Par rapport au modèle de gros animaux, le modèle murin présente les avantages suivants: plus d’accessibilité dans la manipulation des gènes, coût économique inférieur et période expérimentale plus courte19,20. Bien qu’un modèle RVI de souris axé sur l’influence du RVI sur la fonction LV ait été signalé précédemment, les étapes détaillées de la procédure, les difficultés et les points clés de fonctionnement, ainsi que les caractéristiques du modèle telles que les changements hémodynamiques n’ont pas été entièrementintroduits 9,21.
Cet article fournit des procédures chirurgicales détaillées pour générer un modèle murin de RVI. De plus, ce modèle a été caractérisé par une mesure échocardiographique, une évaluation hémodynamique invasive et une analyse histologique. De plus, un moulage de la vascularisation coronaire a été effectué pour observer la disposition artérielle coronaire dans le VR. La technique présentée dans cet article aiderait les débutants à saisir rapidement la génération du modèle RVI de souris avec une mortalité opérationnelle acceptable et des approches d’évaluation fiables. Le modèle murin de RVI aiderait à étudier les mécanismes de l’insuffisance cardiaque droite et à rechercher de nouvelles cibles thérapeutiques pour le remodelage du VR.
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Protocol
Toutes les procédures ont été effectuées conformément au Guide pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire publié par les National Institutes of Health des États-Unis (publication des NIH n° 85-23, révisée en 1996) et ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’hôpital Nanfang, Southern Medical University (Guangzhou, Chine). Des souris mâles C57BL / 6J en bonne santé (âgées de 8 à 10 semaines; poids corporel, 25 à 30 g) ont été obtenues au Centre animalier de la Southern Medical University. Des souris femelles peuvent également être utilisées, mais le mélange des deux sexes n’est pas recommandé en raison des influences potentielles des différences entre les sexes. Après leur arrivée, les souris ont été logées sous un cycle sombre/clair de 12 h/12 h (3 à 4 souris par cage), avec de la nourriture et de l’eau ad libitum.
1. Préparation à la chirurgie
- Stériliser les instruments chirurgicaux en autoclavant avant la chirurgie. Réglez le coussin chauffant à 37 °C.
- Anesthésier les souris par injection intrapéritonéale de 50 mg/kg de pentobarbital (voir tableau des matériaux) pour soulager la douleur chirurgicale. Placez les souris dans des boîtes séparées pour l’induction de l’anesthésie. Assurer la profondeur de l’anesthésie par l’absence de réponse de retrait des orteils.
REMARQUE: Il est également recommandé d’utiliser 1,5% d’isoflurane pour l’anesthésie par inhalation, car il est préférable pour l’analgésie. - Placez les souris en décubitus dorsal sur le coussinet en fixant leurs incisives avec une suture et en immobilisant leurs membres avec du ruban adhésif. Assurez-vous à nouveau de la profondeur de l’anesthésie en vérifiant le réflexe.
- Enlevez les poils du cou au xiphoïde avec une crème dépilatoire. Désinfectez la zone chirurgicale 3 fois avec un gommage antiseptique alterné et 75% d’alcool, puis drapez le champ chirurgical.
- Effectuez l’intubation en suivant les étapes ci-dessous.
- Ajuster la fréquence respiratoire de l’animal à l’aide d’un mini ventilateur (voir tableau des matériaux) à 150/min et le volume courant à 300 μL.
REMARQUE: Il n’est pas nécessaire d’utiliser le mode de pression expiratoire positive. - Retirez légèrement la langue avec une pince à épiler, soulevez la mandibule avec un dépresseur de langue pour exposer la glotte et effectuez une intubation intra-trachéale en insérant une canule de 22 G dans la glotte.
- Allumez le mini ventilateur et connectez la canule trachéale au ventilateur. Le phénomène d’ondulation thoracique devenant égal à la fréquence du ventilateur indique une intubation réussie. Fixez la canule avec du ruban adhésif pour éviter de glisser pendant l’opération.
- Ajuster la fréquence respiratoire de l’animal à l’aide d’un mini ventilateur (voir tableau des matériaux) à 150/min et le volume courant à 300 μL.
2. Ligature permanente de l’artère coronaire droite
- Connectez correctement les électrodes d’électrocardiographie (ECG) (voir Tableau des matériaux) aux membres de la souris et enregistrez l’ECG.
