Waiting
Traitement de la connexion…

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Hoge resolutie cardiale positronemissietomografie/computertomografie voor kleine dieren

Published: December 16, 2022 doi: 10.3791/64066
Automatic Translation
1, 1, 1, 1,2, 3, 1, 1
1CNR Institute of Clinical Physiology, 2Sant’Anna School of Advanced Studies, 3Fondazione Regione Toscana/CNR “G. Monasterio”

Summary

Hier presenteren we een experimenteel beeldvormingsprotocol voor de kwantificering van de hartfunctie en morfologie met behulp van hoge resolutie positronemissietomografie / computertomografie voor kleine dieren. Zowel muizen als ratten worden overwogen en bespreken de verschillende vereisten van computertomografiecontrastmiddelen voor de twee soorten.

Abstract

Positronemissietomografie (PET) en computertomografie (CT) behoren tot de meest gebruikte diagnostische beeldvormingstechnieken en dienen beide bij het begrijpen van de hartfunctie en het metabolisme. In preklinisch onderzoek worden speciale scanners met een hoge gevoeligheid en een hoge spatio-temporele resolutie gebruikt, ontworpen om te voldoen aan de veeleisende technologische vereisten die worden gesteld door de kleine hartomvang en zeer hoge hartslag van muizen en ratten. In dit artikel wordt een bimodaal cardiaal PET/CT-beeldvormingsprotocol voor experimentele muis- en/of rattenmodellen van hartaandoeningen beschreven, van diervoorbereiding en beeldacquisitie en reconstructie tot beeldverwerking en visualisatie.

In het bijzonder maakt de 18F-gelabelde fluorodeoxyglucose ([18F] FDG) -PET-scan het mogelijk om het glucosemetabolisme in de verschillende segmenten van de linker ventrikel (LV) te meten en te visualiseren. Polar kaarten zijn handige hulpmiddelen om deze informatie weer te geven. Het CT-deel bestaat uit een tijd-opgeloste 3D-reconstructie van het hele hart (4D-CT) met behulp van retrospectieve gating zonder elektrocardiografie (ECG) leads, waardoor de morfofunctionele evaluatie van de LV en de daaropvolgende kwantificering van de belangrijkste hartfunctieparameters, zoals ejectiefractie (EF) en beroertevolume (SV) mogelijk is. Met behulp van een geïntegreerde PET/CT-scanner kan dit protocol worden uitgevoerd binnen dezelfde anesthesie-inductie zonder dat het dier tussen verschillende scanners hoeft te worden verplaatst. Daarom kan PET / CT worden gezien als een uitgebreid hulpmiddel voor de morfofunctionele en metabole evaluatie van het hart in verschillende kleine diermodellen van hartaandoeningen.

Introduction

Kleine diermodellen zijn uiterst belangrijk voor de vooruitgang van het begrip van hart- en vaatziekten 1,2. Niet-invasieve, diagnostische beeldvormingstools hebben de afgelopen decennia een revolutie teweeggebracht in de manier waarop we naar de hartfunctie kijken, zowel in klinische als preklinische omgevingen. Wat de kleine diermodellen van hartziekten betreft, zijn specifieke beeldvormingsinstrumenten ontwikkeld met een zeer hoge spatiotemporele resolutie. Dergelijke instrumenten kunnen dus overeenkomen met de behoefte aan nauwkeurige kwantificering van de relevante metabole en kinetische myocardiale parameters op de zeer kleine en zeer snel bewegende harten van muizen en ratten in specifieke ziektemodellen, zoals hartfalen (HF)3 of myocardinfarct (MI)4. Hiervoor zijn verschillende modaliteiten beschikbaar, elk met hun eigen sterke en zwakke punten. Echografie (VS) beeldvorming is de meest gebruikte modaliteit vanwege de grote flexibiliteit, zeer hoge temporele resolutie en relatief lage kosten. De acceptatie van Amerikaanse cardiale beeldvorming bij kleine dieren is aanzienlijk toegenomen sinds de komst van systemen met sondes met ultrahoge frequentie 5,6, met ruimtelijke resoluties van minder dan 50 μm.

Een van de belangrijkste nadelen van de VS voor volledig 3D cardiale beeldvorming is de behoefte aan lineaire scans langs de hartas door de sonde op een gemotoriseerde vertaalfase te monteren om een volledige stapel dynamische B-modusbeelden van het hele hart te maken7. Uiteindelijk leidt deze procedure (na nauwkeurige ruimtelijke en temporele registratie van de beelden die in elke probepositie zijn verkregen) tot een 4D-beeld met verschillende ruimtelijke resoluties tussen de in-plane en out-of-plane richtingen. Hetzelfde probleem van niet-uniforme ruimtelijke resolutie doet zich voor bij cardiale MR (CMR),8 die nog steeds de gouden standaard vertegenwoordigt in de functionele beeldvorming van het hart. Echte isotrope 3D-beeldvorming kan in plaats daarvan worden verkregen met behulp van zowel computertomografie (CT) als positronemissietomografie (PET)9. PET biedt een zeer gevoelig hulpmiddel in termen van beeldsignaal per hoeveelheid geïnjecteerde sonde (in het nanomolaire bereik), ook al lijdt het aan een verminderde ruimtelijke resolutie in vergelijking met CT, MR of US. Het belangrijkste voordeel van PET is het vermogen om de cellulaire en moleculaire mechanismen weer te geven die ten grondslag liggen aan de pathofysiologie van het orgaan. Een PET-scan na de injectie van [18F]FDG maakt bijvoorbeeld de reconstructie mogelijk van een 3D-kaart van het glucosemetabolisme in het lichaam. Door dit te combineren met dynamische (d.w.z. tijd-opgeloste) data-acquisitie, kan tracer kinetische modellering worden gebruikt om parametrische kaarten van de metabole snelheden van glucoseopname (MRGlu) te berekenen, die belangrijke informatie zal opleveren over de levensvatbaarheid van myocardien10.

CT vereist aanzienlijke volumes externe contrastmiddelen (CA) bij hoge concentraties (tot 400 mg jodium per ml) om een meetbare verbetering van de relevante weefselcomponenten (bijv. Bloed versus spier) te bieden, maar het blinkt uit in ruimtelijke en temporele resolutie, vooral bij het gebruik van state-of-the-art micro-CT-scanners die zijn ontworpen voor beeldvorming van kleine dieren. 11 Een typisch ziektemodel waarin het cardiale PET/CT kan worden toegepast, is de experimentele evaluatie van myocardinfarct en hartfalen en de daarmee samenhangende respons op therapie. Een veel voorkomende manier om MI bij kleine dieren te induceren is door chirurgische ligatie van de linker anterieur dalende (LAD) kransslagader12,13 en vervolgens longitudinaal de progressie van de ziekte en de cardiale remodellering in de daaropvolgende dagente evalueren 4. Niettemin is de kwantitatieve morfofunctionele evaluatie van het hart bij kleine dieren grotendeels ook toepasbaar voor andere ziektemodellen, zoals de evaluatie van het effect van veroudering op hartfunctie14 of veranderde receptorexpressie in modellen van obesitas15. Het gepresenteerde beeldvormingsprotocol is niet beperkt tot een bepaald ziektemodel en kan daarom van het grootste belang zijn in verschillende contexten van preklinisch onderzoek met kleine knaagdieren.

In dit artikel presenteren we een start-to-end experimenteel protocol voor cardiale beeldvorming met behulp van kleindier geïntegreerde PET / CT. Hoewel het gepresenteerde protocol is ontworpen voor een specifieke bimodale geïntegreerde scanner, kunnen de PET- en CT-delen van de beschreven procedure onafhankelijk van elkaar worden uitgevoerd op afzonderlijke scanners van verschillende fabrikanten. In de gebruikte PET/CT-scanner wordt de volgorde van bewerkingen georganiseerd in een voorgeprogrammeerde workflow. De belangrijkste takken van elke workflow zijn een of meer acquisitieprotocollen; elk acquisitieprotocol kan een of meer vertakkingen hebben voor specifieke voorbewerkingsprotocollen en op zijn beurt kan elk voorbewerkingsprotocol een of meer vertakkingen hebben voor specifieke reconstructieprotocollen. Zowel de voorbereiding van het dier op het beeldvormende bed als de voorbereiding van de externe middelen die tijdens de beeldvormingsprocedures moeten worden geïnjecteerd, worden beschreven. Na het voltooien van de beeldacquisitieprocedure worden voorbeeldprocedures voor kwantitatieve beeldanalyse op basis van algemeen beschikbare softwaretools verstrekt. Het hoofdprotocol is speciaal ontworpen voor muismodellen; hoewel de muis de meest gebruikte soort op dit gebied blijft, tonen we ook een aanpassing van het protocol voor rattenbeeldvorming aan het einde van het hoofdprotocol. Representatieve resultaten worden getoond voor zowel muizen als ratten, wat het type output aantoont dat kan worden verwacht met de beschreven procedures. Een grondige discussie wordt gemaakt aan het einde van dit artikel om de voor- en nadelen van de techniek, kritieke punten te benadrukken, evenals hoe verschillende PET-radiotracers kunnen worden gebruikt met bijna geen wijziging van de voorbereidende en acquisitie / reconstructiestappen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de aanbevelingen in de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren van de Internationale Richtlijnen voor het omgaan met proefdieren, vereist door de Europese richtlijn (Richtlijn 86/609/EEG van 1986 en Richtlijn 2010/63/UE) en de Italiaanse wetgeving (D.Lgs. 26/2014).

1. Instellen van de PET/CT-beeldvormingsprotocollen en -workflow

OPMERKING: Het hier gepresenteerde protocol is speciaal ontworpen voor cardiale beeldvorming van muismodellen. Het werken met ratten kan enkele wijzigingen in het eigenlijke protocol impliceren, voornamelijk vanwege de grotere omvang van het dier (ongeveer 10x zwaarder). De modificaties voor rattenbeeldvorming worden specifiek genoemd in de stappen; als er geen wijzigingen worden genoemd, kunnen dezelfde stappen voor muisbeeldvorming worden gebruikt voor ratten.

