Summary

マウス手術モデルにおける拡張78%肝切除術

Published: May 24, 2024
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Summary

部分的な2/3(66%)肝切除術のマウスモデルは文献でよく説明されていますが、肝移植後のスモールフォーサイズ症候群を模倣したより広範な肝切除術はほとんど使用されていません。マウスモデルにおける拡張78%肝切除術手順について説明し、健康なマウスで術後致死率が約50%になります。

Abstract

マウスの部分的な2/3肝切除術は、肝臓の再生能力を研究し、多くの疾患モデルにおける肝臓切除の結果を調査するための研究で使用されています。マウスの古典的な部分的な 2/3 肝切除術では、5 つの肝葉のうち 2 つ、つまり肝臓質量の約 66% を占める左葉と正中葉が 一括 で切除され、術後生存率は 100% と予想されます。より積極的な部分肝切除術は技術的により困難であるため、マウスではほとんど使用されていません。当グループでは、左上葉、正中葉、右上葉を含む5つの肝葉のうち3つを別々に切除し、肝臓全体の約78%を切除する拡張肝切除術のマウスモデルを開発しました。この拡張切除は、他の点では健康なマウスでは、常に適切でタイムリーな再生を維持できるとは限らない残存肝臓を残します。再生に失敗すると、劇症肝不全により、最終的に術後 1 週間以内に 50% の致死率が得られます。マウスにおける拡張78%肝切除術のこの手順は、スモール・フォー・サイズ症候群の研究と、肝臓移植または癌の拡張肝切除の設定における肝臓再生と転帰を改善するための治療戦略の評価のためのユニークな手術モデルを表しています。

Introduction

1931年に初めて報告されたマウスおよびラットの外科的肝臓切除モデルは、肝臓再生の分子基盤を研究するために利用される最も一般的な実験モデルです。また、トランスレーショナルサイエンス研究において、長期にわたる肝切除術や最適でない肝移植片の移植後の転帰を改善するための戦略を試験し、開発するための有用性も期待できます1,2,3,4。マウスの部分肝切除術 (PH) では、総肝臓量 (TLM) の約 2/3 (66%) の除去が必要ですが、健康な動物で実施すると、優れた結果が得られます5。この手順は期間が短く、マウスの肝臓の解剖学的構造にほとんどばらつきがないため、簡単に再現でき、術後の生存率は通常100%に近くなります1。

左葉(LL)と正中葉(ML)の切除を含む部分的な2/3肝切除術は、葉の炎症や肝臓の流入と流出の制限によって比較的妨げられることなく、残存葉を再生することを可能にします。むしろ、PH後の肝臓の正弦波内皮細胞の門脈の流れとそれに続くせん断ストレスの増加は、内皮一酸化窒素合成酵素(eNOS)の発現の持続的なアップレギュレーションとそれに続く一酸化窒素(NO)の放出をもたらし、これは増殖と肝臓再生のための肝細胞のプライミングに貢献します3。非アルコール性脂肪性肝疾患などの疾患モデルや特定の遺伝的背景で 2/3 PH 後に一般的に研究される結果には、急性肝不全のリスク、肝臓再生能力の定性的および定量的測定、およびストレスや外傷に対するその他の生物学的反応が含まれます 1,3

しかし、機能的または解剖学的に小さなサイズの症候群を模倣したマウスモデルは、癌に対する長期の肝臓切除、または辺縁(脂肪症または長期の虚血時間)または部分的(分割または生体ドナーの肝臓からの)移植後に発生するため、まだ十分に確立されていません。このニーズに対処するには、最小の(および機能的な)肝臓腫瘤の維持を超えて拡張するより広範な肝臓切除のモデルが必要であり、これは、サイズに対して小さい肝臓症候群と、この症候群に関連する死亡率の上昇をモデル化する必要があります6,7