REMARQUE : L’un des chefs de file II, III ou AVF est choisi comme responsable de la surveillance; Le plomb III est plus approprié. - Ouvrez la poitrine.
- Faites une incision de 1 cm de long dans la peau parallèlement à la troisième côte droite avec des ciseaux ophtalmiques. Déterminez à nouveau le troisième intercostal et assurez-vous un espace suffisant en fonction de l’angle du sternum.
REMARQUE: La direction de l’incision cutanée est faite de l’angle du sternum à la ligne axillaire antérieure droite. - Séparez et coupez les muscles pectoraux majeurs et pectoraux mineurs avec des ciseaux et des micro-pinces au-dessus du troisième espace intercostal. Après cela, séparez carrément le muscle intercostal avec une pince du coude pour exposer le champ chirurgical.
REMARQUE: Seule une petite partie des muscles pectoraux doit être coupée, puis une séparation contondante est recommandée pour exposer le cœur. - Inciser le péricarde. Soulevez l’oreillette droite avec du coton stérile et ligaturez le RCA avec un 8-0 stérile fil de nylon avec une plage de ligature de 3-5 mm. Après ligature de l’ARC, l’ECG de surveillance (plomb III) montre une élévation du segment ST.
REMARQUE: Étant donné que le RCA de la souris est invisible, son emplacement anatomique doit être soigneusement confirmé. Le myocarde du VR est beaucoup plus mince que celui du VTL. Par conséquent, il est difficile de saisir la profondeur de l’aiguille insérée. Il est facile d’induire une bradycardie sinusale et un blocage auriculo-ventriculaire si la profondeur de l’aiguille insérée est trop profonde et que la plage de ligature est trop grande.
- Faites une incision de 1 cm de long dans la peau parallèlement à la troisième côte droite avec des ciseaux ophtalmiques. Déterminez à nouveau le troisième intercostal et assurez-vous un espace suffisant en fonction de l’angle du sternum.
- Retirez le coton stérile et suturez les muscles et la peau avec un fil de nylon stérile 5-0 pour fermer l’incision intercostale. Désinfectez à nouveau la peau avec 75% d’alcool et hébergez la souris après la chirurgie.
REMARQUE: Le muscle bien suturé est important pour éviter l’aérothorax. Un tube de drainage stérile est placé dans la cavité thoracique jusqu’à la fin de la fermeture de la poitrine, puis la cavité thoracique est évacuée par une seringue d’injection reliant le tube de drainage.
REMARQUE: Après la chirurgie, les souris sont placées sur un coussin chauffant. Des analgésiques tels que la buprénorphine (0,1 mg / kg de poids corporel, injection sous-cutanée) sont nécessaires pour réduire la douleur des animaux après la chirurgie. Les complications attendues sont la bradycardie sinusale et le bloc auriculo-ventriculaire, et le taux de mortalité après la chirurgie est de 10 à 20%.
3. Évaluation échocardiographique de la fonction RV après la chirurgie
REMARQUE: Pour l’échocardiographie, utilisez une sonde MS400D avec une fréquence centrale de 30 MHz, connectée à un système d’imagerie par ultrasons haute résolution (voir tableau des matériaux). L’examen d’échocardiographie est effectué 4 semaines après la chirurgie.
- Anesthésier la souris avec 3% d’isoflurane par inhalation.
- Placez la souris en position couchée sur une plate-forme à ultrasons pour la fixation des animaux et le fonctionnement par ultrasons. Collez ses griffes à l’électrode pour obtenir un enregistrement ECG grâce à un système attaché à la machine à ultrasons.
- Surveillez la fréquence cardiaque grâce à l’ECG et maintenez-la entre 450 et 550 battements / min en ajustant la concentration anesthésique entre 1,5% et 3%.
- Retirez les poils de la poitrine de la souris avec une crème dépilatoire et appliquez un gel à ultrasons sur la peau de la poitrine.
- Réglez la plate-forme sur la position horizontale. Orientez le transducteur parallèlement à la jambe gauche et obtenez l’image ventriculaire gauche à long axe. Faites pivoter la sonde de 90° dans le sens des aiguilles d’une montre pour obtenir la vue LV sur l’axe court. Appuyez sur le bouton Cine store pour enregistrer les images.