  1. Open de grafische gebruikersinterface (GUI) van de PET/CT-scanner (zie Materiaaltabel) en een reeks nieuwe protocollen maken (inclusief parameters voor gegevensverzameling, voorbewerking en beeldreconstructie): (i) a dynamische PET-scan, ii) een lage dosis CT-scan voor dempingscorrectie (Ctac) zonder contrastmiddel, en iii) a contrastverbeterde Cine-CT-scan.
    OPMERKING: Het maken van nieuwe protocollen (d.w.z. specifieke software-instructies voor de tomograaf) voor de acquisitie-, voorverwerkings- en reconstructiefasen is een eenvoudig proces; in geval van problemen kan de gebruiker meer gedetailleerde informatie vinden in de GUI-gebruikershandleiding.
    1. Open voor de PET-scan het tabblad Protocol van de scanner (GUI) en maak drie nieuwe protocollen (voor acquisitie, voorbewerking en reconstructie) met de volgende parameters:
      1. Voor het acquisitieprotocol : stel 3.600 s totale scantijd en positie van het eenpersoonsbed in. Sla dit protocol op met een juiste naam voor latere import in de workflow. Doe hetzelfde ook voor alle volgende protocollen in de volgende punten.
      2. Voor het voorbewerkingsprotocol voor muis: selecteer een 250-750 keV energievenster (EW) en schakel de volgende correcties in: radioactief verval, willekeurige toevalligheden en dode tijd. Stel het framingprotocol (d.w.z. dynamische splitsing van de onbewerkte gegevens) als volgt in: 8 x 5 s, 8 x 10 s, 3 x 40 s, 2 x 60 s, 2 x 120 s, 10 x 300 s (= 3.600 s). Voor rat, selecteer een 350-750 keV energievenster (EW), met dezelfde framing als voor het muisprotocol.
      3. Voor het reconstructieprotocol : selecteer het hoogwaardige, op Monte Carlo gebaseerde 3D Ordered Subset Expectation Maximization (3D-OSEM-MC) algoritme, met 8 subsets en 8 iteraties, met normalisatie, kwantitatieve correctie en CT-verzwakkingscorrectie ingeschakeld.
    2. Gebruik voor de lage dosis CT-scan voor verzwakkingscorrectie (CTAC) de volgende parameters:
      1. Voor het acquisitieprotocol : enkel frame, positie van één bed, volledige scan; buisinstellingen: 80 kV, lage stroom (lage dosis); 576 weergaven over 360 °, met 34 ms belichtingstijd per weergave (20 s scantijd); rotatietype: continu, gevoeligheidsmodus: hoge gevoeligheid.
      2. Voor het voorbewerkingsprotocol : 240 μm voxelgrootte, transversale FOV: Rat, axiale FOV: 100%.
      3. Voor het reconstructieprotocol : filtervenster: glad, voxelgrootte: standaard, schakel bundelharding en ringvoorcorrectie in, schakel ringartefact na correctie uit.
    3. Maak voor de contrastverbeterde gated CT-scan drie nieuwe protocollen (voor acquisitie, voorbewerking en reconstructie) met de volgende instellingen:
      1. Voor het acquisitieprotocol voor muis: stel single frame, single bed position, full-scan in; buisinstellingen: 65 kV, full-current (low-noise); 8.000 views over 360°, met 15 ms belichtingstijd per view (120 s scantijd); rotatietype: continu, gevoeligheidsmodus: hoge gevoeligheid. Voor rat, stel de parameters van het acquisitieprotocol als volgt in: 80 kV buisspanning, 16.000 weergaven over 360 °, met 12 ms blootstellingstijd per weergave (192 s scantijd).
      2. Voor het voorbewerkingsprotocol voor muis: selecteer 120 μm voxelgrootte; transversaal gezichtsveld (FOV): Muis; axiale FOV: 50%. Selecteer voor ratten een voxelgrootte van 240 μm; transversaal gezichtsveld (FOV): Rat; axiale FOV: 50%.
      3. Voor het reconstructieprotocol : filtervensters: glad, voxelgrootte: standaard; schakel bundelharding en ringvoorcorrectie in, schakel ringartefact na correctie uit.
    4. Open het tabblad Workflow in de GUI en maak een nieuwe workflow, waarbij u de zojuist gemaakte protocollen toevoegt: stappen 1.1.1.1-1.1.1.3 voor PET, stappen 1.1.2.1. -1.1.2.3. voor CTAC en stappen 1.1.3.1. -1.1.3.3. voor gated CT, in de gegeven volgorde. Zorg er in beide gevallen voor dat de protocollen zijn genest met de volgende volgorde: Acquisitie | Voorbewerking | Wederopbouw.
      OPMERKING: Dynamische PET-frames met een duur <5 s om de piek van de arteriële invoerfunctie aan het begin van de PET-scan beter vast te leggen, zijn mogelijk, maar worden niet aanbevolen omdat dit kan leiden tot luidruchtige beelden met verminderde kwantitatieve nauwkeurigheid. In stap 1.1.2.2 hebben we de "Rat" maat gebruikt voor de transversale FOV. Dit wordt vaak gebruikt voor zowel ratten als muizen in CTAC.

2. Diervoorbereiding voor PET/CT-beeldvorming

OPMERKING: Voor het huidige protocol werden alle dieren 's nachts vasten.

  1. Anesthetiseer de muis in eerste instantie met 3% -4% (v / v) isofluraan in een inductiekamer en handhaaf vervolgens met 1% -2% (v / v) isofluraan.
  2. Weeg de muis en meet de basale glycemie om de toestand van het dier te controleren. Om het vereiste bloedmonster te nemen, gebruikt u een scherpe schaar en maakt u een kleine snede aan de staartpunt en masseert u vervolgens zachtjes de staart om een druppel bloed (~ 1 μL) direct op de teststrip te verzamelen.
  3. Ga verder met het inbrengen van een veneuze toegang ter hoogte van de caudale ader met behulp van een vlinder van 29 G voor muis en 24 G voor rat.
    1. Om de cannulatietechniek uit te voeren, gebruikt u gelijktijdige verwarming (meestal onder een verwarmingslamp) en desinfectie van het punt waar de naald wordt ingebracht voor vaatverwijding van de ader. Na cannulatie bevestigt u de vlinder met een zijden lint aan de staart om deze tijdens de procedure op zijn plaats te houden.
      OPMERKING: Vasten is vereist voor [18F] FDG-studies. Verschillende tracers kunnen verschillende dierbereiding omvatten, maar een grondige discussie over dit onderwerp valt buiten het toepassingsgebied van dit protocol. Wat [18F]FDG betreft, leidt het vermijden van vasten tot een zeer verschillende tracerbiodistributie16.
  4. Schakel het anesthesiesysteem (isofluraan 1%-2%, 0,8 L/min O2 voor muis en 1-1,2 L/min voor rat) in dat is aangesloten op de PET-CT-scanner en breng de muis over naar het bed.
  5. Plaats de muis in rugligging, hoofd eerst, op het scannerbed van de PET-CT-tomograaf, plaats zijn neus in het neusmasker voor anesthesie en blokkeer voorzichtig de kop van de muis naar het masker met plakband.
  6. Bevestig de bovenste en onderste ledematen van de muis op het scannerbed om onwillekeurige bewegingen tijdens de beeldvormingsprocedures te voorkomen, die kunnen leiden tot bewegingsartefacten.
  7. Controleer de lichaamstemperatuur en ademhalingsfrequentie met behulp van respectievelijk een rectale sonde en een ademhalingskussen.

3. Pet tracer dosisvoorbereiding

  1. Voor muizen, trek 10 MBq van [18F] FDG in een volume van 100-150 μL met een insulinespuit (1 ml). Trek voor ratten een hogere dosis van 15 MBq in 0,20-0,25 ml.
    OPMERKING: Vermijd hogere activiteit omdat de PET-scanner die in dit protocol wordt besproken een zeer hoge gevoeligheid heeft en slechts een bescheiden hoeveelheid activiteit vereist om afbeeldingen van hoge kwaliteit te verkrijgen.
  2. Als de oorspronkelijke concentratie van de tracer in de injectieflacon te hoog is, gebruik dan een fysiologische oplossing (0,9% w/v NaCl) om de traceerdosis te verdunnen tot een concentratie van 50-100 MBq/ml.
  3. Gebruik de PET-dosiskalibrator om de werkelijke activiteit in de spuit te meten. Annoteer de pre-injectieactiviteit en het tijdstip van meting, omdat deze waarden later zullen worden gebruikt met behulp van specifieke invoermodules van de PET-scanner-GUI.

4. CT-contrastmiddelvoorbereiding

  1. Trek 0,2 ml per 20 g muisgewicht van gejodeerd lipide-emulsiecontrastmiddel in een spuit van 1 ml. Beperk het injectievolume tot 0,5 ml CA voor zwaardere muizen. Als u iomeprol gebruikt, stel dan de injectiesnelheid voor muizen in op 10 ml / h (~ 0,17 ml / min) en beperk het injectievolume tot 0,5 ml.
    1. Voor ratten, trek 2,3-3 ml iomeprol, verdund tot een concentratie van 200 mg / ml, in een spuit van 5 ml.
      OPMERKING: Als lipide-emulsie CA voor kleine dieren niet beschikbaar is, kan iomeprol met continue injectie door middel van een spuitpomp worden gebruikt, zoals hieronder besproken.
    2. Sluit de spuit aan op de spuitpomp en stel de pomp in op de werkelijke grootte en diameter van de spuit.
    3. Sluit de spuit aan op de CA-slang en naald en vul de slang voor met de CA.
    4. Stel de injectiesnelheid in op 24 ml/uur (= 0,4 ml/min), waarbij de injectie wordt beperkt tot een maximaal volume van 2 ml.
      OPMERKING: Het gebruik van bloedpool CA op basis van gejodineerde lipide-emulsie is ook mogelijk bij ratten, ondanks de relatief hoge kosten van deze procedure vanwege het grotere volume van een enkele injectie. Als deze optie de voorkeur heeft (bijvoorbeeld om het protocol te vereenvoudigen door de spuitpomp te vermijden), kan de volgende procedure worden gebruikt:
  2. Zuig 7,5 ml per kg lichaamsgewicht van gejodeerd lipide-emulsiecontrastmiddel in een spuit van 5 ml. Beperk het injectievolume tot 2 ml CA, ook voor zwaardere ratten.

