Mus heterotopisk cervikal hjertetransplantasjon ved bruk av vaskulære mansjetter
Summary
Mus hjertetransplantasjonsmodeller representerer verdifulle forskningsverktøy for å studere transplantasjonsimmunologi. Den nåværende protokollen beskriver mus heterotopisk cervikal hjertetransplantasjon som innebærer plassering av mansjetter på mottakerens felles halspulsåren og donorens lungearterie trunk for å tillate laminær blodstrøm.
Abstract
Murine modeller av hjertetransplantasjon er ofte brukt til å studere iskemi-reperfusjon skade, medfødte og adaptive immunresponser etter transplantasjon, og virkningen av immunmodulerende behandlinger på graft avvisning. Heterotopisk cervikal hjertetransplantasjon hos mus ble først beskrevet i 1991 ved hjelp av suturerte anastomoser og deretter modifisert for å inkludere mansjettteknikker. Denne modifikasjonen tillot forbedrede suksessrater, og siden da har det vært flere rapporter som har foreslått ytterligere tekniske forbedringer. Imidlertid forblir oversettelse til mer utbredt bruk begrenset på grunn av den tekniske vanskeligheten forbundet med transplantatanastomoser, noe som krever presisjon for å oppnå tilstrekkelig lengde og kaliber av mansjettene for å unngå vaskulær anastomotisk vridning eller overdreven spenning, noe som kan føre til skade på transplantatet. Denne protokollen beskriver en modifisert teknikk for å utføre heterotopisk cervikal hjertetransplantasjon hos mus som innebærer mansjettplassering på mottakerens felles halspulsåren og donorens lungearterie i samsvar med retningen av blodstrømmen.
Introduction
Abbott og medarbeidere publiserte1 den første beskrivelsen av heterotopisk abdominal hjertetransplantasjon hos rotter i 1964. Disse kirurgiske teknikkene ble raffinert og forenklet av Ono og medarbeidere i 19692. Corry og medarbeidere beskrev først en metode for heterotopisk abdominal hjertetransplantasjon hos mus i 1973; I likhet med de tidligere rapporterte rottemodellene innebar dette innpoding i vertens abdomen med revaskularisering ved ende-til-side anastomoser av donorens lungearterie og stigende aorta til mottakerens nedre vena cava og abdominal aorta, henholdsvis3. Heterotopisk cervikal hjertetransplantasjon hos rotter ble beskrevet av Heron i 1971 ved hjelp av teflonmansjetter laget av 16 G (1,6 mm ytre diameter) intravenøse katetre4. Chen5 og Matsuura et al.6 rapporterte senere heterotopisk cervikal hjertetransplantasjon hos mus i 1991, hvis teknikker hovedsakelig var forskjellige i deres metode for re-anastomose. Chens tilnærming involverte suturerte anastomoser av donorens stigende aorta til halspulsåren til mottakeren og donorens lungearterie til mottakerens ytre jugularis vena5. På grunn av den avanserte tekniske ferdigheten som kreves for disse mikrokirurgiske suturerte anastomosene, var det nødvendig med en betydelig mengde tid og erfaring for å oppnå en høy suksessrate. Matsuura og medarbeidere beskrev en metode som benyttet en ikke-sutur mansjettteknikk, lik den som ble brukt av Heron, som involverte ende-til-ende anastomoser ved hjelp av ekstra-luminal plassering av mansjetter. Han laget teflonmansjetter fra henholdsvis 22 G (0,8 mm ytre diameter) og 24 G (0,67 mm ytre diameter) intravenøse katetre og plasserte dem over mottakerens ytre vena jugularis og arteria carotis communis, henholdsvis6. Disse mansjettene ble deretter plassert inne i donorens lungearterie og aorta og sikret ved å binde en suturligatur rundt forbindelsen. Denne tilnærmingen oversatt til en forbedret suksessrate. Viktigst, det resulterte i en forkortelse av tiden som kreves for å fullføre begge cervikale anastomoser, og dermed redusere den varme iskemiske tiden til transplantatet til mindre enn en tredjedel av det som bruker abdominal sutureringsmetode. Videre, siden mansjettene er plassert rundt fartøyets ytre overflate, er det ingen fremmedlegeme utsatt for fartøyets lumen, noe som i stor grad reduserer muligheten for trombose etter operasjon7. I mellomtiden gir bruk av mansjettteknikken støtte rundt karene på anastomosestedet uten å kreve suturering, noe som reduserer risikoen for blødning etter revaskularisering6.