マウスの肝臓の解剖学的構造は、最小限のばらつきを示します。マウスの肝臓は5つの葉から構成され、それぞれが肝臓の総質量に占める割合は、左葉(LL;34.4 ± 1.9%)、中央葉(ML;26.2 ± 1.9%)、右上葉(右上葉とも呼ばれる)葉(RUL;16.6 ± 1.4%)、右下葉(右下葉とも呼ばれる)14.7 ± 1.4±%)です5.各葉は、肝動脈の枝、門脈の枝、および胆管5を含む門脈トライアドによって供給される。歴史的に、LLとMLを切除することにより2/3 PHを実行するいくつかの手法が説明されていました。これらには、1)切除された各葉の基部に単一の結紮糸を一括して配置する古典的な技術が含まれます。2)切除された葉の基部に適用されるチタンクリップを使用する止血クリップ技術。3)クランプの近位にピアス縫合糸を使用する血管指向の実質保存技術。4) 門脈と肝動脈の枝が葉切除術1 の前に結紮される血管指向の顕微手術技術。各手法には相対的な長所と短所がありますが、致死率が高いものはありません1,8,9

この研究では、マウスで78%PHを延長するための新しい方法を紹介します。このモデルでは、LL、ML、RULを含む5つの肝葉のうち3つが、結紮糸法を使用して別々に除去されます(図1)。この手順により、全肝臓量の約78%(77.2±5.2%)が切除されます。LLとMLを別々に除去するという私たちの選択は、古典的なPH技術のように「一括」ではなく、これら2つの葉の一括切除に関連する合併症を最小限に抑えます。たとえば、肝上大静脈狭窄や、単一の結紮糸が大静脈1に近すぎると残りの葉の壊死のリスクが高まります1011121314。これは、RULを削除する手順の最終ステップに進む前に重要です。8-12週齢の野生型C57BL/6マウスにおけるこの広範な肝切除術は、肝臓再生の失敗により、手術後1週間以内に50%の致死率を引き起こし、劇症肝不全を引き起こします15,16。このマウスモデルは、78%の肝切除術を延長した後の致死率の上昇を示しており、スモール・フォー・サイズ症候群の病態生理を適切に再現し、転帰を改善するための新しい戦略の開発と試験を可能にします。

Protocol

この手順プロトコルに記載されている方法は、ベスイスラエルディーコネスメディカルセンター(BIDMC)の施設動物管理および使用委員会(IACUC)によって承認されています。すべての実験は、IACUCおよびBIDMC動物研究施設ガイドラインに準拠して完了しました。 1. マウス術前準備 マウスの腹部を胸骨中央部から恥骨上部までバリカンで剃ります。 10…

Representative Results

78% の延長肝切除術が成功すると、8 週齢16 週齢の健康な成体マウスで 1 週間以内に 50% の死亡率が誘発されると予想されます。適切に実施されれば、最小限の失血が期待されます。持続する残留出血は、手動圧力で制御できます。手術後24時間以内の周術期死亡は、多くの場合、技術的なエラーによって引き起こされます。技術的な失敗には、大きな血管への不注意な損傷が…

Discussion

マウスで50%の致死率を引き起こす拡張78%肝切除術を成功させるには、各肝葉を正確に切除することが重要です。このレベルの能力と精度は、手順を繰り返し実行することによってのみ達成できます。トレーニング曲線はオペレーターによって異なりますが、通常は3〜6か月の練習が必要です。TLMの78%未満を切除する肝臓切除は生存率が高く、TLMの78%以上を切除する肝臓切除は致死率が高くな?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