5. Uitlijning van dieren en voorbereidende handelingen vóór beeldvorming

  1. Maak na immobilisatie van het dier op het beeldvormende bed een nieuwe studie over de tomograaf-GUI. Voeg een onderzoeksnaam-id toe aan de module Studienaam en selecteer de beeldbewerkingsworkflow die eerder is opgeslagen in het vervolgkeuzemenu.
  2. Selecteer het juiste anatomische deel met dier-/monsterinformatie | Anatomisch deel | Cardiale en dierlijke positionering door dier/monsterinformatie | Positionering | Rugleuning/Hoofd eerst. Annoteer het diergewicht in grammen voor de overeenkomstige module: Informatie over dieren/specimens | Gewicht van het dier.
    OPMERKING: Alle andere informatie in deze sectie is optioneel, maar het is handig om zoveel mogelijk van de gevraagde informatie te verstrekken om deze te vinden in de DICOM-header van de reconstructieafbeeldingen, waardoor het opvragen van latere gegevens wordt vergemakkelijkt.
  3. Selecteer de radionuclide in PET Scan informatie | F18 voor [18F]FDG-studies en andere 18F-gelabelde verbindingen; wijzigen als andere tracers (bijv. [13N]NH3) worden gebruikt. Schrijf ook de naam van de tracer in de PET Scan informatie | Tracer-naammodule omdat deze naam wordt gerapporteerd in de DICOM-header na voltooiing van de afbeeldingsreconstructie.
    OPMERKING: De informatie over de injectietijd, activiteit en het volume van de tracer is verplicht, maar kan later tijdens de PET-acquisitie worden verstrekt.
  4. Schrijf in de CT-scaninformatie alle beschikbare informatie over het contrastmiddel.
    OPMERKING: Al deze informatie is optioneel, maar kan het opvragen van latere gegevens vergemakkelijken als deze wordt verstrekt.
  5. Druk op Scan uitvoeren en wacht tot een ander tabblad van de GUI wordt geopend, zodat dieren kunnen worden gepositioneerd en andere scanopties kunnen worden gespecificeerd.
  6. Selecteer CT-kalibratietype in CT-kalibratie | Gebruik standaard CT-kalibratie.
  7. Selecteer in het gedeelte Studievoorbereiding elk scanprotocol in het vervolgkeuzemenu en vink het selectievakje Wachten op bevestiging van de gebruiker vóór deze scan aan.
    OPMERKING: Deze stap is erg belangrijk, omdat de scanner in stand-by wordt geplaatst in afwachting van gebruikersinvoer voordat de overeenkomstige acquisitiefase wordt gestart. Voor de PET-scan maakt dit de synchronisatie van de tracerinjectie en de daadwerkelijke PET-scanstart mogelijk; voor de CTAC-scan stelt het de gebruiker in staat om het deksel te sluiten (afscherming) vóór de emissie van röntgenstralen tijdens de CT-scan (het onderzoek wordt automatisch afgebroken als het deksel open is voordat de CT-scan begint); voor de Cine-CT-scan stelt deze pauze de gebruiker in staat om het CA-infusieprotocol en ct-gegevensscan met de vereiste vertraging te starten.
  8. Voor het positioneren van dieren schakelt u de motorbesturingsmodule in met behulp van de schakelaar in het linkerdeelvenster van de GUI.
    OPMERKING: Hiermee worden de centreerlasers op het dierenbed ingeschakeld en worden de handmatige beduitlijnknoppen aan de zijkant van de scanner ingeschakeld.
  9. Gebruik de handmatige beduitlijnknoppen om de borst van het dier op de lasermarkeringen te verplaatsen. Controleer zorgvuldig zowel de longitudinale als verticale uitlijning van het dier.
  10. Zodra het dier in de juiste positie is geplaatst volgens de centreerlaser, drukt u op Schakel de laser uit om de huidige lasergemarkeerde positie op te slaan, die tijdens de overeenkomstige acquisitiefasen naar het midden van de PET- en CT-scanners moet worden verplaatst. Schakel daarna de motorbesturingsmodule uit.

6. PET-scan

  1. Druk op Acquisitie starten om het dier naar de PET-scanner FOV te verplaatsen. De staart en de canule blijven buiten de FOV om tracerinjectie mogelijk te maken. De scanner blijft inactief totdat de gebruiker op de knop Doorgaan drukt.
  2. Bereid de spuit voor met de gekalibreerde pet-tracerdosis.
  3. Start de acquisitie door op de knop Doorgaan te drukken en begin met het injecteren van de tracer in de canule binnen 5 s na het begin van de scan (figuur 1).
    OPMERKING: De injectieduur is ~ 20-25 s.
  4. Plaats de spuit in de PET-dosiskalibrator om de resterende activiteit in de spuit te meten. Annoteer de werkelijke activiteit en het tijdstip van meting.
  5. Gebruik op het tabblad Hardwaremonitor van de scanner-GUI de knop Pet-tracerinformatie bijwerken om de werkelijke geïnjecteerde tijd, activiteit en volume in te voegen.
  6. Controleer tijdens de scan regelmatig de fysiologische parameters van het dier.
  7. Meet tijdens de scan de glycemie zoals uitgelegd in stap 2.2 op de volgende tijdstippen: 5 min, 20 min, 40 min en 60 min na het begin van de PET-scan.
  8. Na de meting van glycemie plaatst u de teststrip in de gammateller en voert u de activiteitsmeting gedurende 60 s uit. Noteer het werkelijke tijdstip waarop de activiteitsmeting is uitgevoerd en corrigeer voor radioactief verval, waarbij u de injectietijd van de tracer als referentietijd gebruikt. Zet de geregistreerde activiteitswaarden om in activiteitsconcentratie (Bq/ml) door rekening te houden met een gemiddeld bloedvolume van 1 μL in de glucoseteststrip (d.w.z. met behulp van vergelijking [1]):
    Cbloed(t) = Abloed(t)/0,001 ml [Bq/ml] (1)
    waarbijA-bloed(t) de voor verval gecorrigeerde gemeten activiteit van het bloedmonster in de teststrip is, uitgedrukt in Bq.
    OPMERKING: De start van de PET-scan en de tracerinjectie kunnen door dezelfde operator worden uitgevoerd met behulp van het mobiele besturingsapparaat van de tomograaf dat tijdens de injectie op de laterale tafel van de scanner dicht bij de plaats van de operator is geplaatst. Langere vertragingen tussen het begin van de scan en het begin van de injectie zijn toegestaan, maar sommige gereconstrueerde frames aan het begin van de dynamische reeks blijven leeg. Het wordt aanbevolen om vertragingen van meer dan 10 s te voorkomen (d.w.z. leiden tot twee lege frames met het huidige protocol).

Figure 1
Figuur 1: Injectie van de PET-tracer. Deze bewerking wordt uitgevoerd direct nadat de PET-scan is gestart. Het dier bevindt zich in het PET-gezichtsveld (head first, met zijn staart zichtbaar aan de kant van de operator). Afkorting: PET = positron emissie tomografie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

7. CT-scans

  1. Voordat u het CT-contrastmiddel injecteert, start u de CTAC-scan direct nadat u het deksel van de scanner hebt gesloten en op de knop Doorgaan op de GUI hebt gedrukt. Gebruik aan het einde van deze zeer korte acquisitie de volgende procedures om te zorgen voor een goede verbetering van de bloedpool door de CA voorafgaand aan de verwerving te injecteren met dezelfde vasculaire toegang die wordt gebruikt voor de injectie van de PET-tracer.
    1. Gejodineerde lipide-emulsie CA:
      1. Na voltooiing van de CTAC-scan injecteert u de gejodeerde lipide-emulsie CA met behulp van de canule die al is aangesloten op de staartader van de muis. De typische injectieduur is in de orde van 30-60 s.
      2. Start de beeldvorming direct na voltooiing van de injectie. Druk op Doorgaan op de scanner-GUI om de Cine-CT-acquisitie te starten.
    2. Iomeprol/ spuit pomp:
      1. Als een normale X-ray CA wordt gebruikt, zoals iomeprol, gebruik dan een spuitpomp die langzame injectie met een constante snelheid mogelijk maakt.
      2. Stel voor muizen de injectiesnelheid van de CA in op 10 ml / h (~ 0,17 ml / min) door het injectievolume te beperken tot 0,5 ml. Stop met deze instelling de injectie na ~3 min. Stel voor ratten de pomp in op een snelheid van 24 ml / h (= 0,4 ml / min) en beperk het injectievolume tot 2 ml. Stop met deze instelling de injectie na 5 min.
      3. Sluit de naald die aan de CA-buis is bevestigd aan op de canule van de staartader en zorg ervoor dat zowel de buis als de naald voorgevuld zijn met CA.
      4. Start de injectie. Sluit het deksel van de scanner en bereid u voor op de Cine-CT-scan.
      5. Druk op de knop Doorgaan op de GUI van de tomograaf na 60 s vanaf het begin van de injectie voor muizen en na 90 s vanaf het begin van de injectie voor ratten, zodat de Cine-CT-acquisitie wordt gestart. De injectie van CA stopt ongeveer tegelijkertijd met de voltooiing van de Cine-CT-scan voor muizen en na voltooiing voor ratten.
  2. Na voltooiing van de Cine-CT-scan koppelt u het dier los van het fysiologische monitoringsysteem en verwijdert u de staartadercanule. Afhankelijk van het eigenlijke protocol worden dieren hersteld of geëuthanaseerd na de beschreven beeldvormingsprocedure. In het eerste geval worden dieren gewekt in hun kooien in een warme omgeving onder een infraroodlamp. Ze worden gecontroleerd totdat ze volledig ontwaken, waarbij 15/30 min na gasvormige anesthesie wordt genomen. In het geval van protocollen die bijvoorbeeld weefseloogst aan het einde van de beeldvormingsprocedure vereisen, worden dieren geëuthanaseerd met behulp van een overdosis anestheticum in een inductiekamer (5% isofluraan), zoals beschreven in bijlage VI van D.Lgs. 26/2014.
    OPMERKING: In het geval van 18F-gebaseerde radionucliden zoals besproken in dit protocol, is 24 uur na tracerinjectie voldoende om een niveau van resterende radioactiviteit op het lichaam van het dier te bereiken dat veilig is voor alle praktische doeleinden.

8. Reconstructie van de cardiale 4DCT-beelden met behulp van intrinsieke cardiorespiratoire gating

OPMERKING: Na voltooiing van de beeldvormingsstudie wordt de standaard PET- en CT-reconstructie automatisch uitgevoerd. Niettemin moet de reconstructie van de 4D (Cine) cardio CT-sequentie handmatig worden uitgevoerd en vereist enige gebruikersinteractie. Dit speciale type reconstructie, verplicht voor de daaropvolgende morfo-functionele cardiale CT-analyse, wordt in deze sectie besproken.