Tallrike revisjoner av denne teknikken har blitt foreslått. For å imøtekomme den korte lengden på musens felles halspulsåre (ca. 5 mm), utviklet Tomita et al.8 en modifikasjon av denne teknikken med en mindre arteriell mansjett (0,6 mm ytre diameter) mens man utelot å holde suturer og trekke arterien direkte gjennom mansjetten med fine tang i stedet. Wang og medarbeidere forenklet denne tilnærmingen ytterligere ved å plassere henholdsvis 22 G og 24 G mansjetter på donors høyre lungearterie og mottakers høyre arteria carotis communis, henholdsvis9. Ulike rapporter har beskrevet endringer i disse tilnærmingene, inkludert bruk av spesialiserte mansjetter, mikrokirurgiske klemmer, fartøydilatatorer og kardioplegi10,11,12. Spesielt involverer alle disse metodene retrograd blodsirkulasjon gjennom hjertet, med blod som strømmer fra mottakerens felles halspulsåren til donoraorta, koronararteriene, koronar sinus, deretter tømmes inn i høyre atrium og går ut fra lungearterien inn i mottakerens eksterne jugulære vene.
Sammenlignet med engraftment i magen, tilbyr cervikal hjertetransplantasjon flere fordeler. Som tidligere nevnt gir cervikal eksponering raskere revaskularisering og kortere varme iskemiske tider6. Den cervikale metoden er også mindre invasiv og er forbundet med kortere postoperative gjenopprettingstider, da den unngår laparotomi6. Det er viktig at ende-til-ende anastomoser med mansjetter kan utføres i stedet for ende-til-side anastomoser, noe som reduserer risikoen for komplikasjoner som anastomotisk blødning. Abdominal tilnærming gir også økt risiko for å utvikle trombotiske komplikasjoner i abdominal aorta eller dårligere vena cava, noe som fører til ryggmargsiskemi og lammelse av bakbenet. Den overfladiske cervikale plasseringen av transplantasjonen gir enkel tilgang til transplantatets levedyktighetsvurdering ved palpasjon, elektrokardiografi og invasiv eller ikke-invasiv avbildning. Selv om livmorhalstransplantatene gjenopptar spontan hjerteaktivitet etter reperfusjon, påvirker de ikke signifikant mottakerens systoliske og diastoliske parametere. Denne modellen gir verdifull innsikt for å studere cellulære responser etter transplantasjon, for eksempel iskemi-reperfusjonsskade og avstøtning av transplantat. Videre tilbyr denne modellen en ideell tilnærming for å tillate posttransplantasjonsavbildning, for eksempel intravital to-fotonmikroskopi eller positronemisjonstomografi (PET) avbildning. Til dette formål har vårt laboratorium tidligere rapportert metoder for å avbilde bevegelige vev og organer i musen, inkludert bankende murine hjerter og aortabuetransplantater etter heterotopisk cervikaltransplantasjon for å visualisere leukocytthandel under iskemi-reperfusjonsskade og i aterosklerotiske plakk, henholdsvis13,14,15 . I tillegg, på grunn av sin overfladiske plassering og enkle eksponering, er denne modellen egnet for hjertetransplantasjon16.