HL086741 DK063275 PBとTAは、NHLBI T32トレーニング助成金HL007734からNRSAフェローシップの受賞者です。

Materials

2 x 2 Gauze Covidien 2146 Surgery: dissection
5-O Nylon Monofilament Suture Oasis 50-118-0631 Surgery: Skin closure
5-O Silk Suture Fine Science Tools 18020-50 Surgery: liver lobe ligation
5-O Vicryl Suture Ethicon NC9335902 Surgery: Abdominal wall closure
Addson Forceps Braintree Scientific FC028 Surgery: dissection
Alcohol Swabs (2) BD 326895 Disinfectant
Buprenorphine Extended Release Formulation  Zoopharm N/A Analgesia
Cordless Trimmer Braintree Scientific CLP-9868-14 Shaving
Curved Forceps Braintree Scientific FC0038 Surgery: dissection
Hemostat Braintree Scientific FC79-1 Surgery: dissection
Isoflurane Inhalant Anesthetic  Patterson Veterinary RXISO-250 General Anesthesia
Magnet Fixator (2-slot) (2) Braintree Scientific ACD-001 Surgery: to hold small retractors
Magnet Fixator (4-slot)  Braintree Scientific ACD-002 Surgery: to hold small retractors
Microscissors Braintree Scientific SC-MI 151 Surgery: dissection
Operating tray Braintree Scientific ACD-0014 Surgery: for establishment of surgical field 
Povidone Iodine 10% Swabstick (2) Medline MDS093901ZZ Disinfectant
Scalpel (15-blade) Aspen Surgical Products 371615 Surgery: dissection
Sharp Scissors (Curved) Braintree Scientific SC-T-406 Surgery: dissection
Sharp Scissors (Straight) Braintree Scientific SC-T-405 Surgery: dissection
Small Cotton-Tipped Applicators Fisher Scientific 23-400-118 Surgery: dissection
Tissue Forceps (Straight x2) Braintree Scientific FC1001 Surgery: dissection
Warming Pad (18" x 26") Stryker TP 700 Warming
Warming Pad Pump Stryker TP 700 Warming
Wire Handle Retractor (2)  Braintree Scientific ACD-005 Surgery: to facilitate exposure of peritoneal cavity
Xenotec Isoflurane Small Animal Anesthesia System Braintree Scientific EZ-108SA General Anesthesia: Contains Isoflurane vaborizer & console, Induction chamber, Regulator/Hose, Facemask (M)