  1. Open de cardiale gatingmodule van de GUI van de tomogragh en selecteer de beeldvormingsstudie die moet worden geanalyseerd.
  2. Selecteer een regio van belang (ROI) op de röntgenfoto's van het weergegeven dier (figuur 2) voor het bouwen van een tijdsafhankelijke cardiale bewegingscurve, die het gatingsignaal vertegenwoordigt - het kymogram. Verplaats de vooraf getekende rechthoekige ROI verticaal op zo'n manier dat zowel de harttop als het diafragma worden geselecteerd. Selecteer vervolgens Gating-signaalanalyse. De gebruikersinterface toont nu het gating-signaal zowel op het tijddomein als op het frequentiedomein.
  3. Selecteer in de eerste frequentiedomeingrafiek de ademhalingsfrequentieband door de eerste groep pieken van het frequentiespectrum te markeren (zie figuur 3 voor een voorbeeldspectrum).
  4. Selecteer in de tweede frequentiedomeingrafiek de cardiale bewegingsfrequentieband, waarbij de op één na scherpste piek wordt gemarkeerd.
  5. Observeer in de volgende fase het gatingsignaal van het tijddomein met kleurmarkers (stippen) over elkaar heen, die de geïdentificeerde ademhalingspieken en hartcontractiepieken laten zien. Als de markerposities goed passen bij de ademhalings- en hartpieken van het oorspronkelijke gatingsignaal, ga dan verder met de volgende fase. Anders:
    1. Als de vorm van het gatingsignaal te veel afwijkt van de vorm in figuur 3, gaat u terug naar stap 8.2 en selecteert u een andere ROI.
    2. Als de vorm van het gatingsignaal redelijk vergelijkbaar is met die in figuur 3, gaat u terug naar stap 8.3 en stap 8.4 en selecteert u verschillende frequentiebanden in het gatingsignaalspectrum.
  6. Selecteer in de volgende fase minimaal vier hartpoorten.
    OPMERKING: Typische Cine-CT reconstructie bestaat uit 8-12 hartpoorten.
  7. Selecteer het juiste ademhalingsvenster met behulp van het vervolgkeuzemenu: Ademhalingsvenster | 20% -80%.
    OPMERKING: Dit behoudt 60% van de verkregen gegevens in de reconstructie, exclusief de fase van piekinspiratie en verbetert dus de scherpte van de gereconstrueerde myocardiale wanden in elke hartfase.
  8. Voer reconstructie uit om de retrospectieve gated Cine-CT-beelden om te zetten in DICOM-formaat, klaar om in de software te worden geïmporteerd voor daaropvolgende functionele analyse.

Figure 2
Figuur 2: ROI-selectietool voor intrinsieke gating. Deze afbeelding wordt getoond in de GUI van de tomograaf tijdens de Cine-CT-reconstructiefase. De gebruiker moet de positie van de ROI (gele rechthoek) selecteren waarop het intrinsieke gatingsignaal (kymogram) wordt verkregen uit de ruwe CT-projecties. Het cirkelvormige object bovenop de borstkas van het dier is het ademhalingskussen dat alleen wordt gebruikt voor fysiologische monitoring tijdens het onderzoek. Afkortingen: ROI = regio van belang; CT = computertomografie; GUI = grafische gebruikersinterface. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: Voorbeeld gating signaal (bovenste frame) en bijbehorend frequentiespectrum (midden en onder). Beelden verkregen met de cardiale gating module van de Atrium software. De gebruiker moet de juiste frequentiebanden selecteren voor zowel ademhalingsbeweging (middenframe) als hartbeweging (onderste frame). Dit maakt de identificatie van de ademhalings- en hartmarkers op het gatingsignaal mogelijk, die door de gebruiker moeten worden gecontroleerd voordat u doorgaat met de 4D-reconstructie. Slechte identificatie van de pieken of verkeerde toewijzing (bijv. ademhaling naar hart, of omgekeerd) zal leiden tot onjuiste reconstructie. De getoonde gegevens werden verkregen uit de analyse van een 4D Cine-CT-scan van een gezonde, volwassen mannelijke Wistar-rat (507 g) geïnjecteerd met 2 ml iomeprol, 200 mg / ml, met een snelheid van 0,4 ml / min gedurende 5 minuten (de grafiek bovenaan is ingezoomd op de eerste 22 s van acquisitie om een betere visualisatie van de geïdentificeerde hart- en ademhalingsbeweging mogelijk te maken). Afkorting: CT = computertomografie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

9. PET cardiale analyse

OPMERKING: Deze sectie laat zien hoe u een kinetische analyse van dynamische [18F] FDG-gegevens van de linkerkamer van het kleine dier kunt uitvoeren. De analyse is gebaseerd op de Carimas software. De onderstaande instructies zijn niet bedoeld als vervanging voor de gebruikershandleiding van de software17. De onderstaande procedure is gebaseerd op de Patlak grafische analyse van dynamische PET-gegevens18. Raadpleeg het gedeelte Discussie voor meer informatie over deze analyse.

  1. Open de DICOM-afbeeldingen van de dynamische PET-scan.
  2. Selecteer de HeartPlugin-module .
  3. Zoom in op de afbeelding op het hart van de muis/rat en selecteer het laatste tijdsbestek (of gelijkwaardig, de som van de laatste drie tot vijf tijdframes) waarvoor het grootste deel van de bloedbadactiviteit al is weggespoeld.
  4. Volg de instructies op het scherm om het beeld te heroriënteren langs de hoofdas van het dierenhart (korte as, verticale en horizontale lange as). Doe dit interactief door de weergegeven markeringen voor de hartbasis en apex te verplaatsen (figuur 4).
  5. Selecteer het gereedschap Segmentatie .
    OPMERKING: Standaard is automatische segmentatie ingeschakeld, wat in de meeste gevallen betrouwbare resultaten oplevert.
  6. Als het resultaat van de automatische segmentatie niet acceptabel is, verfijnt u de vorm van het gesegmenteerde myocard en/of de LV-holte door de handmatige modus in te schakelen (ROI Search Disabled).
  7. Selecteer in de modelleringstool het juiste kinetische model dat moet worden gebruikt voor dynamische PET-analyse. Selecteer in dit geval Grafisch | Patlak om de Patlak-plotanalyse mogelijk te maken voor de berekening van de stofwisseling van glucoseopname (MRGlu) voor elke hartsector.
  8. Selecteer in het gereedschap polarmap het juiste aantal weergegeven hartsegmenten. Selecteer in dit geval 17 segmenten.
  9. Druk nu op de knop Fit om de aanpassingsprocedure van de Patlak-analyse uit te voeren.
  10. Let aan het einde van de aanpassingsprocedure op de weergegeven polaire kaart van de Ki-waarden (d.w.z. de helling van de lineaire regressie uitgedrukt in ml/[ml × min]).
  11. Bereken met behulp van de Ki-waarden voor elke sector in een tabel de MRGlu met behulp van vergelijking (2):
    MRGlu = (Ki × PGlu)/LC (2)
    waarbij PGlu een van bloedmonster afgeleide waarde van de plasmaglucoseconcentratie (mmol/L) is en de klonterige constante (LC) een empirische coëfficiënt is die wordt gebruikt om het verschil in opname tussen normale glucose en FDG te compenseren. Zie bijvoorbeeld Ng et al.22 voor typische waarden van de forfaitaire constante in verschillende experimentele omstandigheden.
    OPMERKING: Voordat u met PET-analyse begint, is het een goede gewoonte om de dynamische volgorde van PET-volumes visueel te inspecteren in de PET-analysesoftwaretool. Dit is nodig om macroscopische dierlijke bewegingen tussen tijdframes tijdens het onderzoek uit te sluiten. Als er beweging aanwezig is, moet een goede beeldregistratie (buiten het toepassingsgebied van dit protocol) worden uitgevoerd vóór de analyse, indien mogelijk.

Figure 4
Figuur 4: Heroriëntatietool van de PET-analysesoftware. De projectie van twee eenvoudige lijnsegmenten in de 3D-ruimte wordt weergegeven op elk van de drie standaardvlakken (transaxiaal, coronaal en sagittataal). Het eerste segment stelt de gebruiker in staat om de hartbasis en apex te selecteren, terwijl het tweede segment het mogelijk maakt om de linker- en rechterkant van het hart te selecteren. Deze stap resulteert in een nieuw (geïnterpoleerd) PET-beeld (onderste rij), waarbij het hart wordt geheroriënteerd langs de standaard AHA-weergave. Beelden werden verkregen met Carimas van een gezonde volwassen mannelijke CD-1 muis met een gewicht van 51 g en geïnjecteerd met 10 MBq van [18F]FDG. Afkortingen: PET = positron emissie tomografie; AHA = American Heart Association; FDG = fluorodeoxyglucose. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

10. Cine-CT cardiale analyse

OPMERKING: Deze sectie laat zien hoe kwantitatieve analyse van het Cine-CT-hartbeeld kan worden uitgevoerd om wereldwijde kwantitatieve gegevens over de hartfunctie te verzamelen. De analyse is gebaseerd op de Osirix MD software. De onderstaande instructies zijn niet bedoeld als vervanging voor de Osirix gebruikershandleiding24.

  1. Laad de DICOM-beelden van de Cine-CT-scan in de software.
  2. Open de dynamische gegevensset met de ingebouwde 4D-viewer.
  3. Gebruik het 3D Multiplanar Reformation (MPR) -gereedschap om de afbeeldingsgegevens langs de korte as te heroriënteren (afbeelding 5).
  4. Exporteer de geheroriënteerde gegevens naar DICOM en zorg ervoor dat de volledige 4D-gegevens worden geëxporteerd, met behoud van de segmentdikte (hetzelfde als het origineel) en de bitdiepte van de afbeelding (16 bit per voxel)
  5. Open de geëxporteerde 4D MPR-afbeeldingen met de 4D-viewer.
  6. Selecteer een tijdsbestek dat overeenkomt met einddiastole. Blader door alle tijdframes met de tijdschuifregelaar op de hoofdwerkbalk om ervoor te zorgen dat de juiste hartfase is geselecteerd.
  7. Kies in dit tijdsbestek het gereedschap gesloten polygoonannotatie en baken de endocardiale wand van de LV handmatig af.
  8. Doe hetzelfde voor 10-20 plakjes van de basis tot de apex en zorg ervoor dat alle ROI's dezelfde naam hebben (bijv. LVENDO).
  9. Selecteer in het menu ROI de optie ROI-volume | Genereer ontbrekende ROI's om de ROI's op alle korte assegmenten te genereren door interpolatie van de handmatig getekende ROI's.
  10. Selecteer in het menu ROI de optie ROI-volume | Rekenvolume om het volume van de ROI-groep met dezelfde ROI-naam te berekenen.
  11. Blader door de tijdframes en selecteer een fase die overeenkomt met end-systole (kleiner LV-volume) en herhaal stap 10.7-10.10 hierboven.
  12. Bereken het slagvolume (SV) en de ejectiefractie met behulp van vergelijkingen (3) en (4):
    SV = EDV - ESV[ml] (3)
    EF = 100 × SV/EDV [%] (4)
    waarbij EDV het einddiastolische volume is en ESV het eind-systolische volume.