REMARQUE: Le coin supérieur gauche de la plate-forme est incliné au point le plus bas. L’angle de rotation LV à axe court du transducteur est maintenu tandis que le transducteur est orienté vers l’épaule droite de la souris. - Descendez le transducteur verticalement, en maintenant sa position sur le haut de l’abdomen et sous le diaphragme de la souris en mode B. Ajustez légèrement la position de la plate-forme en faisant pivoter ses axes x et y jusqu’à ce que le VR, l’oreillette droite (RA), l’oreillette gauche (LA) et le LV soient clairement visibles à l’écran. Enregistrez les images apicales à quatre chambres en appuyant sur le bouton Magasin de cinés ou Magasin de cadres .
REMARQUE: Le mode B est utilisé pour afficher la vue en deux dimensions (2D) du cœur. - Appuyez sur le mode M; une fois que la ligne d’indicateur 2x apparaît, localisez la ligne d’indicateur à l’orifice de la valve tricuspide pour obtenir le mouvement du plan annulaire tricuspide. Appuyez sur le bouton Magasin de cinés ou Magasin de cadres pour enregistrer des données et des images.
REMARQUE: Le mode M signifie le mode de mouvement, qui révèle le mouvement du cœur ou du vaisseau sous forme de courbe. - Appuyez sur le bouton Mesurer pour passer en mode de mesure. Cliquez sur le bouton mesure de zone pour zoner en VR et LV. Calculez la surface de RV et LV pour obtenir le rapport de surface de RV à LV.
- Cliquez sur le bouton Timeline et créez deux lignes de base pour définir la plage de mouvement du plan annulaire tricuspide pendant les périodes systolique et diastolique. Cliquez sur le bouton Distance et mesurez la distance entre deux lignes de base pour obtenir une excursion systolique du plan annulaire tricuspide (TAPSE).
- Inclinez le côté gauche de la plate-forme au point le plus bas. Maintenez la sonde à un angle de 30° par rapport à l’axe horizontal le long de la ligne axillaire antérieure droite. Faites pivoter les axes x et y de la plate-forme pour afficher le VR.
- Appuyez sur le bouton du mode M et localisez la ligne de l’indicateur au point hyperéchoïque du septum pour obtenir l’image en mode M de l’interface RV. Appuyez sur le bouton Cine Store pour enregistrer l’image.
- Ouvrez l’image en mode M de l’interface RV, appuyez sur le bouton Mesurer pour passer en mode de mesure. Mesurez la distance interne du VR à l’extrémité de la diastole (RVIDd), de la fraction d’éjection du VR (RVEF) et du raccourcissement de la fraction du VR (RVFS) à l’aide de l’outil de mesure intégré du système échocardiographique.
- Arrêtez d’administrer de l’isoflurane et placez la souris sur le coussin chauffant pendant 3 à 5 minutes jusqu’à ce qu’elle reprenne conscience. Après cela, retournez la souris dans sa cage avec un cycle lumière/obscurité de 12 h.
4. Mesures invasives de l’hémodynamique du VR
REMARQUE: L’hémodynamique rv est évaluée par cathétérisme cardiaque droit 4 semaines après l’IRV. Un cathéter de 1,0 F associé à un système de surveillance est appliqué.
- Anesthésier la souris avec une injection intrapéritonéale de 50 mg/kg de pentobarbital de sodium (voir tableau des matériaux).
- Après avoir confirmé la disparition du réflexe de retrait de la pédale, maintenez la souris en position couchée et immobilisez-la avec du ruban adhésif.
- Rasez les poils de la poitrine de l’angle sternal au xiphoïde. Désinfectez la zone d’opération avec 75% d’alcool.
- Effectuer l’intubation trachéale et régler le paramètre du ventilateur pour animaux comme décrit aux étapes 1.5.2-1.5.3.
- Faites une incision bilatérale de 1 cm sur la peau au-dessus du processus xiphoïde et transectez le diaphragme et la côte avec des ciseaux ophtalmiques pour exposer le cœur.
- Perforez la paroi libre ventriculaire droite avec une aiguille de 32 G. Retirez l’aiguille et appuyez sur la plaie avec du coton pour arrêter le saignement.
