Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea
Summary
Un modelo de ratón estándar de la hemorragia subaracnoidea por el Círculo de Willis intraluminal perforación se describe. Perforación de vasos y hemorragia subaracnoidea son monitoreados por el monitoreo de la presión intracraneal. Además diversos parámetros vitales se registran y se controlan para mantener las condiciones fisiológicas.
Abstract
En esta publicación de vídeo se presenta un modelo estandarizado de ratón de la hemorragia subaracnoidea (HSA). El sangrado es inducida por el Círculo endovascular de perforación Willis (CWP) y probado por (ICP) de control de presión intracraneal. De este modo se consigue una distribución homogénea en la sangre espacios subaracnoideos que rodean la circulación arterial y fisuras del cerebelo. Fisiología animal es mantenido por la intubación, ventilación mecánica y monitorización continua en línea de diversos parámetros fisiológicos y cardiovasculares: la temperatura corporal, la presión arterial sistémica, la frecuencia cardíaca y saturación de la hemoglobina. De este modo la presión de perfusión cerebral se puede monitorizar bien que resulta en un volumen de menos variable de sangre extravasada. Esto permite una mejor estandarización de perforación filamento endovascular en ratones y hace que todo el modelo altamente reproducible. Por lo tanto, es fácilmente disponible para estudios farmacológicos y fisiopatológicos en tipo salvaje y genéticaLY alterado ratones.
Introduction
SAH es el subtipo tiempos con el resultado menos beneficioso para los pacientes: el 40% de los pacientes mueren dentro de un mes después de que el sangrado 1 y sobrevivientes raramente tienen un desenlace clínico favorable.
La gran mayoría del SAHS espontáneos (80%) son causados por la ruptura de aneurismas intracraneales, que se encuentran principalmente a lo largo de la anterior y la arteria comunicante posterior, la arteria basilar, y la arteria cerebral media (ACM) 2.
Tales aneurismas son difíciles de modelar en los animales y por lo tanto los modelos animales de la HSA se llevan a cabo ya sea por inyección de sangre en el espacio / ventrículos cerebrales subaracnoidea o por perforación endovascular de un recipiente subaracnoidea.
Inyección de sangre autóloga en la cisterna magna es fácil de realizar y reproducible como el volumen de la sangre puede ser controlado directamente 3. Desgraciadamente, algunos aspectos de la fisiopatología HSA, por ejemplo, ellesión de los vasos, no puede ser modelado por este procedimiento. Otro enfoque técnico para la inducción de la HSA es la apertura de una vena intracisternal 4.
Sin embargo, la CWP intraluminal en la sucursal de la CRM parece ser el procedimiento que los modelos de la fisiopatología de los seres humanos más estrechamente 5. El método fue desarrollado y descrito primero en ratas por Bederson y colegas y al mismo tiempo por Veelken y colegas 6,7. Más tarde, el modelo de perforación intraluminal se adaptó a ratones 8,9. Un filamento se inserta en la arteria carótida externa (ACE) y avanzó a la base del cráneo a través de la arteria carótida interna (ACI). En el punto de la MCA ramificación filamento perfora el recipiente e induce una hemorragia en el espacio subaracnoideo en la base del cráneo. Luego, la sangre se distribuye en el espacio subaracnoideo restante a lo largo de las fisuras y los vasos sanguíneos. El sangrado se detiene por la formación del coágulo en el sitio de la perforación, pero rebleedings, WHich suelen ser perjudiciales en pacientes 10, pueden ocurrir. Por consiguiente, el modelo de filamento endovascular se convirtió en un modelo de HSA ampliamente utilizado durante los últimos años. La desventaja del modelo de perforación filamento más frecuentemente mencionado es que el volumen de sangrado no se puede controlar directamente y por lo tanto puede ser variable. Esta variabilidad puede ser reducida significativamente por un control estricto de la fisiología animal y la PIC posthemorrágica.
Los ratones tienen la gran ventaja de que un gran número de cepas modificadas genéticamente están disponibles. Sin embargo, debido a su pequeño tamaño de los procedimientos quirúrgicos tienden a ser más complejo que en especies más grandes, por ejemplo, ratas o conejos. Por lo tanto la reducción de escala de las técnicas desarrolladas para las ratas a los ratones a menudo no da lugar a los resultados deseados, por ejemplo, como los ratones tienen un peso corporal y el volumen de sangre muy limitadas técnicas no invasivas para la presión arterial y análisis de gases en sangre, así como para la saturación de la hemoglobina y la monitorización de la frecuencia cardíacadeberá aplicarse siempre que sea posible. Por consiguiente, el objetivo de la publicación actual es para describir el modelo de perforación filamento para HSA en ratones y para demostrar cómo este modelo se puede realizar de una manera estandarizada y altamente reproducible.
Protocol
Representative Results
Discussion
Las opciones de tratamiento después de la HSA son escasos y en su mayoría ineficaces. Por lo tanto la fisiopatología del daño cerebral post-hemorrágica necesita ser entendido más con el fin de identificar nuevas dianas terapéuticas y desarrollar nuevos enfoques terapéuticos. Estandarizados y modelos animales bien reproducibles en animales modificados genéticamente, es decir, ratones, son cruciales para tales investigaciones. El modelo de CWP se ha convertido en un modelo ampliamente utilizado para HSA …
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
La investigación actual está financiada por la Fundación para la Investigación Solorz-Zak.
Materials
| Equipment | |||
| operation microscope | Leica | KL2500 | |
| isoflurane vaporizer | Harvard Instruments | Continuous Flow Vaporizer | |
| respirator | Hugo Sachs | Minivent 845 | |
| microcapnograph | Hugo Sachs | Type 340 | |
| temperature controller | FHC | DC Temperature Controller | |
| dental drill | Paggen | Labset- N | |
| ICP monitor | Codman | ICP monitor | |
| blood pressure monitor | AD Instruments | Bridge Amp FE221 | |
| syringe pump | World Precision Instruments | SP101IZ | |
| pulsoximeter | Kent Scientific | MouseSTAT | |
| LDF | Perimed | Periflux 5000 | |
| analog data monitor | AD Instruments | Power Lab 16/35 | |
| Material | |||
| cement for ICP probe fixation | Speiko | Carboxylate cement | |
| glue for LDF probe fixation | Bob Smith Industries | Cyanoacrylate glue (Maxi Cure and Insta Set) | |
| venous catheter | Johnson & Johnson | Jelco winged i.v. catheter; REF 4076 | modified intubation tube |
| tubing for femoral catheter | Smiths Medical | Fine Bore Polythene Tubing; ID 0.28 mm OD 0.61 mm; REF 800/100/100 | cut to 30 cm length |
| filament for vessel perforation | Ethicon | Prolene 5-0 | cut to 12 mm length |
| surgical equipment | Fine Scientific Instruments | forceps medical #5, vessel scissors 8 cm, microclip 4 mm jaw |
Riferimenti
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