Figure 5
Figuur 5: Grafische interface van de multiplanaire reformatietool. Deze tool wordt gebruikt voor de heroriëntatie van de Cine-CT-gegevens voor daaropvolgende functionele analyse. De gebruiker moet de referentieassen aan de linkerkant van het scherm zodanig draaien en vertalen dat het korte-asbeeld van het hart aan de rechterkant wordt weergegeven. Aan het einde van deze procedure kan de gebruiker de geheroriënteerde afbeeldingen exporteren als een DICOM-bestandenset. De beelden werden verkregen met Osirix MD en verwijzen naar een gezonde volwassen mannelijke Wistar-rat (507 g) geïnjecteerd met 2 ml iomeprol, 200 mg / ml, met een snelheid van 0,4 ml / min gedurende 5 minuten, gereconstrueerd met gefilterde backprojectie met een voxelgrootte van 0,24 mm3. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

In deze sectie worden typische resultaten getoond voor zowel PET- als CT-analyse volgens de tot nu toe beschreven procedures. Figuur 6 toont de resultaten van de automatische myocardiale en LV-holtesegmentatie van de [18F]FDG PET-scan van een control (gezonde) CD-1 muis. Hoewel de rechter ventrikel niet altijd zichtbaar is in de gereconstrueerde beelden, kunnen de oriëntatieassen op basis van de DICOM-header worden gebruikt om het interventriculaire septum correct te onderscheiden van de andere LV-wanden, zoals vereist voor een betrouwbare identificatie van de standaardsectoren volgens de aanbevelingen van de American Heart Association (AHA)25 . In het geval van myocardiale ischemie verschijnt een regionale verlaging van de opname van tracers als een typisch teken van verlies van myocardiale vitaliteit. Dit is niet noodzakelijkerwijs gecorreleerd met verminderde perfusie, waarvoor een andere tracer (bijv. [13N] NH3 of [15O] H2O) nodig is om te worden gevisualiseerd in PET-afbeeldingen. Zelfs bij gezonde proefpersonen worden lagere gereconstrueerde waarden rond de top vaak waargenomen bij PET (zie figuur 6). Dit kan het gevolg zijn van een meer uitgesproken partieel volumeartefact als gevolg van een (over het algemeen) dunnere myocardiale dikte aan de top in vergelijking met bijvoorbeeld de linkerwand of het septum.

Figure 6
Figuur 6: Resultaten van de automatische segmentatie van de PET-analysesoftware. De beelden zijn verkregen met de Heart plugin van de Carimas software. Segmentatie werd gedaan na standaard heroriëntatie volgens AHA-richtlijnen. De getoonde afbeeldingen verwijzen naar een gezonde volwassen mannelijke CD-1-muis (hetzelfde als figuur 4) met een gewicht van 51 g en geïnjecteerd met 10 MBq [18F]FDG, zonder cardiale gating, en tellen de laatste 15 minuten van een PET-scan van 60 minuten op. De beelden werden gereconstrueerd met een iteratief 3D-OSEM algoritme met een voxel grootte van 0,85 mm3. Afkortingen: PET = positron emissie tomografie; AHA = American Heart Association; FDG = fluorodeoxyglucose. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

In figuur 7 wordt een voorbeeld gegeven van de regionale Ki verkregen door Patlak grafische analyse18 (linksboven). In het frame onderaan worden de Patlak scatter plot en de bijbehorende resultaten van de lineaire regressie analyse getoond. Elk punt in de spreidingsplot vertegenwoordigt de verhouding tussen weefselactiviteitsconcentratie en plasmaactiviteitsconcentratie op een bepaald tijdstip t (na correctie voor radioactief verval), CT(t)/CP(t), uitgezet tegen de tijdintegraal van de plasmaactiviteitsconcentratie vanaf de injectietijd t0 = 0 tot tijd t. De tabel in het frame rechtsboven in figuur 7 toont de waarden van de helling (Ki) en intercept (Ic) van de lineaire fit die op elk segment is uitgevoerd, samen met de overeenkomstige bepalingscoëfficiënt (R2).

Wat cardiaal PET betreft, kunnen tekenen van slechte uitvoering van het protocol omvatten, maar zijn niet beperkt tot, het volgende: (i) lage of afwezige traceropname van het myocardium, wat meestal een teken is dat er een probleem is opgetreden tijdens de tracerinjectie, zoals een geëxtravaseerde injectie; ii) soortgelijke problemen als in het vorige punt wanneer de temperatuur van het dier tijdens de PET-scan te laag is (bv. minder dan 35 °C) en er dus een veranderde opname van de tracer optreedt; (iii) duidelijke beeldvervaging, die te wijten kan zijn aan een te lage anesthesie of onwillekeurige beweging.

Figure 7
Figuur 7: Resultaten van de Patlak grafische analyse. De beelden zijn verkregen met de Heart plugin van de Carimas software. Linksboven: parametrische poolkaart van regionale Ki van de LV als resultaat van de Patlak-analyse. Rechtsboven: gemiddelde waarden van Ki en IC op elk myocardiaal segment, samen met de bepalingscoëfficiënten van elke lineaire fit (R2). Onder: spreidingsdiagram van y(t) versus x(t) (zie tekst voor details) voor het geselecteerde myocardiale segment (segment 1 in dit voorbeeld). Dit resultaat verwijst naar de myocardiale PET-beelden in figuur 4 en figuur 6 (gezonde volwassen mannelijke CD-1 muis met een gewicht van 51 g en geïnjecteerd met 10 MBq van [18F]FDG). Afkortingen: PET = positron emissie tomografie; FDG = fluorodeoxyglucose. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 8
Figuur 8: Voorbeeld van handmatige segmentatie van de LV van een rat. De afbeelding verwijst naar hetzelfde dier als in figuur 5 en is verkregen met Osirix MD. De resulterende volumetrische analyse van de LV bij einddiastole en eind-systole wordt onderaan weergegeven. Op basis van deze resultaten worden EF en SV berekend volgens vergelijkingen 3 en 4. Afkortingen: EF = ejectiefractie; SV = slagvolume; URI's = interessante regio's; LV = linker ventrikel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 9
Figuur 9: Volumeweergave van de Cine-CT-beelden. De afbeeldingen verwijzen naar dezelfde rat in figuur 5 en figuur 8 (gezonde volwassen mannelijke Wistar-rat met een gewicht van 507 g en geïnjecteerd met 2 ml iomeprol, 200 mg / ml, met een snelheid van 24 ml / h gedurende 5 minuten, gereconstrueerd met FBP met een voxelgrootte van 0,24 mm3). Afkortingen: RA = rechter atrium; LA = linker atrium; LV = linker ventrikel; RV = rechter ventrikel; CT = computertomografie; FBP = Gefilterde BackProjection. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 8 en figuur 9 behandelen de representatieve resultaten van de Cine-CT hartanalyse voor een gezonde rat. In het bijzonder worden in figuur 8 de verschillende vorm en grootte van de LV weergegeven voor de einddiastolische en eind-systolische fasen, samen met de 3D-reconstructie van het gesegmenteerde LV-volume in beide fasen. In dit voorbeeld resulteerde de berekening van de volumes volgens de vergelijkingen 3 en 4 in EDV = 0,361 ml en ESV = 0,038 ml, wat overeenkomt met een slagvolume van SV = 0,323 ml en een ejectiefractie EF = 89,4%. Dit is in overeenstemming met de resultaten die over vergelijkbare protocollen in de literatuur zijn gerapporteerd, met normale EF van ratten in het bereik van 70% -90% 26. Infarct harten kunnen leiden tot een verminderde EF, in het bereik van 50% -70% of minder, afhankelijk van de ernst van de laesie en de uitbreiding van het akinetische myocardium.

De volgende tekenen van slechte uitvoering van het experiment kunnen optreden voor Cine-CT-beelden: (i) verminderd of afwezig beeldcontrast tussen de hartkamers/bloedvaten en het myocardium; in dit geval is het waarschijnlijk dat er een probleem in de injectie met contrastmiddel is opgetreden; ii) wazige contouren van de myocardiale wanden; in dit geval is er een probleem bij de reconstructie opgetreden, waarschijnlijk als gevolg van een verkeerde identificatie van de hart- en ademhalingspieken van het intrinsieke gatingsignaal, wat op zijn beurt kan afhangen van een slechte selectie van de frequentiebanden (figuur 3) en/of een slechte selectie van de ROI van het gatingsignaal (figuur 2); (iii) duidelijke bewegingsartefacten, die te wijten kunnen zijn aan een te lage anesthesie of onwillekeurige beweging.

In figuur 9 wordt een volumeweergave van hetzelfde rattenhart weergegeven voor zowel de einddiastole als de eind-systole. Dit type visualisatie maakt het alleen mogelijk om de met jodium verrijkte kamers en bloedvaten weer te geven, dus hun waarde is meer kwalitatief dan kwantitatief. Niettemin zal verminderde beweeglijkheid van de myocardiale wanden, zoals die bij infarct ratten, volumetrische beelden produceren met minder duidelijke verschillen tussen de einddiastolische en eind-systolische fasen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Het protocol dat in dit artikel wordt gepresenteerd, richt zich op een typische experimentele procedure voor translationeel cardiovasculair onderzoek naar kleine diermodellen van hartletsel met behulp van PET / CT-beeldvorming met hoge resolutie. De gepresenteerde resultaten zijn indicatief voor de hoge kwantitatieve en kwalitatieve waarde van PET- en Cine-CT-beelden en bieden zowel functionele als structurele informatie van het hele hart met betrekking tot het glucosemetabolisme, de vorm en de dynamiek van de contractie. Bovendien zijn alle verkregen afbeeldingen 3D, in de tijd opgelost en bevatten ze isotrope pixelafstand; dit is gunstig vanuit het oogpunt van beeldverwerking, omdat het geen operatorafhankelijke taken voorafgaand aan de scan vereist om specifieke segmentoriëntaties langs de standaardassen van het hart te selecteren.