- Insérez l’extrémité du cathéter dans le ventricule droit à travers le site de ponction et poussez le cathéter vers l’avant lentement. Ajustez la position de la pointe pour obtenir une forme d’onde de pression de VR typique affichée sur un moniteur et un système d’enregistrement.
REMARQUE: La veine jugulaire droite est également une voie appropriée pour la mesure hémodynamique. - Après 10 minutes de stabilisation, enregistrez les données de la pression artérielle systolique RV (RVSBP), de la pression diastolique terminale RV (RVEDP) et rv dP / dt. Cliquez sur le bouton Sélectionner pour sélectionner les cycles cardiaques à calculer, puis cliquez sur le bouton Analyser pour calculer les valeurs moyennes des cycles sélectionnés.
- Retirez le cathéter après la fin de l’enregistrement, puis placez-le dans une solution saline normale.
- Euthanasier la souris avec une injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique de surdosage (150 mg/kg) puis la sacrifier par luxation cervicale.
- Recueillir le cœur et le tibia pour une analyse histologique.
5. Coulée vasculaire coronaire à l’aide d’un agent de coulée vasculaire
- Hépariniser la souris avec une injection intrapéritonéale de 200 UI/mL d’héparine sodique à 2000 UI/kg (voir tableau des matériaux).
- Anesthésier la souris avec une injection intrapéritonéale de 50 mg/kg de pentobarbital de sodium.
- Placer l’animal en décubitus dorsal sur le coussinet et l’intuber pour la ventilation artificielle en suivant les étapes 1.5.2-1.5.3.
- Ouvrez la poitrine avec des ciseaux chirurgicaux comme décrit à l’étape 4.5 et exposez le cœur.
- Faites une encoche de 3 mm avec des ciseaux ophtalmiques sur les oreillettes droites et perfuser le cœur avec 5 mL de solution saline normale à travers l’apex cardiaque avec un injecteur.
- Bloquez le sang de l’aorte avec une pince aortique et perfuser 0,1 mL de nitroglycérine (1 mg / mL) à travers l’apex cardiaque avec un injecteur pour dilater l’artère coronaire.
- Préparez le réactif coulé en mélangeant les ingrédients dans le kit conformément aux instructions du fabricant (voir tableau des matériaux).
REMARQUE: Il est recommandé de préparer simultanément le réactif coulé et la perfusion avec une solution saline normale et de la nitroglycérine pour éviter la fermeture microvasculaire. - Perfuser le cœur avec 1 mL de réactif coulé à travers l’apex cardiaque et attendre 2-3 h.
- Éroder le cœur avec de l’hydroxyde de sodium à 50% pendant 2-3 jours et enlever le tissu musculaire ou le tissu conjonctif en rinçant avec une solution saline normale.
- Prenez des photos sous un appareil photo.
ATTENTION : Le réactif moulé est nocif pour les yeux, la peau et les voies respiratoires. L’hydroxyde de sodium est corrosif. Le port de gants de protection, de lunettes et d’une blouse de laboratoire est requis. Le réactif coulé doit être préparé dans une hotte.
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Representative Results
Dans cette étude, les souris ont été assignées au hasard au groupe RVI (n = 11) ou opération simulée (n = 11). La coulée coronaire dans 2 cœurs de souris normaux est illustrée à la figure 1A. En réponse à la ligature RCA, une élévation du segment ST a été observée dans le plomb III de l’ECG (Figure 1B). De plus, la coloration au chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC) a montré que la zone d’infarctus représente 45 % de la paroi libre du VR à 24 heures après l’opération (Figure 1C,D). Les données ci-dessus indiquent la génération réussie du modèle de souris RVI.
Des enregistrements de la vue apex à 4 chambres (Figure 2A) et de la vue à 2 chambres à axe court LV et les mesures d’échocardiographie en mode M correspondantes (Figure 2B) ont été effectués 4 semaines après la chirurgie pour évaluer le remodelage et la fonction du VR. Par rapport à celle du groupe simulé, la dimension interne du RV à la fin de la diastole (RVIDd) a augmenté dans le groupe RVI (Figure 2C), et elle était plus de 2 fois dans le groupe simulé (Figure 2A). La fraction d’éjection RV (RVEF), le raccourcissement de la fraction RV (RVFS) et l’excursion systolique du plan annulaire tricuspide (TAPSE) étaient significativement plus faibles dans le groupe RVI que dans le groupe simulé (Figure 2D-F). Le ratio RV/VLT a augmenté d’environ 50 % par rapport au groupe fictif (figure 2G).
