Summary

Beoordeling van de levensvatbaarheid van menselijk vet Injectie in Naakt Muizen met Micro-Computed Tomography

Published: January 07, 2015
doi:

Summary

Fat grafting is an essential technique for reconstructing soft tissue deficits. However, it remains an unpredictable procedure characterized by variable graft survival. Our goal was to devise a mouse model that utilizes a novel imaging method to compare volume retention between differing techniques of fat graft preparation and delivery.

Abstract

Lipotransfer een essentieel instrument in armamentarium de chirurg voor de behandeling van stoornissen zachte weefsel van het hele lichaam. Vet is het ideale zacht weefsel vulstof is gemakkelijk beschikbaar, gemakkelijk te verkrijgen, goedkoop en inherent biocompatibel. 1 Ondanks de groeiende populariteit, wordt vet enten gehinderd door onvoorspelbare resultaten en variabele transplantaatoverleving, met gepubliceerde retentie ergens van 10 -80%. 1-3

Onderzoeken op vet enten vergemakkelijken, hebben we daarom ontwikkelde een diermodel dat maakt real-time analyse van geïnjecteerde vet retentie volume. In het kort wordt een kleine snede gemaakt in de hoofdhuid van een CD-1 naakt muis en 200-400 pl verwerkte lipoaspirate wordt op de schedel geplaatst. De hoofdhuid wordt gekozen als de ontvanger plaats vanwege de afwezigheid van natief onderhuids vet, en vanwege de uitstekende achtergrond contrast door het calvarium, die helpthet analyseproces. Micro-computertomografie (micro-CT) wordt gebruikt om het transplantaat bij basislijn en elke twee weken daarna gescand. De CT-beelden worden gereconstrueerd, en een beeldverwerkingsprogramma wordt gebruikt om transplantaat volumes kwantificeren.

Traditioneel technieken om vet transplantaat volume beoordelen noodzakelijk hebben euthanizing de studie dier om slechts een enkele beoordeling van de graft gewicht en volume te bieden door fysieke meting ex vivo. Biochemische en histologische vergelijkingen die hebben ook vereist de studie dier te worden gedood. Deze beschreven beeldvormingstechniek biedt het voordeel visualiseren en kwantificeren objectief volume op verschillende tijdstippen na de eerste enting zonder de studie dier offeren. De techniek wordt beperkt door de grootte van het implantaat kan worden geïnjecteerd als grotere enten risico huid en vet necrose. Deze methode heeft een hulpprogramma voor alle studies die vet levensvatbaarheid graft en retentie volume. Het is bijzonder goed geschikt om'S DIEng een visuele weergave van vet transplantaten en volgende volumeveranderingen tijd.

Introduction

Soft tissue defects arise from a variety of causes including trauma, tumor resection, aging, and congenital anomaly. They can be debilitating for patients, and represent one of the most common, yet challenging problems for reconstructive surgeons. Many methods exist for addressing soft tissue deficiencies, such as local and free flaps, collagen injections, and synthetic fillers.4-8 However, since its first documented use by Neuber in 18931, autologous fat transfer remains the gold standard for the repair of soft tissue deficits, as it is ready available, easy and safe to harvest, and naturally compatible.1,2

Despite these advantages, autologous fat grafts suffer from unpredictable and variable survival, with retention rates ranging anywhere from 10-80% over time.1-3,9 In order to account for this expected loss of volume and symmetry, surgeons must often overcorrect when filling soft tissue defects, or perform multiple follow-up procedures.

Poorly vascularized graft beds are partly to blame for this tissue resorption. Additionally, the lack of a benchmark analysis method to compare graft survival may also contribute to the inconsistency in reported results. A precise method for measuring graft volume would reduce measurement error when evaluating retention rates. This in turn would help researchers more accurately identify the causative factors that affect graft survival. Although many laboratory animal models have facilitated both quantitative and qualitative assessment of human fat graft survival, most are based on histological and biochemical means and require sacrificing the study animal to yield a single measurement.3,10-12 Little has been reported on the use of imaging techniques to enumerate fat graft volume retention in vivo.

