Mus heterotopisk cervikal hjärttransplantation med vaskulära manschetter
Summary
Mushjärttransplantationsmodeller representerar värdefulla forskningsverktyg för att studera transplantationsimmunologi. Det nuvarande protokollet beskriver mus heterotopisk cervikal hjärttransplantation som innebär placering av manschetter på mottagarens gemensamma halspulsåder och givarens lungartärstam för att möjliggöra laminärt blodflöde.
Abstract
Murina modeller av hjärttransplantation används ofta för att studera ischemi-reperfusionsskada, medfödda och adaptiva immunsvar efter transplantation och effekten av immunmodulerande terapier på transplantatavstötning. Heterotopisk cervikal hjärttransplantation hos möss beskrevs först 1991 med suturerade anastomoser och modifierades därefter för att inkludera manschetttekniker. Denna modifiering möjliggjorde förbättrade framgångsgrader, och sedan dess har det funnits flera rapporter som har föreslagit ytterligare tekniska förbättringar. Översättningen till mer utbredd användning är dock fortfarande begränsad på grund av de tekniska svårigheterna i samband med transplantatanastomoser, vilket kräver precision för att uppnå tillräcklig längd och kaliber på manschetterna för att undvika vaskulär anastomotisk vridning eller överdriven spänning, vilket kan leda till skador på transplantatet. Detta protokoll beskriver en modifierad teknik för att utföra heterotopisk cervikal hjärttransplantation hos möss som innebär manschettplacering på mottagarens gemensamma halspulsåder och givarens lungartär i linje med blodflödets riktning.
Introduction
publicerade1 den första beskrivningen av heterotopisk bukhjärttransplantation hos råttor 1964. Dessa kirurgiska tekniker förfinades och förenklades av Ono et al. 19692. beskrev först en metod för heterotopisk bukhjärttransplantation hos möss 1973; I likhet med de tidigare rapporterade råttmodellerna involverade detta engraftment i värdens buk med revaskularisering genom end-to-side anastomoser av donatorns lungartär och stigande aorta till mottagarens underlägsna vena cava respektivebukaorta 3. Heterotopisk cervikal hjärttransplantation hos råttor beskrevs av Heron 1971 med hjälp av teflonmanschetter gjorda av 16 G (1,6 mm ytterdiameter) intravenösa katetrar4. Chen5 och Matsuura et al.6 rapporterade senare heterotopisk cervikal hjärttransplantation hos möss 1991, vars tekniker främst skilde sig åt i deras metod för re-anastomos. Chens tillvägagångssätt involverade suturerade anastomoser av givarens stigande aorta till mottagarens halspulsåder och givarens lungartär till mottagarens yttre halsven5. På grund av den avancerade tekniska skicklighet som krävs för dessa mikrokirurgiska suturerade anastomoser var en betydande tid och erfarenhet nödvändig för att uppnå en hög framgångsgrad. beskrev en metod som använde en icke-suturmanschettteknik, liknande den som användes av Heron, som involverade end-to-end anastomoser med hjälp av extra-luminal placering av manschetter. Han formade teflonmanschetter från 22 G (0,8 mm ytterdiameter) och 24 G (0,67 mm ytterdiameter) intravenösa katetrar och placerade dem över mottagarens yttre halsven respektive vanliga halspulsåder6. Dessa manschetter placerades sedan inuti donatorns lungartär och aorta och säkrades genom att binda en suturligatur runt anslutningen. Detta tillvägagångssätt översattes till en förbättrad framgångsgrad. Viktigast av allt, det resulterade i en förkortning av den tid som krävs för att slutföra båda cervikala anastomoserna, vilket minskar den varma ischemiska tiden för transplantatet till mindre än en tredjedel av den som använder buksutureringsmetoden. Eftersom manschetterna placeras runt kärlets yttre yta finns det ingen främmande kropp som utsätts för kärlets lumen, vilket i stor utsträckning minskar risken för trombos efter operation7. Under tiden ger användningen av manschetttekniken stöd runt kärlen på platsen för anastomosen utan att kräva någon suturering, vilket minskar risken för blödning efter revaskularisering6.
Många revideringar av denna teknik har föreslagits. För att rymma den korta längden på musens vanliga halspulsåder (cirka 5 mm) utvecklade Tomita et al.8 en modifiering av denna teknik med en mindre arteriell manschett (0,6 mm ytterdiameter) medan man utelämnade att hålla suturer och dra artären direkt genom manschetten med fina pincett istället. förenklade detta tillvägagångssätt ytterligare genom att placera 22 G och 24 G manschetter på donatorns högra lungartär respektive mottagarens högra gemensamma halspulsåder9. Olika rapporter har beskrivit modifieringar av dessa tillvägagångssätt, inklusive användning av specialiserade manschetter, mikrokirurgiska klämmor, kärldilatatorer och kardioplegi10,11,12. I synnerhet involverar alla dessa metoder den retrograda cirkulationen av blod genom hjärtat, med blod som strömmar från mottagarens gemensamma halspulsåder till givarens aorta, kranskärlen, koronar sinus, sedan tömning i höger atrium och utgång från lungartären till mottagarens yttre halsven.