Denne rapporten beskriver en teknikk som muliggjør laminær blodstrøm med ekstern plassering av vaskulære mansjetter på karene som blodstrømmen stammer fra. Dette muliggjør en jevn overgang av blodstrømmen fra ett fartøy til det neste, og unngår eksponering av den distale karkanten i det vaskulære lumen. I tillegg benytter teknikken en større 20 G mansjett, i stedet for tidligere brukte 22 G mansjetter, for donorlungearterien for å sikre god retur av blodstrøm til mottakeren.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ved hjelp av denne teknikken kan mus heterotopisk cervikal hjertetransplantasjon utføres på mindre enn 40 minutter av en erfaren mikrokirurg og på omtrent 60 minutter av en mikrokirurg på inngangsnivå. Mens cervikal hjertetransplantasjon har blitt studert i mange dyremodeller, forblir en musemodell gullstandarden på grunn av flere veldefinerte genetiske stammer, genetiske endringsevner og tilgjengeligheten av mange reagenser, inkludert monoklonale antistoffer24. Teknikken beskrevet her gir e…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
DK støttes av National Institutes of Health tilskudd 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078, Veterans Administration Merit Review grant 1I01BX002730, og The Foundation for Barnes-Jewish Hospital.
Materials
| 6-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 7718729 | |
| 0.75% Providone iosine scrub | Priority Care Inc | NDC 57319-327-0 | |
| 10-0 nylon suture | Surgical Specialties Corporation | AK-0106 | |
| 655-nm nontargeted Q-dots | Invitrogen | Q21021MP | |
| 70% Ethanol | Pharmco Products Inc | 111000140 | |
| 8-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 1005597 | |
| Adson forceps | Fine Science Tools Inc | 91127-12 | |
| BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks) | Jackson Laboratories | ||
| Bipolar coagulator | Valleylab Inc | SurgII-20, E6008/E6008B | |
| Carprofen (Rimadyl) injection | Transpharm | 35844 | |
| Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet | Transpharm | 38995/37919 | |
| Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software | A&B Software | ||
| Dumont no. 5 forceps | Fine Science Tools Inc | 11251-20 | |
| Fine vannas style spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15000-03 | |
| GraphPad Prism 5.0 | Sun Microsystems Inc. | ||
| Halsey needle holder | Fine Science Tools Inc | 91201-13 | |
| Halsted-Mosquito clamp curved tip | Fine Science Tools Inc | 91309-12 | |
| Harvard Apparatus mouse ventilator model 687 | Harvard Apparatus | MA1 55-0001 | |
| Heparin solution (100 U/mL) | Abraxis Pharmaceutical Products | 504031 | |
| Imaris | Bitplane | ||
| Ketamine (50 mg/kg) | Wyeth | 206205-01 | |
| Microscope—Leica Wild M651 × 6–40 magnification | Leica Microsystems | ||
| Moria extra fine spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15396-00 | |
| Ohio isoflurane vaporizer | Parkland Scientific | V3000i | |
| Qdots | ThermoFisher | 1604036 | |
| S&T SuperGrip Forceps angled tip | Fine Science Tools Inc | 00649-11 | |
| S&T SuperGrip Forceps straight tip | Fine Science Tools Inc | 00632-11 | |
| Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride | Hospira Inc | NDC 0409-4888-20 | |
| Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators) | Puritan Medical Company LLC | 823-WC | |
| Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | SR-OX2032CA | |
| Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | R-OX2419CA | |
| ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 °C, 40% humidity) | Thermocare Inc | ||
| VetBond | Santa Cruz Biotechnology SC361931 | NC0846393 | |
| Xylazine (10 mg/kg) | Lloyd Laboratories | 139-236 |
References
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
- Heron, I. A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats. Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).
- Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
- Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
- Yu, Y., et al. Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice. Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).
- Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
- Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
- Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (180), e63504 (2022).
- Li, W., et al. Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).
- Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
- Li, W., et al. Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).
- Li, W., et al. Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis. Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).
- Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading – Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513 (2019).
- Ma, Y., et al. Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (160), e61103 (2020).
- Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).
- Hartley, C. J., et al. Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), 269-278 (2011).
- Bovenkamp, P. R., et al. Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI). MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).
- Wang, H. Small animal models of xenotransplantation. Methods in Molecular Biology. 885, 125-153 (2012).
- Martins, P. N. Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation. Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).