Dit artikel bevat een protocol gebaseerd op de Patlak grafische analyse van dynamische PET-gegevens18. Dit type analyse is nuttig om de onomkeerbare traceropname uit het weefsel te beschrijven, wat een goede benadering is in het geval van [18F]FDG, waar het effect van defosforylering of metabolieten over het algemeen verwaarloosbaar is in het myocard19. Binnen deze benadering kan de verhouding tussen de vervalgecorrigeerde weefselactiviteitsconcentratie CT(t) en de vervalgecorrigeerde plasmaactiviteitsconcentratie CP(t) worden benaderd met de volgende vergelijking (5):

Equation 1 (5)

die geldt voor tijden t, na een bepaalde starttijd, t*, die empirisch bepaald moet worden. In de bovenstaande vergelijking vertegenwoordigt de constante Ki de netto-instroomsnelheid van bloed naar weefsel, terwijl IC een constante is met betrekking tot de bloedvolumefractie en het distributievolume van de tracer in het omkeerbare compartiment (d.w.z. het plasma). Een meer gedetailleerde wiskundige afleiding van deze formule is elders te vinden20. Indien de tijdactiviteitscurven (TAC's) van zowel het plasma als het weefsel beschikbaar zijn (bv. uit een dynamische PET-scan en/of plasmabemonstering), kan een 2D-spreidingsplot worden gecreëerd door plotting Equation 2 en Equation 3 voor elk tijdsbestek tijd, t, zodat Ki en IC gemakkelijk kunnen worden bepaald als de helling en onderschepping van de scatterplot door eenvoudige lineaire regressie; beperkt tot die tijdstippen t > t* waarna lineariteit wordt waargenomen. Er moet worden benadrukt dat de langdurige anesthesie van invloed kan zijn op de stofwisseling van het myocard21. Om deze reden is het erg belangrijk om het protocol te standaardiseren, zodat inter-subject variaties van alle relevante fysiologische parameters tot een minimum worden beperkt. De procedure beschreven in het protocol, geïmplementeerd in Carimas, maakt regionale Patlak grafische analyse van het myocardium mogelijk; we hebben de activiteitsconcentratie van het volbloed in de LV-holte gebruikt als benadering van de plasma-inputfunctie CP(t).

Sommige PET-scanners kunnen een lagere ruimtelijke resolutie en/of gevoeligheid hebben, wat leidt tot het gebruik van grotere ROIs en consistente partiële volume-/spillover-fouten in de tijdactiviteitscurven (TAC's) van de metingen, met name de plasmatische die wordt gebruikt als invoerfunctie (IF). In dit geval kan het analyseprotocol worden gewijzigd door een hybride IF te maken op basis van de beeldwaarden in de vroege fase na injectie en op de activiteitsconcentratie van het bloedmonster (zie protocol stap 6.8) in de late fase (>20 min). De gecorrigeerde punten van de hybride IF kunnen worden berekend door interpolatie, zoals weergegeven door Shoghi et al.23. Binnen Carimas is het mogelijk om de ruwe TAC's van elk myocardiaal segment te exporteren, de arteriële TAC te corrigeren en opnieuw te laden om Patlak-analyse rechtstreeks op de gecorrigeerde curven uit te voeren. Vanwege de complexiteit van de vereiste bewerking hebben we geen specifieke protocolbewerkingen geleverd om dat te doen, omdat de resultaten die zijn verkregen in het geval dat in dit protocol wordt beschreven, een goed niveau van reproduceerbaarheid hebben voor de meeste toepassingen.

Een mogelijke toepassing van het gepresenteerde protocol is in kleine diermodellen van myocardinfarct. Om beperkingen op een dergelijk specifiek gebied van beeldvormingsonderzoek te voorkomen, hebben we geen specifieke protocolinstructie toegevoegd voor de inductie van MI of andere soorten hart- en vaatziekten. Gedetailleerde chirurgische procedures zijn elders in de literatuur te vinden12,13, en ze zijn met succes toegepast in onze groep met als doel aanvullende informatie weer te geven voor zowel regionale perfusierefecten als ischemie-geïnduceerde angiogenese 4. Niettemin kan het PET / CT-beeldvormingsprotocol dat in dit artikel wordt gepresenteerd, nuttig zijn in verschillende onderzoeksontwerpen wanneer hartmetabolisme, functie en / of morfologie van belang zijn, inclusief, maar niet beperkt tot, metabole ziekten27, respons op therapie en / of op verschillende diëten28 en door straling geïnduceerde verwondingen29. Bovendien kan dit type onderzoek nuttig zijn bij het valideren van nieuwe moleculaire sondes voor het monitoren van cardiale remodellering en neovascularisatie in correlatie met de globale en regionale hartfunctie en morfologie 4.

Hier hebben we een typische PET-beeldacquisitie en -analyse besproken die gericht is op de kwantificering van myocardiale regionale glucoseopname door middel van [18F] FDG; voor beeldvorming van myocardinfarcten is dit bijvoorbeeld nuttig en algemeen gebruikt voor het meten van de levensvatbaarheid van de myocardiale26 als aanvullende informatie over perfusie, waarvoor in plaats daarvan verschillende tracers nodig zijn. Bovendien is [18F]FDG de meest beschikbare tracer in PET-beeldvorming, en daarom hebben we besloten om dit protocol aan te passen aan deze tracer om de toepasbaarheid ervan te vergroten. Met kleine wijzigingen in de analyseworkflow kan dezelfde procedure worden gebruikt om bijvoorbeeld de regionale myocardiale bloedstroom (MBF) te kwantificeren, waarbij [13N] NH3 of [15O] H2O wordt gebruikt als bloedstroomtracers30.

In deze gevallen vereist het PET-acquisitieprotocol kleine wijzigingen, rekening houdend met de verschillende radionuclidevervaltijden van 13N (T1/2 = 9,97 min) en 15O (T1/2 = 2,04 min) met betrekking tot 18F (T1/2 = 109,8 min). Verder moeten geschikte kinetische modellen worden gebruikt in plaats van de modellen die in dit artikel worden gepresenteerd, die algemeen beschikbaar zijn in de meeste kwantitatieve beeldverwerkingssoftware voor PET-analyse; naast deze punten is de experimentele procedure in dit protocol vooral geschikt voor andere vormen van experimenteel onderzoek gericht op de harten van kleine dieren. Hoewel het protocol specifiek is ontworpen voor cardiale beeldvorming van muismodellen, kan het werken met ratten enkele wijzigingen in het eigenlijke protocol impliceren, voornamelijk vanwege de grotere omvang van het dier (~ 10x zwaarder). Er is echter aanvullende informatie aan het protocol toegevoegd om de vereiste wijzigingen voor rattenbeeldvorming aan te geven omwille van de eenvoud.

Een voordeel van het gepresenteerde protocol is dat het geen ECG-sondes op het dier vereist, omdat het PET-onderzoek betrouwbaar kan worden uitgevoerd zonder gating en de CT-studie intrinsieke (sensorloze) retrospectieve gating gebruikt. Het algoritme aan de basis van de intrinsieke gating software is gebaseerd op het werk van Dinkel et al.31. Deze methode vertoont een zeer hoge overeenstemming met ECG-gebaseerde (extrinsieke) cardiale gating en kan zelfs mogelijk beter zijn in het geval van aritmieën als gevolg van de dissociatie van mechanische en elektrische gebeurtenissen31. Hoewel intrinsieke gating kan worden geïmplementeerd in volledig geautomatiseerde workflows32, is dit protocol gebaseerd op een interactieve methode die is geïmplementeerd in de IRIS CT-scanner, waardoor meer flexibiliteit wordt geboden bij de keuze van de parameters. Zoals besproken, zijn kleine aanpassingen van de procedures vereist bij het gebruik van ratten in plaats van muizen, voornamelijk met betrekking tot de geïnjecteerde doses, de noodzaak van verzwakkingscorrectie (CTAC) -scans bij het gebruik van grotere dieren, evenals enkele verschillen tussen de soorten CT-contrastmiddelen. Met betrekking tot dit laatste punt wordt het gebruik van jodiumrijke olie-in-water lipide-emulsies op ratten ook gerapporteerd in de technische notities van ca-leveranciers voor kleine dieren. Vanwege de relatief grote injectievolumes, de relatief hogere kosten en de minder wijdverspreide beschikbaarheid van deze gespecialiseerde contrastmiddelen, hebben we ook een wijziging van het protocol gepresenteerd op basis van algemeen beschikbare vasculaire contrastmiddelen, zoals iomeprol, die breed toepasbaar is in klinische omgevingen. Vanwege de zeer snelle klaring van dergelijke standaard vasculaire middelen, is in dit geval een gemotoriseerde injectiepomp vereist die langzame continue injectie mogelijk maakt.

Beperkingen van de methode
De toepasbaarheid van de gepresenteerde PET/CT-protocollen is afhankelijk van de beschikbaarheid van instrumentatie die over het algemeen minder wijdverspreid en duurder is dan andere technieken (voornamelijk Amerikaanse echocardiografie), hoewel de contextuele informatie over structuur, functie en metabolisme niet kan worden bereikt door een andere techniek met dezelfde gevoeligheid en flexibiliteit bij de keuze van de moleculaire sonde. De succesvolle afronding van de volledige voorbereidings-/acquisitie-/analyseworkflow met deze methodologie vereist echter een sterke samenwerking tussen verschillende professionele figuren, waaronder biologen, dierenartsen, chemici, fysici en bio-ingenieurs. Dit geldt des te meer wanneer niet-standaard PET-tracers worden gebruikt, wat inspanningen impliceert in zowel radiosynthese als wiskundige modellering, evenals in de aanpassing van de analysesoftware voor correcte en betrouwbare kwantificering 33,34,35.

In protocolsectie 9 hebben we een zeer eenvoudige kwantificeringsprocedure beschreven met behulp van een beeld-afgeleide invoerfunctie (IDIF), erop wijzend dat een gemengde benadering met IDIF en van bloedmonsters afgeleide IF voor late frames betere resultaten kan opleveren. Opgemerkt moet worden dat het gebruik van activiteit gemeten uit volledig (veneus) bloed uit de staart wordt beschouwd als een betrouwbare benadering in [18F] FDG, maar het vereist verdere correcties voor de activiteit van metabolieten in het geval van verschillende tracers36,37. Een van de meest kritieke punten van het hele protocol is de intraveneuze cannulatie, die veneuze toegang geeft voor het injecteren van zowel de radioactieve tracer voor de PET-scan als het gejodeerde contrastmiddel voor de CT-scan. Het zonder succes uitvoeren van deze kritieke stap resulteert in nutteloze beelden, omdat de effectieve hoeveelheid circulerende PET-tracer of CT CA lager kan zijn dan vereist. Deskundig personeel met een specifieke opleiding voor staartaderinjectie moet bij deze procedure worden betrokken om betrouwbare resultaten te verkrijgen.