Jämfört med engraftment i buken erbjuder cervikal hjärttransplantation flera fördelar. Som tidigare nämnts möjliggör cervikal exponering snabbare revaskularisering och kortare varma ischemiska gånger6. Den livmoderhalsiga metoden är också mindre invasiv och är förknippad med kortare postoperativa återhämtningstider eftersom den undviker en laparotomi6. Viktigt är att end-to-end anastomoser med manschetter kan utföras istället för end-to-side anastomoser, vilket minskar risken för komplikationer som anastomotisk blödning. Bukmetoden innebär också en ökad risk för att utveckla trombotiska komplikationer i bukaorta eller underlägsen vena cava, vilket leder till ryggmärgsischemi och bakbensförlamning. Den ytliga cervikala placeringen av transplantationen möjliggör enkel åtkomst till transplantatviabilitetsbedömning genom palpation, elektrokardiografi och invasiv eller icke-invasiv avbildning. Även om livmoderhalstransplantaten återupptar spontan hjärtaktivitet efter reperfusion, påverkar de inte signifikant mottagarens systoliska och diastoliska parametrar. Denna modell ger värdefull insikt för att studera cellulära svar efter transplantation, såsom ischemi-reperfusionsskada och transplantatavstötning. Dessutom erbjuder denna modell ett idealiskt tillvägagångssätt för att möjliggöra avbildning efter transplantation, såsom intravital tvåfotonmikroskopi eller positronemissionstomografi (PET) avbildning. För detta ändamål har vårt laboratorium tidigare rapporterat metoder för att avbilda rörliga vävnader och organ i musen, inklusive att slå murina hjärtan och aortabågtransplantat efter heterotopisk livmoderhalstransplantation för att visualisera leukocythandel under ischemi-reperfusionsskada och inom aterosklerotiska plack, respektive13,14,15 . Dessutom, på grund av dess ytliga läge och enkel exponering, är denna modell lämplig för hjärttransplantation16.
Denna rapport beskriver en teknik som möjliggör laminärt blodflöde med den yttre placeringen av vaskulära manschetter på kärlen från vilka blodflödet härstammar. Detta möjliggör en smidig övergång av blodflödet från ett kärl till nästa, vilket undviker exponering av den distala kärlkanten i kärllumen. Dessutom använder tekniken en större 20 G manschett, istället för tidigare använda 22 G manschetter, för donatorns lungartär för att säkerställa riklig återgång av blodflödet till mottagaren.
Protocol
Representative Results
Discussion
Med hjälp av denna teknik kan mus heterotopisk cervikal hjärttransplantation utföras på mindre än 40 minuter av en erfaren mikrokirurg och på cirka 60 minuter av en mikrokirurg på grundnivå. Medan cervikal hjärttransplantation har studerats i många djurmodeller, är en musmodell fortfarande guldstandarden på grund av flera väldefinierade genetiska stammar, genetiska förändringsfunktioner och tillgången på många reagenser, inklusive monoklonala antikroppar24. Tekniken som beskrivs …
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
DK stöds av National Institutes of Health-bidrag 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078, Veterans Administration Merit Review-bidrag 1I01BX002730 och The Foundation for Barnes-Jewish Hospital.
Materials
| 6-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 7718729 | |
| 0.75% Providone iosine scrub | Priority Care Inc | NDC 57319-327-0 | |
| 10-0 nylon suture | Surgical Specialties Corporation | AK-0106 | |
| 655-nm nontargeted Q-dots | Invitrogen | Q21021MP | |
| 70% Ethanol | Pharmco Products Inc | 111000140 | |
| 8-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 1005597 | |
| Adson forceps | Fine Science Tools Inc | 91127-12 | |
| BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks) | Jackson Laboratories | ||
| Bipolar coagulator | Valleylab Inc | SurgII-20, E6008/E6008B | |
| Carprofen (Rimadyl) injection | Transpharm | 35844 | |
| Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet | Transpharm | 38995/37919 | |
| Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software | A&B Software | ||
| Dumont no. 5 forceps | Fine Science Tools Inc | 11251-20 | |
| Fine vannas style spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15000-03 | |
| GraphPad Prism 5.0 | Sun Microsystems Inc. | ||
| Halsey needle holder | Fine Science Tools Inc | 91201-13 | |
| Halsted-Mosquito clamp curved tip | Fine Science Tools Inc | 91309-12 | |
| Harvard Apparatus mouse ventilator model 687 | Harvard Apparatus | MA1 55-0001 | |
| Heparin solution (100 U/mL) | Abraxis Pharmaceutical Products | 504031 | |
| Imaris | Bitplane | ||
| Ketamine (50 mg/kg) | Wyeth | 206205-01 | |
| Microscope—Leica Wild M651 × 6–40 magnification | Leica Microsystems | ||
| Moria extra fine spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15396-00 | |
| Ohio isoflurane vaporizer | Parkland Scientific | V3000i | |
| Qdots | ThermoFisher | 1604036 | |
| S&T SuperGrip Forceps angled tip | Fine Science Tools Inc | 00649-11 | |
| S&T SuperGrip Forceps straight tip | Fine Science Tools Inc | 00632-11 | |
| Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride | Hospira Inc | NDC 0409-4888-20 | |
| Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators) | Puritan Medical Company LLC | 823-WC | |
| Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | SR-OX2032CA | |
| Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | R-OX2419CA | |
| ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 °C, 40% humidity) | Thermocare Inc | ||
| VetBond | Santa Cruz Biotechnology SC361931 | NC0846393 | |
| Xylazine (10 mg/kg) | Lloyd Laboratories | 139-236 |
References
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
- Heron, I. A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats. Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).
- Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
- Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
- Yu, Y., et al. Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice. Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).
- Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
- Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
- Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (180), e63504 (2022).
- Li, W., et al. Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).
- Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
- Li, W., et al. Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).
- Li, W., et al. Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis. Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).
- Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading – Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513 (2019).
- Ma, Y., et al. Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (160), e61103 (2020).
- Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).
- Hartley, C. J., et al. Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), 269-278 (2011).
- Bovenkamp, P. R., et al. Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI). MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).
- Wang, H. Small animal models of xenotransplantation. Methods in Molecular Biology. 885, 125-153 (2012).
- Martins, P. N. Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation. Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).