Les souris ont été soumises à une mesure hémodynamique RV 4 semaines après la chirurgie. Dans le groupe RVI, rvSBP, dp/dt max, dp/dt min et RV contractility étaient significativement plus faibles. Dans le même temps, l’indice RVEDP et τ (tau) étaient considérablement plus significatifs que ceux du groupe fictif (figure 3A-E).
Quatre semaines après l’opération, les souris ont été sacrifiées. Un anévrisme du VR était visible dans la zone infarctus (figure 4A). Le rapport poids cardiaque/poids corporel (HW/BW) et le rapport poids cardiaque/longueur du tibia (HW/TL) dans le groupe RVI étaient légèrement plus importants (sans signification statistique) que ceux du groupe simulé (Figure 4B,C). La coloration Masson22 indiquait une fibrose significative dans la paroi sans VR, et rarement une fibrose se produisait dans le septum du groupe RVI (Figure 4D, E). En revanche, quelques cardiomyocytes survivants se trouvaient dans la zone de l’infarctus (Figure 4F).
Figure 1 : Changements d’électrocardiographie (ECG) et taille de l’infarctus après ligature de l’artère coronaire droite (RCA). (A) Images représentatives de la fonte vasculaire coronaire de souris. Barre d’échelle = 4 mm. (B) Changement d’ECG au plomb III en réponse à la ligature RCA. (C) Images représentatives de la coloration au chlorure de 2,3,5-triphényltézolium (TTC) (le blanc indique la zone d’infarctus, le rouge indique les tissus viables). Barre d’échelle = 4 mm. (D) Quantification de la taille de l’infarctus du myocarde chez les souris RVI. Les données sont présentées comme moyenne ± SEM, *P < 0,01 vs. groupe fictif, n = 6 par groupe (deux échantillons indépendants t-test). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Évaluation par échocardiographie du remodelage et de la fonction ventriculaire droit (RV) chez les souris soumises à une ligature RCA. (A) Images représentatives en mode B en vue à quatre chambres 4 semaines après la ligature RCA; barre d’échelle = 2 mm. (B) Images typiques du mode B à l’interface du ventricule droit (en haut) et du mode M correspondant (en bas) montrant à la fois LV et RV 4 semaines après la ligature RCA; barre d’échelle = 2 mm. (C) Dimension interne du VR à l’extrémité de la diastole (RVIDd). D) Raccourcissement de la fraction RV (RVFS). (E) Fraction d’éjection RV (RVEF). (F) Excursion systolique du plan annulaire tricuspide (TAPSE). G) Rapport de surface RV/BT. Les données sont présentées comme moyennes ± SEM. *P < 0,01 vs. groupe fictif, n = 6 par groupe (deux échantillons indépendants t-test). LV, ventricule gauche; RVI, infarctus ventriculaire droit. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Hémodynamique ventriculaire droite (RV) 4 semaines après la ligature de l’artère coronaire droite. (A) Des courbes de pression représentatives ont été obtenues à l’aide d’un cathéter de pression. (B) Pression artérielle systolique ventriculaire droite (RVSBP) et pression diastolique terminale ventriculaire droite (RVEDP). (C) Le taux de hausse maximal et minimal de la pression du VR (dp/dt max, dp/dt min). D) Contractilité du VR. (E) La constante de temps exponentielle de la relaxation RV (τ). *P < 0,01 vs. groupe fictif, n = 6 par groupe (deux échantillons indépendants t-test). Les données sont présentées comme moyennes ± SEM. RVI, infarctus ventriculaire droit; RVP, pression ventriculaire droite. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Résultats histologiques 4 semaines après l’IRV. (A) Images de l’ensemble du cœur représentatif du groupe simulacre et de l’IRV (le cercle rouge indique la paroi de l’infarctus; barre d’échelle = 3 mm). (B) Rapport poids cardiaque/poids corporel (HW/BW), P = 0,0536 entre l’IRV et le groupe simulé. (C) Rapport HW/longueur du tibia (HW/TL), P = 0,1682 entre RVI et le groupe simulé. (D) Représenter des images de coloration à l’hématoxyline-éosine et de coloration Masson des sections cardiaques (barre d’échelle = 3 mm). (E) Résultats quantitatifs de la fibrose myocardique. (F) Les images représentatives de coloration de Masson montrant des cardiomyocytes de survie dans la zone de l’infarctus (l’image de droite (barre d’échelle = 100 μm) est un élargissement du tissu dans la boîte de gauche (barre d’échelle = 1 mm). * P < 0,01 vs groupe simulé, n = 6 par groupe (deux échantillons indépendants t-test). Les données sont présentées comme moyennes ± SEM. RVI, infarctus du ventriculaire droit. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Sicard et ses collègues français ont d’abord rapporté un modèle murin de RVI en 2019, qui décrivait le processus chirurgical et se concentrait sur l’interaction entre LV et RV après RVI9. Cependant, à ce jour, aucune étude n’a rapporté utiliser ce modèle pour d’autres études. Une procédure plus détaillée serait utile pour les chercheurs afin d’utiliser le modèle murin de RVI pour l’investigation. Contrairement au rapport de Sicard et al.9, nous avons fourni des informations étape par étape pour la génération de modèles et la stratégie de contrôle de la qualité et évalué plus en détail la distribution anatomique de l’RCA, l’hémodynamique RV et la survie des cardiomyocytes dans la zone de l’infarctus. Un rapport récent a démontré que les cardiomyocytes dans la région de l’infarctus jouent un rôle essentiel dans la régénération du myocarde23. La fonction RV chez les patients atteints de RVI se rétablirait spontanément dans les 3 à 12 mois, même sans reperfusion16,24. Ces résultats suggèrent que le modèle RVI de souris aiderait à rechercher des cibles thérapeutiques potentielles pour l’insuffisance cardiaque droite ou la régénération cardiaque. Par conséquent, il est nécessaire de populariser le modèle.
En raison de l’invisibilité de RCA et de la variation de la distribution RCA, il serait difficile pour les opérateurs juniors de générer des modèles RVI avec des tailles d’infarctus stables. Pour surmonter cette limitation, il est recommandé de contrôler le niveau et la plage de ligature et d’assurer une élévation suffisante du segment ST dans le plomb II ou III de l’ECG. L’étape la plus critique pour générer avec succès un modèle RVI de souris est de localiser la structure anatomique de RCA. Comme le montre la figure 1A, le RCA de la souris peut contenir une artère primaire ou plusieurs artères parallèles; ainsi, la taille de l’infarctus dépend du nombre d’artères bloquées. Par conséquent, en peropératoire, la position de l’ARC peut être confirmée en fonction des caractéristiques anatomiques de l’oreillette droite voisine et de la veine visible. Les souris RVI présentent généralement un infarctus du myocarde dans la paroi libre du VR. Néanmoins, le septum peut également être rarement impliqué si l’artère septale provient de l’ARC, comme le montre la figure 4D. Le septum peut être irrigué chez la souris par sa propre branche d’artère coronaire septale25 ou une branche de RCA ou DCL26,27. Après ligature du RCA, le changement ECG classique de l’élévation du segment ST dans les fils EEG II ou III est l’étalon-or pour juger du succès du RVI.
Étant donné que la dilatation du RV induite par la ligature RCA augmenterait la pression intrapéricardique et restreindrait ensuite le remplissage cardiaque, ce qui entraînerait une aggravation du trouble hémodynamique 9,10, le péricarde devrait être déchiré pendant l’opération. Contrairement à l’incidence élevée de rupture cardiaque chez les souris présentant une ligature de l’ACV, aucune rupture cardiaque n’a été observée chez les souris RVI. Cependant, la mortalité chirurgicale due aux saignements et au blocage auriculo-ventriculaire pourrait atteindre 50% pour les débutants, ce qui peut être évité en diminuant la profondeur de perçage du point d’aiguille et la gamme myocardique de ligature de suture, en abaissant la position de ligature et en manipulant en douceur. Les techniciens expérimentés de notre laboratoire peuvent compléter la génération d’un modèle murin RVI en environ 30 minutes avec un taux de réussite de 80% à 90% calculé par la proportion de survie des souris ayant une taille d’infarctus significative. Le succès de l’opération a été jugé par l’élévation instantanée du segment ST dans le plomb II ou III de l’ECG après ligature RCA, la coloration négative du myocarde TTC dans les1er 24 h après la chirurgie et la dilatation du VR mesurée par échocardiographie à 3 jours ou 1 semaine après la chirurgie. L’élévation de la ST dans les sondes ECG de paroi inférieure et la dilatation échocardiographique du VR 3 jours après la chirurgie peuvent être utilisées comme critères d’inclusion pour les études utilisant le modèle RVI de souris.