References

  1. Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. Rodent models of partial hepatectomies. Liver Int. 28 (1), 3-11 (2008).
  2. Higgins, G., Anderson, R. Experimental pathology of the liver I. Restoration of the liver of the white rat following partial surgical removal. Arch Pathol. 12, 186-202 (1931).
  3. Koniaris, L. G., McKillop, I. H., Schwartz, S. I., Zimmers, T. A. Liver regeneration. J Am Coll Surg. 197 (4), 634-659 (2003).
  4. Fausto, N., Campbell, J. S., Riehle, K. J. Liver regeneration. Hepatology. 43 (2), S45-S53 (2006).
  5. Inderbitzin, D., et al. Magnetic resonance imaging provides accurate and precise volume determination of the regenerating mouse liver. J Gastrointest Surg. 8 (7), 806-811 (2004).
  6. Clavien, P. A., et al. What is critical for liver surgery and partial liver transplantation: size or quality. Hepatology. 52 (2), 715-729 (2010).
  7. Dahm, F., Georgiev, P., Clavien, P. A. Small-for-size syndrome after partial liver transplantation: definition, mechanisms of disease and clinical implications. Am J Transplant. 5 (11), 2605-2610 (2005).
  8. Hori, T., et al. Simple and reproducible hepatectomy in the mouse using the clip technique. World J Gastroenterol. 18 (22), 2767-2774 (2012).
  9. Kamali, C., et al. Extended liver resection in mice: state of the art and pitfalls-a systematic review. Eur J Med Res. 26 (1), 6 (2021).
  10. Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 3 (7), 1167-1170 (2008).
  11. Borowiak, M., et al. Met provides essential signals for liver regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (29), 10608-10613 (2004).
  12. Boyce, S., Harrison, D. A detailed methodology of partial hepatectomy in the mouse. Lab Anim (NY). 37 (11), 529-532 (2008).
  13. Greene, A. K., Puder, M. Partial hepatectomy in the mouse: technique and perioperative management. J Invest Surg. 16 (2), 99-102 (2003).
  14. Mitchell, C., Willenbring, H. Erratum: A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 9 (6), 1532 (2014).
  15. Studer, P., et al. Significant lethality following liver resection in A20 heterozygous knockout mice uncovers a key role for A20 in liver regeneration. Cell Death Differ. 22 (12), 2068-2077 (2015).
  16. Longo, C. R., et al. A20 protects mice from lethal radical hepatectomy by promoting hepatocyte proliferation via a p21waf1-dependent mechanism. Hepatology. 42 (1), 156-164 (2005).
  17. Michalopoulos, G. K., DeFrances, M. C. Liver regeneration. Science. 276 (5309), 60-66 (1997).
  18. Diehl, A. M., Rai, R. M. Liver regeneration. 3. Regulation of signal transduction during liver regeneration. FASEB J. 10 (2), 215-227 (1996).
  19. . A comparison of selected organ weights and clinical pathology parameters in male and female CD-1 and CByB6F1 hybrid mice 12-14 weeks in age Available from: https://www.criver.com/sites/default/files/resources/doc_a/AComparisonofSelectedOrganWeightsandClinicalPathologyParametersinMaleandFemaleCD-1andCByB6F1HybridMice12-14WeeksinAge.pdf (2023)
  20. CD-1® IGS mouse. Charles River Laboratories Available from: https://www.criver.com/products-services/find-model/cd-1r-igs-mouse?region=3611 (2023)
  21. C57BL/6J mouse organ weight. The Jackson Laboratory Available from: https://www.jax.org/de/-/media/jaxweb/files/jax-mice-and-services/b6j-data-summary.xlsx (2023)
  22. Inderbitzin, D., et al. Regenerative capacity of individual liver lobes in the microsurgical mouse model. Microsurgery. 26 (6), 465-469 (2006).
  23. Zhou, X., et al. L-carnitine promotes liver regeneration after hepatectomy by enhancing lipid metabolism. J Transl Med. 21 (1), 487 (2023).
  24. Linecker, M., et al. Omega-3 fatty acids protect fatty and lean mouse livers after major hepatectomy. Ann Surg. 266 (2), 324-332 (2017).
  25. Haber, B. A., et al. High levels of glucose-6-phosphatase gene and protein expression reflect an adaptive response in proliferating liver and diabetes. J Clin Invest. 95 (2), 832-841 (1995).
  26. Rickenbacher, A., et al. Arguments against toxic effects of chemotherapy on liver injury and regeneration in an experimental model of partial hepatectomy. Liver Int. 31 (3), 313-321 (2011).
  27. Aravinthan, A. D., et al. The impact of preexisting and post-transplant diabetes mellitus on outcomes following liver transplantation. Transplantation. 103 (12), 2523-2530 (2019).
  28. Gonzalez, H. D., Liu, Z. W., Cashman, S., Fusai, G. K. Small for size syndrome following living donor and split liver transplantation. World J Gastrointest Surg. 2 (12), 389-394 (2010).
  29. Mahmud, N., et al. Risk prediction models for post-operative mortality in patients with cirrhosis. Hepatology. 73 (1), 204-218 (2021).
  30. Kooby, D. A., et al. Impact of steatosis on perioperative outcome following hepatic resection. J Gastrointest Surg. 7 (8), 1034-1044 (2003).
  31. Ma, K., et al. A mesenchymal-epithelial transition factor-agonistic antibody accelerates cirrhotic liver regeneration and improves mouse survival following partial hepatectomy. Liver Transpl. 28 (5), 782-793 (2022).
  32. Hori, T., et al. Simple and sure methodology for massive hepatectomy in the mouse. Ann Gastroenterol. 24 (4), 307-318 (2011).
  33. Ramsey, H. E., et al. A20 protects mice from lethal liver ischemia/reperfusion injury by increasing peroxisome proliferator-activated receptor-alpha expression. Liver Transpl. 15 (11), 1613-1621 (2009).
  34. Arvelo, M. B., et al. A20 protects mice from D-galactosamine/lipopolysaccharide acute toxic lethal hepatitis. Hepatology. 35 (3), 535-543 (2002).

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Citer Cet Article
Brennan, P., Patel, N., Aridi, T., Zhan, M., Angolano, C., Ferran, C. Extended 78% Hepatectomy in a Mouse Surgical Model. J. Vis. Exp. (207), e66528, doi:10.3791/66528 (2024).

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