A handful of clinical studies have shown more effective measurement techniques using imaging. Magnetic Resonance Imaging (MRI) was employed by Hörl et al. to measure fat graft survival13, and CT was utilized by Har-Shai et al. and Fontdevila et al. in their analyses of volume retention after grafting in patients who suffered from HIV.14,15 Employing three-dimensional (3D) imaging software, Meier et al. measured volume retention in humans after autologous fat grafting by comparing images from the preoperative and postoperative period.16

Yet, a standardized method employing imaging to measure fat graft survival is lacking in basic science research. A high resolution imaging approach for assessing the volumes of fat grafts would allow not only for accurate and reproducible volume measurements, but also for repeated measurements allowing visualization of the evolution of fat graft survival in a real time fashion.

Protocol

OPMERKING: Experimentele protocollen en toestemming van de patiënt vormen voor het verkrijgen van vet werden beoordeeld en door de Stanford University Institutional Review Board (Protocol # 2188) goedgekeurd. Alle dierlijke procedures werden goedgekeurd door de Stanford administratieve Panel on Laboratory Animal Care (APLAC) onder Protocol # 9999. Alle experimenten werden uitgevoerd met een strikte naleving van de veiligheid dierlijke en humane richtlijnen zorg. 1. Vet Oogsten De…

Representative Results

Vet grafts geleidelijk kleiner in volume over de studie, resulterend in 62,2% gemiddelde overlevingstijd in week 8 (figuur 4A) 24 Na afloop van de Week 8 scan werd elk vet transplantaat geëxtraheerd uit één stuk. Een Wilcoxan rank sum test werd gebruikt om het verschil tussen volumemetingen vet transplantaten verkregen met elk micro-CT of berekend uit fysieke massa vergelijken. Er werd geen significant verschil gevonden tussen deze twee methoden (tweezijdige p-waarde = 0,9362). <s…

Discussion

Tot nu toe zijn de meeste onderzoekers zich op niet-beeldvormende modaliteiten om de lange-termijn overleving van vet enten te kwantificeren, maar deze methoden vereisen het offer van de studie van dieren en de opbrengst slechts een enkele meting. 3,10-12 Onze studie vertegenwoordigt een verbeterde analysemethode die doelstelling, real-time kwantificering van vet transplantaat overleving maakt in een muismodel.

Kritische in dit proces zorgen dat voldoende immuungecompromitteerde m…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Deze studie werd ondersteund door de Oak Foundation, de Hagey Laboratory for Pediatric Regeneratieve Geneeskunde, en het National Institute of Health, Subsidies NIHR21DE019274, NIHR01DE019434, NIHR01DE021683 en NIHU01HL099776 om MTLDCW werd gesteund door de ACS Franklin H. Martin Faculty Research Fellowship, de Hagey laboratorium voor Pediatric Regenerative Medicine, en de Stanford University Child Health Research Institute Faculteit Scholar Award. Micro-CT werd uitgevoerd aan de Stanford Centrum voor Innovatie in in vivo beeldvorming.

Materials

Reagents and Materials Manufacturer
SAL lipoaspirate N/A
Centrifuge Beckman Coulter, Inc., Pasadena, CA
50 ml conical tubes BD Biosciences, San Jose, CA
CD-1 nude mice (Crl:CD1-Foxn1nu) Charles River Laboratories, Inc., Wilmington, MA
Isoflurane Henry Schein, Dublin, OH
2.5% Betadine Purdue Pharma, L.P., Stamford, CT
70% Ethanol solution  Gold Shield, Hayward, CA
1cc luer-lock syringe BD Biosciences, San Jose, CA
14 gauge cannula Shippert Medical, Centennial, CO
Forceps Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
Tenotomy scissors Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
6-0 nylon suture Ethicon, Blue Ash, OH
Phosphate buffered saline Gibco, Carlsbad, CA
micro-CT scanner  Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Phantom  TriFoil Imaging, Northridge, CA
Imaging analysis software IRW, Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Scale  Mettler-Toledo International, Inc., Columbus, OH

Riferimenti

  1. Gir, P., et al. Fat grafting: evidence-based review on autologous fat harvesting, processing, reinjection, and storage. Plast Reconstr Surg. 130 (1), 249-258 (2012).
  2. Kaufman, M. R., et al. Autologous fat transfer national consensus survey: trends in techniques for harvest, preparation, and application, and perception of short- and long-term results. Plast Reconstr Surg. 119 (1), 323-331 (2007).
  3. Smith, P., et al. Autologous human fat grafting: effect of harvesting and preparation techniques on adipocyte graft survival. Plast Reconstr Surg. 117 (6), 1836-1844 (2006).
  4. Eppley, B. L., Dadvand, B. Injectable soft-tissue fillers: clinical overview. Plast Reconstr Surg. 118 (4), 98e-106e (2006).
  5. Yarborough, J. M. The treatment of soft tissue defects with injectable collagen. Am J Med Sci. 290 (1), 28-31 (1985).
  6. Baumann, D. P., Butler, C. E. Soft tissue coverage in abdominal wall reconstruction. Surg Clin North Am. 93 (5), 1199-1209 (2013).
  7. Tukiainen, E. Chest wall reconstruction after oncological resections. Scand J Surg. 102 (1), 9-13 (2013).
  8. Zan, T., et al. Surgical treatment of facial soft-tissue deformities in postburn patients: a proposed classification based on a retrospective study. Plast Reconstr Surg. 132 (6), 1001e-1014e (2013).
  9. Bucky, L. P., Percec, I. The science of autologous fat grafting: views on current and future approaches to neoadipogenesis. Aesthet Surg J. 28 (3), 313-321 (2008).
  10. Lee, J. H., et al. The effect of pressure and shear on autologous fat grafting. Plast Reconstr Surg. 131 (5), 1125-1136 (2013).
  11. Kirkham, J. C., et al. The impact of liposuction cannula size on adipocyte viability. Ann Plast Surg. 69 (4), 479-481 (2012).
  12. Medina, M. A., et al. 3rd et al. Polymer therapy: a novel treatment to improve fat graft viability. Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2270-2282 (2011).
  13. Horl, H. W., Feller, A. M., Biemer, E. Technique for liposuction fat reimplantation and long-term volume evaluation by magnetic resonance imaging. Ann Plast Surg. 26 (3), 248-258 (1991).
  14. Har-Shai, Y., Lindenbaum, E. S., Gamliel-Lazarovich, A., Beach, D., Hirshowitz, B. An integrated approach for increasing the survival of autologous fat grafts in the treatment of contour defects. Plast Reconstr Surg. 104 (4), 945-954 (1999).
  15. Fontdevila, J., et al. Assessing the long-term viability of facial fat grafts: an objective measure using computed tomography. Aesthet Surg J. 28 (4), 380-386 (2008).
  16. Meier, J. D., Glasgold, R. A., Glasgold, M. J. Autologous fat grafting: long-term evidence of its efficacy in midfacial rejuvenation. Arch Facial Plast Surg. 11 (1), 24-28 (2009).
  17. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  18. Coleman, S. R. Structural fat grafting: more than a permanent filler. Plast Reconstr Surg. 118 (3 Suppl), 108S-120S (2006).
  19. Pu, L. L., Coleman, S. R., Cui, X., Ferguson, R. E., Vasconez, H. C. Autologous fat grafts harvested and refined by the Coleman technique: a comparative study. Plast Reconstr Surg. 122 (3), 932-937 (2008).
  20. Matsumoto, D., et al. Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection. Tissue Eng. 12 (12), 3375-3382 (2006).
  21. Yoshimura, K., Suga, H., Eto, H. Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation. Regen Med. 4 (2), 265-273 (2009).
  22. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  23. Habte, F., et al. Impact of a multiple mice holder on quantitation of high-throughput MicroPET imaging with and without Ct attenuation correction. Mol Imaging Biol. 15 (5), 569-575 (2013).
  24. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  25. Thanik, V. D., et al. A murine model for studying diffusely injected human fat. Plast Reconstr Surg. 124 (1), 74-81 (2009).
check_url/it/52217?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Atashroo, D. A., Paik, K. J., Chung, M. T., McArdle, A., Senarath-Yapa, K., Zielins, E. R., Tevlin, R., Duldulao, C. R., Walmsley, G. G., Wearda, T., Marecic, O., Longaker, M. T., Wan, D. C. Assessment of Viability of Human Fat Injection into Nude Mice with Micro-Computed Tomography. J. Vis. Exp. (95), e52217, doi:10.3791/52217 (2015).

View Video