Au cours de la période de suivi de 4 semaines, un certain nombre de cardiomyocytes survivants ont été observés dans la zone d’infarctus des souris RVI, ce qui peut constituer une base raisonnable pour la recherche régénérative. Le remodelage du VR et la récupération du dysfonctionnement à 4 semaines n’ont pas été notés après l’IRV dans ce modèle, ce qui suggère que ce modèle est également réalisable pour la recherche fondamentale sur le remodelage et l’échec du cœur droit.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par des subventions de la National Natural Science Foundation of China (82073851 to Sun) et de la National China Postdoctoral Science Foundation (2021M690074 à Lin).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride | Sigma | T8877 | For TTC staining |
| Animal Mini Ventilator | Havard | Type 845 | For artificial ventilation |
| Animal ultrasound system VEVO2100 | Visual Sonic | VEVO2100 | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| Batson’s #17 Anatomical Corrosion Kit | Polyscience Inc | 7349 | For vasculature casting |
| buprenorphine | Isoreag | 1134630-70-8 | For reduce the pain of mice after surgery |
| C57BL/6J mice + D29A1A2:D27 | Animal Center of South Medical University | - | For the generation of mouse RVI model |
| Camera | Sangnond | For taking photograph | |
| Cold light illuminator | Olympus | ILD-2 | Light for operation |
| electrocardiograph | ADI Instrument | ADAS1000 | For recording electrocardiogram |
| hair removal cream | Reckitt Benchiser | RQ/B 33 Type 2 | Remove mouse hair |
| Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1) | SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO | ALC-HTP-S1 | Heating |
| Hematoxylin-eosin dye | Leagene | DH0003 | Hematoxylin-eosin staining |
| Heparin sodium salt | Macklin | H837056 | For heparization |
| Isoflurane | RWD life science | R510-22 | Inhalant anaesthesia |
| Lab made spatula | Work as a laryngoscope | ||
| Lab made tracheal cannula | For intubation | ||
| Matrx VIP 3000 Isofurane Vaporizer | Midmark Corporation | VIP 3000 | Anesthetization |
| Medical nylon suture (5-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 5-0 | For chest close |
| Microsurgical elbow tweezers | RWD life science | F11021-11 | For surgery |
| Microsurgical scissors | NAPOX | MB-54-1 | For arteriotomy |
| Millar Catheter | AD Instruments, Shanghai | 1.0F | Measurement of pressure gradient |
| MS400D ultrasonic probe | Visual Sonic | MS400D | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| needle forceps | Visual Sonic | F31006-12 | For surgery |
| nitroglycerin | BEIJING YIMIN MEDICINE Co | For dilating coronary artery | |
| Ophthalmic scissors | RWD life science | S11022-14 | For surgery |
| Pentobarbital sodium salt | Merck | 25MG | Anesthetization |
| PowerLab Multi-Directional Physiological Recording System | AD Instruments, Shanghai | 4/35 | Pressure recording |
| Precision electronic balance | Denver Instrument | TB-114 | Weighing scale |
| Silk suture (8-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 6-0 | coronary artery ligation |
| Small animal microsurgery equipment | Napox | MA-65 | Surgical instruments |
| tissue forceps | Visual Sonic | F-12007-10 | For surgery |
| tissue scissor | Visual Sonic | S13052-12 | Open chest for hemodynamic measurement |
| Transmission Gel | Guang Gong pai | 250ML | preparation for Echocardiography measurement |
| Vascular Clamps | Visual Sonic | R31005-06 | For blocking blood from aorta |
References
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