Een nadeel van CT voor dynamische cardiale beeldvorming is de relatief lagere temporele resolutie in vergelijking met de VS en MRI, hoewel 3D cardiale beeldvorming met echografie het gebruik van een gemotoriseerde vertaalfase voor de sonde en daaropvolgende beeldregistratie vereist om correcte resultaten te krijgen. De noodzaak om consistente volumes CA te injecteren voor de juiste discriminatie van bloed en myocardium in gereconstrueerde beelden is een van de belangrijkste zorgen vanwege de intrinsieke lage gevoeligheid van de methodologie. In dit protocol hebben we het injectievolume van CA voor CT-onderzoeken beperkt tot 0,5 ml bij muizen en 2 ml bij ratten, met behulp van continue infusie gedurende 3 minuten bij 10 ml / h bij muizen en gedurende 5 minuten bij 24 ml / h bij ratten. We hebben waargenomen dat deze snelheden en volumes van injecties goed worden verdragen door de dieren. De hier beschreven hoeveelheden zijn in overeenstemming met of zijn kleiner dan gelijkwaardige protocollen die in de literatuur worden gevonden.

Nahrendorf et al. beschreven een Cine-CT-protocol voor de weergave van een muizenmyocardinfarct, waarbij een basale (pre-scan) bolusinjectie van 0,2 ml olie-in-water lipide-emulsiebloedpool CA gevolgd door een continue injectie van iomeprol bij 1 ml / h gedurende 1 uur38. Badea et al. vergeleken een vergelijkbaar cardiaal Cine-CT-protocol op basis van een 1 uur infusie van Isovue 370 (iopamidol) met een bolusinjectie van 0,5 ml/25 g lichaamsgewicht van Fenestra VC (olie-in-water lipide-emulsie), waarbij betere resultaten werden gevonden in termen van beeldcontrast in het tweede geval39. Dezelfde fabrikant van het Fenestra VC-contrastmiddel rapporteerde een aanbevolen injectievolume van 0,4 ml/20 g lichaamsgewicht voor vasculaire beeldvorming met micro-CT40. Nieuwe CA's met een hogere dichtheid zoals eXIA 160 XL, MVivo Au, Aurovist 15 nm of Exitron nano 12000 zijn echter onlangs op de preklinische markt gekomen en hebben het potentieel om de injectievolumes in cardiale micro-CT-protocollen te verminderen. Nebuloni et al. voerden een uitgebreide karakterisering van dergelijke CA's uit41. De stralingsdosis bij gated CT is een andere veel voorkomende zorg voor longitudinale studies; in dit geval is de maximale dosis voor het beschreven Cine-CT-protocol lager dan 200 mGy voor zowel muizen als ratten, zoals geschat op basis van eerdere dosimetrische karakterisering van onze CT-scanner42. Dit is ongeveer 5x lager dan de gerapporteerde dosis in de literatuur voor 4D cardiale CT-scans38,39 en 30x lager dan de gemiddelde dodelijke dosis voor totale lichaamsbestraling van kleine dieren, geschat op 6 Gy43.

Toepasbaarheid van het protocol op verschillende instrumentatie en software
Hoewel de specifieke instructies in dit protocol onvermijdelijk zijn afgestemd op een specifieke PET/CT-tomograaf, kunnen de hier gepresenteerde beeldvormingstaken worden aangepast aan verschillende beeldvormingssystemen. Met betrekking tot de PET-sectie van dit protocol hebben alle state-of-art PET- of PET/CT-systemen die zijn ontworpen voor onderzoek met kleine dieren prestatie-eisen (in termen van ruimtelijke en temporele resolutie) die geschikt zijn om het protocol uit te voeren. Wat cardiale CT betreft, kan het protocol veranderen afhankelijk van het specifieke cardio-respiratoire gatingsysteem dat wordt gebruikt (bijvoorbeeld extrinsiek of intrinsiek). De lezers kunnen verwijzen naar recente overzichtsartikelen en boekhoofdstukken voor een grondige bespreking van de mogelijkheden van de huidige PET-, CT- of PET / CT-systemen 44,45,46. Van belang is dat de CT- en PET-protocollen die in dit artikel worden gepresenteerd, onafhankelijk kunnen worden uitgevoerd, op basis van de mogelijkheden en eigenaardigheden van de tomografische instrumentatie die in gebruik is. Wij zijn daarom van mening dat de gepresenteerde procedures een nuttige referentie kunnen zijn voor elke beoefenaar die geïnteresseerd is in het voor het eerst uitvoeren van een cardiale PET / CT-studie op kleine dieren.

Elke gebruiker met voldoende vaardigheden in de algemene protocolopstelling van zijn eigen PET/CT-tomograaf moet in staat zijn om de vereiste aanpassingen op de gepresenteerde methode door te voeren om gelijkwaardige resultaten in zijn laboratorium te krijgen. Dezelfde argumenten kunnen worden gebruikt voor de sectie gewijd aan beeldanalyse. Een grondige lijst van alle beschikbare softwarepakketten voor cardiale PET- en cardiale CT-analyse valt buiten het doel van dit artikel. Veel andere vergelijkbare softwarepakketten gebruiken echter een vergelijkbare methodologie voor het genereren van polaire kaarten en regionale tracerkinetische analyse. De lezer kan verwijzen naar Wang et al.47 en referenties binnen voor de taak van PET-kwantificering en naar relevante onderzoeksartikelen 48,49,50 voor 4D CT-kwantificering. In dit geval hebben we besloten om dit protocol te richten op Carimas 51,52,53,54 en OsiriX 55,56,57,58 voor de kwantitatieve analyse van respectievelijk cardiale PET- en CT-beelden. Vanwege het wijdverbreide gebruik van deze tools, zijn we van mening dat deze keuze nuttig kan zijn om de interesse van de onderzoeksgemeenschap in de implementatie en toepassing van de gepresenteerde methoden te vergroten, in vergelijking met een discussie gericht op gesloten, commerciële en scannerspecifieke analysetools die door sommige fabrikanten van PET- en CT-scanners worden geleverd.

Wijzigingen in het kwantitatieve beeldanalyseprotocol
De hier getoonde voorbeeldresultaten zijn slechts een eenvoudige uitkomst van een eenvoudige kwantitatieve analysetaak, die als voldoende kan worden beschouwd voor de meeste praktische doeleinden in translationele cardiovasculaire onderzoeksexperimenten gericht op kleine diermodellen van hartletsel. Er zijn echter veel meer analysemogelijkheden mogelijk, te beginnen met de DICOM-beelden die het resultaat zijn van het acquisitie- / reconstructieprotocol dat in dit artikel wordt beschreven. Men zou bijvoorbeeld geïnteresseerd kunnen zijn in het toepassen van verschillende compartimentmodellen in plaats van de Patlak grafische analyse van dynamische [18F]FDG-PET-gegevens 59,60,61. Bovendien was de analyse van de hartfunctie op basis van 4D Cine-CT-beelden in dit protocol alleen globaal voor de hele LV, maar verschillende (voornamelijk commerciële) software stellen gebruikers in staat om spanningsanalyse en regionale wandbeweging, wandverdikking en regionale EF-analyse uit te voeren op basis van dezelfde afbeeldingen49. Toch zijn wij van mening dat de hier getoonde voorbeelden een goed uitgangspunt vormen voor meer diepgaande nabewerkings- en kwantitatieve taken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Daniele Panetta ontving subsidies voor de R&D van micro-CT-instrumentatie van Inviscan Sas.

Acknowledgments

Dit onderzoek werd gedeeltelijk ondersteund door het JPI-HDHL-INTIMIC "GUTMOM" Project: Maternal obesity and cognitive dysfunction in the offspring: Cause-effect role of the GUT MicrobiOMe and early dietary prevention (project no. INTIMIC-085, Italian Ministry of Education, University and Research Decree no. 946/2019).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% sterile saline Fresenius Kabi 0.9% sodium chloride for injection
1025L Physiological Monitoring Small Animal Instruments Physiological monitoring system for small animal imaging
5 mL syringes Artsana Syringes with needle for injection of PET tracer
Atomlab 500 Else Nuclear PET Dose calibrator
Atrium software Inviscan Version 1.5.5 PET/CT operating software
Butterfly catheters Delta Med 27.5 G needle
Carimas software Turku PET Center Version 2.10 Image analysis software
Fenestra VC Medilumine Lipid emulsion iodinated contrast agent for small animals
Heat lamp Heat lamp with clamp and switch
Insulin syringes Artsana Syringes with needle for injection of CT CA
Iomeron 400 mgI/mL Bracco Iomeprol, vascular contrast agent
IRIS PET/CT Inviscan PET/CT scanner for small animals
Isoflurane Zoetis Inhalation anesthetic, 250 mL
OneTouch Glucometer Johnson&Johnson Medical Glucose meter kit
Osirix MD software Pixmeo Version 11 Image analysis software
Oxygen Air liquide Compressed gas
Rectal probe for 1025L Small Animal Instruments Rectal probe with cable for SAII 1025L systems
Respiratory sensor for 1025L Small Animal Instruments Respiratory pillow with tubings for SAII 1025L systems
TJ-3A syringe pump Longer Motorized syringe pump for CT CA injection

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Zaragoza, C. Animal models of cardiovascular diseases. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 497841 (2011).
  2. Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: Tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovascular Pathology. 15 (6), 318-330 (2006).
  3. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  4. Menichetti, L., et al. MicroPET/CT imaging of αvß3 integrin via a novel 68Ga-NOTA-RGD peptidomimetic conjugate in rat myocardial infarction. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 40 (8), 1265-1274 (2013).
  5. Zhou, H., et al. Development of a micro-computed tomography-based image-guided conformal radiotherapy system for small animals. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 78 (1), 297-305 (2010).
  6. Di Lascio, N., Kusmic, C., Stea, F., Faita, F. Ultrasound-based pulse wave velocity evaluation in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54362 (2017).
  7. Dann, M. M., et al. Quantification of murine myocardial infarct size using 2-D and 4-D high-frequency ultrasound. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 322 (3), 359-372 (2022).
  8. Espe, E. K. Novel insight into the detailed myocardial motion and deformation of the rodent heart using high-resolution phase contrast cardiovascular magnetic resonance. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 15 (1), 82 (2013).
  9. Vanhove, C., et al. Accurate molecular imaging of small animals taking into account animal models, handling, anaesthesia, quality control and imaging system performance. EJNMMI Physics. 2 (1), 31 (2015).
  10. Garcia, M. J., et al. State of the art: Imaging for myocardial viability: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation: Cardiovascular Imaging. 13 (7), 000053 (2020).
  11. Panetta, D., et al. Cardiac computed tomography perfusion: Contrast agents, challenges and emerging methodologies from preclinical research to the clinics. Academic Radiology. 28 (1), 1-18 (2020).
  12. Kusmic, C. Up-regulation of heme oxygenase-1 after infarct initiation reduces mortality, infarct size and left ventricular remodeling: experimental evidence and proof of concept. Journal of Translational Medicine. 12 (1), 89 (2014).
  13. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: A model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
  14. Fischer, M., et al. Comparison of metabolic and functional parameters using cardiac 18F-FDG-PET in early to mid-adulthood male and female mice. EJNMMI Research. 11 (1), 7 (2021).
  15. Valenta, I., et al. Feasibility evaluation of myocardial cannabinoid type 1 receptor imaging in obesity: A translational approach. JACC: Cardiovascular Imaging. 11 (2), 320-332 (2018).
  16. Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  17. Carimas User Manual. , Available from: https://turkupetcentre.fl/carimas/files/archive/Html/a1.html (2022).
  18. Peters, A. M. Graphical analysis of dynamic data: The Patlak-Rutland plot. Nuclear Medicine Communications. 15 (9), 669-672 (1994).
  19. Choi, Y., et al. Parametric images of myocardial metabolic rate of glucose generated from dynamic cardiac PET and 2-[18F]fluoro-2-deoxy-d-glucose studies. Journal of Nuclear Medicine. 32 (4), 733-738 (1991).
  20. Laffon, E., Marthan, R. Is Patlak y-intercept a relevant metrics. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 48 (5), 1287-1290 (2021).
  21. Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. -P. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: Sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192-200 (2008).
  22. Ng, C. K. Sensitivity of myocardial fluorodeoxyglucose lumped constant to glucose and insulin. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 260 (2), 593-603 (1991).
  23. Shoghi, K. I., Welch, M. J. Hybrid image and blood sampling input function for quantification of small animal dynamic PET data. Nuclear Medicine and Biology. 34 (8), 989-994 (2007).
  24. Heuberger, J., Pixmeo, S., Rosset, A. OsiriX User Manual. Blurb. , San Francisco, CA. (2017).
  25. Cerqueira, M. D., et al. Standardized myocardial segmentation and nomenclature for tomographic imaging of the heart. A statement for healthcare professionals from the Cardiac Imaging Committee of the Council on Clinical Cardiology of the American Heart Association. Circulation. 105 (4), 539-542 (2002).
  26. Kolanowski, T. J., et al. Multiparametric evaluation of post-MI small animal models using metabolic ([18F]FDG) and perfusion-based (SYN1) heart viability tracers. International Journal of Molecular Sciences. 22 (22), 12591 (2021).
  27. Guiducci, L., et al. Contribution of organ blood flow, intrinsic tissue clearance and glycaemia to the regulation of glucose use in obese and type 2 diabetic rats: A PET study. Nutrition Metabolism and Cardiovascular Diseases. 21 (9), 726-732 (2011).
  28. Tadinada, S. M., et al. Functional resilience of C57BL/6J mouse heart to dietary fat overload. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 321 (5), 850-864 (2021).
  29. Dreyfuss, A. D., et al. A novel mouse model of radiation-induced cardiac injury reveals biological and radiological biomarkers of cardiac dysfunction with potential clinical relevance. Clinical Cancer Research. 27 (8), 2266-2276 (2021).
  30. Hsu, B. PET tracers and techniques for measuring myocardial blood flow in patients with coronary artery disease. Journal of Biomedical Research. 27 (6), 452-459 (2013).
  31. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  32. Kuntz, J., et al. Fully automated intrinsic respiratory and cardiac gating for small animal CT. Physics in Medicine and Biology. 55 (7), 2069-2085 (2010).
  33. Li, Y., Zhang, W., Wu, H., Liu, G. Advanced tracers in PET imaging of cardiovascular disease. BioMed Research International. 2014, 504532 (2014).
  34. Kim, D. -Y., Cho, S. -G., Bom, H. -S. Emerging tracers for nuclear cardiac PET imaging. Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 52 (4), 266-278 (2018).
  35. Maddahi, J., Packard, R. R. S. Cardiac PET perfusion tracers: Current status and future directions. Seminars in Nuclear Medicine. 44 (5), 333-343 (2014).
  36. Bentourkia, M. Kinetic modeling of PET data without blood sampling. IEEE Transactions on Nuclear Science. 52 (3), 697-702 (2005).
  37. Lammertsma, A. A. Forward to the past: The case for quantitative PET imaging. Journal of Nuclear Medicine. 58 (7), 1019-1024 (2017).
  38. Nahrendorf, M., et al. High-resolution imaging of murine myocardial infarction with delayed-enhancement cine micro-CT. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3172-3178 (2007).
  39. Badea, C. T., Fubara, B., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. 4-D micro-CT of the mouse heart. Molecular Imaging. 4 (2), 110-116 (2005).
  40. Technical Resources. MediLumine. , Available from: https://www.medilumine.com/technical-resources (2019).
  41. Nebuloni, L., Kuhn, G. A., Müller, R. A Comparative analysis of water-soluble and blood-pool contrast agents for in vivo vascular imaging with micro-CT. Academic Radiology. 20 (10), 1247-1255 (2013).
  42. Panetta, D., et al. Performance evaluation of the CT component of the IRIS PET/CT preclinical tomograph. Nuclear Instruments & Methods in Physics Research Section A: Accelerators Spectrometers Detectors and Associated Equipment. 805, 135-144 (2016).
  43. Gu, J., et al. At what dose can total body and whole abdominal irradiation cause lethal intestinal injury among C57BL/6J mice. Dose-Response. 18 (3), 1559325820956783 (2020).
  44. Amirrashedi, M., Zaidi, H., Ay, M. R. Advances in preclinical PET instrumentation. PET Clinics. 15 (4), 403-426 (2020).
  45. Clark, D. P., Badea, C. T. Advances in micro-CT imaging of small animals. Physica Medica. 88, 175-192 (2021).
  46. Belcari, N., Del Guerra, A., Panetta, D. High-Resolution and Animal Imaging Instrumentation and Techniques. Handbook of Particle Detection and Imaging. Grupen, C., Buvat, I. , Springer. Berlin, Heidelberg. 1497-1535 (2021).
  47. Wang, G., Rahmim, A., Gunn, R. N. PET Parametric imaging: Past, present, and future. IEEE Transactions on Radiation and Plasma Medical Sciences. 4 (6), 663-675 (2020).
  48. Befera, N. T., Badea, C. T., Johnson, G. A. Comparison of 4D-microSPECT and microCT for murine cardiac function. Molecular Imaging and Biology. 16 (2), 235-245 (2014).
  49. van Deel, E., Ridwan, Y., van Vliet, J. N., Belenkov, S., Essers, J. In vivo quantitative assessment of myocardial structure, function, perfusion and viability using cardiac micro-computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (108), e53603 (2016).
  50. Lee, C. -L., et al. Assessing cardiac injury in mice with dual energy-microCT, 4D-microCT and microSPECT imaging following partial-heart irradiation. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 88 (3), 686-693 (2014).
  51. Harms, H., et al. Comparison of clinical non-commercial tools for automated quantification of myocardial blood flow using oxygen-15-labelled water PET/CT. European Heart Journal - Cardiovascular Imaging. 15 (4), 431-441 (2013).
  52. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantitation with 15O-labelled water PET: High reproducibility of the new cardiac analysis software (CarimasTM). European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 36 (10), 1594-1602 (2009).
  53. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantification with Rb-82 PET: Good interobserver agreement of Carimas software on global, regional, and segmental levels. Annals of Nuclear Medicine. 36, 507-514 (2022).
  54. Nesterov, S. V., et al. One-tissue compartment model for myocardial perfusion quantification with N-13 ammonia PET provides matching results: A cross-comparison between Carimas, FlowQuant, and PMOD. Journal of Nuclear Cardiology. , (2021).
  55. Thackeray, J. T. Preclinical Multimodality Imaging and Image Fusion in Cardiovascular Disease. Image Fusion in Preclinical Applications. Kuntner-Hannes, C., Haemisch, Y. , Springer. Cham, Switzerland. 161-181 (2019).
  56. Vohra, R., Batra, A., Forbes, S. C., Vandenborne, K., Walter, G. A. Magnetic resonance monitoring of disease progression in mdx mice on different genetic backgrounds. The American Journal of Pathology. 187 (9), 2060-2070 (2017).
  57. Baehr, A., et al. Agrin promotes coordinated therapeutic processes leading to improved cardiac repair in pigs. Circulation. 142 (9), 868-881 (2020).
  58. Lalwani, K., et al. Contrast agents for quantitative microCT of lung tumors in mice. Comparative Medicine. 63 (6), 482-490 (2013).
  59. Bertoldo, A., et al. Evaluation of compartmental and spectral analysis models of [18F]FDG kinetics for heart and brain studies with PET. IEEE Transactions on Bio-medical Engineering. 45 (12), 1429-1448 (1998).
  60. Li, Y., Kundu, B. K. An improved optimization algorithm of the three-compartment model with spillover and partial volume corrections for dynamic FDG PET images of small animal hearts in vivo. Physics in Medicine and Biology. 63 (5), 055003 (2018).
  61. Mabrouk, R., Dubeau, F., Bentourkia, M., Bentabet, L. Extraction of time activity curves from gated FDG-PET images for small animals' heart studies. Computerized Medical Imaging and Graphics. 36 (6), 484-491 (2012).

Tags

Geneeskunde Nummer 190
Hoge resolutie cardiale positronemissietomografie/computertomografie voor kleine dieren
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Panetta, D., Guzzardi, M. A., La… More

Panetta, D., Guzzardi, M. A., La Rosa, F., Granziera, F., Terlizzi, D., Kusmic, C., Iozzo, P. High-Resolution Cardiac Positron Emission Tomography/Computed Tomography for Small Animals. J. Vis. Exp. (190), e64066, doi:10.3791/64066 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter