Summary

הערכה של יכולת הקיום של הזרקת שומן האנושי בעכברי עירום עם מיקרו-טומוגרפיה ממוחשבת

Published: January 07, 2015
doi:

Summary

Fat grafting is an essential technique for reconstructing soft tissue deficits. However, it remains an unpredictable procedure characterized by variable graft survival. Our goal was to devise a mouse model that utilizes a novel imaging method to compare volume retention between differing techniques of fat graft preparation and delivery.

Abstract

Lipotransfer הוא כלי חיוני בארסנל של המנתח לטיפול בגירעונות ברקמות רכים של כל הגוף. השומן הוא מילוי רקמות הרך האידיאלי כפי שהוא זמין, להשיג בקלות, זול, ומטבעו ביולוגית. 1 עם זאת, למרות הפופולריות הגואה שלו, השתלת שומן הקשתה על ידי תוצאות בלתי צפויות והישרדות שתל משתנה, עם שיעורי ההחזקה פורסמו נעים בכל מקום בין 10 -80%. 1-3

כדי להקל על חקירות בהשתלת שומן, יש לנו ולכן פיתחתי מודל חיה המאפשר ניתוח של שימור נפח שומן מוזרק בזמן אמת. בקצרה, חתך קטן נעשה בקרקפת של עכבר בעירום CD-1 ו200-400 μl של lipoaspirate מעובד ממוקם מעל הגולגולת. הקרקפת נבחרה כאתר נמען בגלל העדרו של שומן תת עורי המקומי, ובגלל הניגוד המצוין רקע הניתן על ידי calvarium, אשר מסייע בתהליך הניתוח. טומוגרפיה ממוחשבת-מיקרו (מיקרו-CT) משמשת כדי לסרוק את השתל בתחילת מחקר ובכל שבועיים לאחר מכן. תמונות CT משוחזרות, ותוכנת הדמיה משמשת לכמת כרכי שתל.

באופן מסורתי, טכניקות להערכת שומן שתל נפח חייבו הרדמת חסד בבעלי החיים המחקר לספק רק הערכה אחת של משקל ונפח שתל על ידי מדידה פיזית vivo לשעבר. השוואות ביוכימיים והיסטולוגית שכמו כן נדרשו בעלי החיים המחקר להיות מורדמים. טכניקת הדמיה שתוארה זה מציעה את היתרון של הדמיה ואובייקטיבית כימות היקף בנקודות זמן מרובות לאחר השתלה ראשונית מבלי להקריב בעלי החיים המחקר. הטכניקה מוגבלת על ידי הגודל של השתל יכול להיות מוזרקים כמו עור סיכון שתלים גדולים יותר ונימק שומן. לשיטה זו כלי לכל מחקרי הערכת כדאיות שתל שומן ושימור נפח. הוא טוב במיוחד מתאים לproviding ייצוג חזותי של שתלי שומן ובעקבות שינויים בנפח לאורך זמן.

Introduction

Soft tissue defects arise from a variety of causes including trauma, tumor resection, aging, and congenital anomaly. They can be debilitating for patients, and represent one of the most common, yet challenging problems for reconstructive surgeons. Many methods exist for addressing soft tissue deficiencies, such as local and free flaps, collagen injections, and synthetic fillers.4-8 However, since its first documented use by Neuber in 18931, autologous fat transfer remains the gold standard for the repair of soft tissue deficits, as it is ready available, easy and safe to harvest, and naturally compatible.1,2

Despite these advantages, autologous fat grafts suffer from unpredictable and variable survival, with retention rates ranging anywhere from 10-80% over time.1-3,9 In order to account for this expected loss of volume and symmetry, surgeons must often overcorrect when filling soft tissue defects, or perform multiple follow-up procedures.

Poorly vascularized graft beds are partly to blame for this tissue resorption. Additionally, the lack of a benchmark analysis method to compare graft survival may also contribute to the inconsistency in reported results. A precise method for measuring graft volume would reduce measurement error when evaluating retention rates. This in turn would help researchers more accurately identify the causative factors that affect graft survival. Although many laboratory animal models have facilitated both quantitative and qualitative assessment of human fat graft survival, most are based on histological and biochemical means and require sacrificing the study animal to yield a single measurement.3,10-12 Little has been reported on the use of imaging techniques to enumerate fat graft volume retention in vivo.

A handful of clinical studies have shown more effective measurement techniques using imaging. Magnetic Resonance Imaging (MRI) was employed by Hörl et al. to measure fat graft survival13, and CT was utilized by Har-Shai et al. and Fontdevila et al. in their analyses of volume retention after grafting in patients who suffered from HIV.14,15 Employing three-dimensional (3D) imaging software, Meier et al. measured volume retention in humans after autologous fat grafting by comparing images from the preoperative and postoperative period.16

Yet, a standardized method employing imaging to measure fat graft survival is lacking in basic science research. A high resolution imaging approach for assessing the volumes of fat grafts would allow not only for accurate and reproducible volume measurements, but also for repeated measurements allowing visualization of the evolution of fat graft survival in a real time fashion.

Protocol

הערה: פרוטוקולי ניסוי וטפסי הסכמת מטופל לקבלת שומן היו נבדקו ואושרו על ידי אוניברסיטת סטנפורד Institutional Review Board (פרוטוקול # 2,188). נהלי כל החיה אושרו על ידי הפנל המנהלי סטנפורד במעבדת טיפול בבעלי חיים (APLAC) לפי הפרוטוקול # 9999. כל הניסויים שנערכו עם הקפדה על בטיחות בבעלי חיים …

Representative Results

שתלי שומן ירדו בהדרגה בנפח במהלך המחקר, וכתוצאה מכך 62.2% הישרדות ממוצעת על ידי 8. (איור 4 א) בשבוע 24 בסיום סריקת השבוע 8, כל שתל שומן הופק בחתיכה אחת. בדיקת סכום דרגת Wilcoxan שימשה להשוות את ההבדל בין מדידות נפח של שתלי שומן מתקבלים על ידי שני מיקרו-CT או מחושבים ?…

Discussion

עד לנקודה זו, רוב החוקרים הסתמכו על שיטות הלא הדמיה לכמת את ההישרדות לטווח הארוך של שתלי שומן, אך שיטות אלה דורשים הקרבת בעלי החיים המחקר ולהניב רק מדידה אחת. 3,10-12 המחקר שלנו מייצג שיטת ניתוח השתפרה המאפשרת אובייקטיבי, כימות של הישרדות שתל שומן בזמן אמת במודל של ?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

מחקר זה נתמך על ידי קרן Oak, המעבדה Hagey לילדי רפואת רגנרטיבית, והמכון הלאומי לבריאות, מענקי NIHR21DE019274, NIHR01DE019434, NIHR01DE021683, וNIHU01HL099776 לMTLDCW נתמכה על ידי ACS פרנקלין H. מרטין הפקולטה למחקר המלגה, Hagey מעבדה לילדי רפואת רגנרטיבית, והפקולטה Scholar פרס אוניברסיטת סטנפורד מכון מחקר לבריאות הילד. מיקרו-CT נערך במרכז סטנפורד לחדשנות בin vivo הדמיה.

Materials

Reagents and Materials Manufacturer
SAL lipoaspirate N/A
Centrifuge Beckman Coulter, Inc., Pasadena, CA
50 ml conical tubes BD Biosciences, San Jose, CA
CD-1 nude mice (Crl:CD1-Foxn1nu) Charles River Laboratories, Inc., Wilmington, MA
Isoflurane Henry Schein, Dublin, OH
2.5% Betadine Purdue Pharma, L.P., Stamford, CT
70% Ethanol solution  Gold Shield, Hayward, CA
1cc luer-lock syringe BD Biosciences, San Jose, CA
14 gauge cannula Shippert Medical, Centennial, CO
Forceps Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
Tenotomy scissors Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
6-0 nylon suture Ethicon, Blue Ash, OH
Phosphate buffered saline Gibco, Carlsbad, CA
micro-CT scanner  Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Phantom  TriFoil Imaging, Northridge, CA
Imaging analysis software IRW, Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Scale  Mettler-Toledo International, Inc., Columbus, OH

Riferimenti

  1. Gir, P., et al. Fat grafting: evidence-based review on autologous fat harvesting, processing, reinjection, and storage. Plast Reconstr Surg. 130 (1), 249-258 (2012).
  2. Kaufman, M. R., et al. Autologous fat transfer national consensus survey: trends in techniques for harvest, preparation, and application, and perception of short- and long-term results. Plast Reconstr Surg. 119 (1), 323-331 (2007).
  3. Smith, P., et al. Autologous human fat grafting: effect of harvesting and preparation techniques on adipocyte graft survival. Plast Reconstr Surg. 117 (6), 1836-1844 (2006).
  4. Eppley, B. L., Dadvand, B. Injectable soft-tissue fillers: clinical overview. Plast Reconstr Surg. 118 (4), 98e-106e (2006).
  5. Yarborough, J. M. The treatment of soft tissue defects with injectable collagen. Am J Med Sci. 290 (1), 28-31 (1985).
  6. Baumann, D. P., Butler, C. E. Soft tissue coverage in abdominal wall reconstruction. Surg Clin North Am. 93 (5), 1199-1209 (2013).
  7. Tukiainen, E. Chest wall reconstruction after oncological resections. Scand J Surg. 102 (1), 9-13 (2013).
  8. Zan, T., et al. Surgical treatment of facial soft-tissue deformities in postburn patients: a proposed classification based on a retrospective study. Plast Reconstr Surg. 132 (6), 1001e-1014e (2013).
  9. Bucky, L. P., Percec, I. The science of autologous fat grafting: views on current and future approaches to neoadipogenesis. Aesthet Surg J. 28 (3), 313-321 (2008).
  10. Lee, J. H., et al. The effect of pressure and shear on autologous fat grafting. Plast Reconstr Surg. 131 (5), 1125-1136 (2013).
  11. Kirkham, J. C., et al. The impact of liposuction cannula size on adipocyte viability. Ann Plast Surg. 69 (4), 479-481 (2012).
  12. Medina, M. A., et al. 3rd et al. Polymer therapy: a novel treatment to improve fat graft viability. Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2270-2282 (2011).
  13. Horl, H. W., Feller, A. M., Biemer, E. Technique for liposuction fat reimplantation and long-term volume evaluation by magnetic resonance imaging. Ann Plast Surg. 26 (3), 248-258 (1991).
  14. Har-Shai, Y., Lindenbaum, E. S., Gamliel-Lazarovich, A., Beach, D., Hirshowitz, B. An integrated approach for increasing the survival of autologous fat grafts in the treatment of contour defects. Plast Reconstr Surg. 104 (4), 945-954 (1999).
  15. Fontdevila, J., et al. Assessing the long-term viability of facial fat grafts: an objective measure using computed tomography. Aesthet Surg J. 28 (4), 380-386 (2008).
  16. Meier, J. D., Glasgold, R. A., Glasgold, M. J. Autologous fat grafting: long-term evidence of its efficacy in midfacial rejuvenation. Arch Facial Plast Surg. 11 (1), 24-28 (2009).
  17. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  18. Coleman, S. R. Structural fat grafting: more than a permanent filler. Plast Reconstr Surg. 118 (3 Suppl), 108S-120S (2006).
  19. Pu, L. L., Coleman, S. R., Cui, X., Ferguson, R. E., Vasconez, H. C. Autologous fat grafts harvested and refined by the Coleman technique: a comparative study. Plast Reconstr Surg. 122 (3), 932-937 (2008).
  20. Matsumoto, D., et al. Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection. Tissue Eng. 12 (12), 3375-3382 (2006).
  21. Yoshimura, K., Suga, H., Eto, H. Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation. Regen Med. 4 (2), 265-273 (2009).
  22. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  23. Habte, F., et al. Impact of a multiple mice holder on quantitation of high-throughput MicroPET imaging with and without Ct attenuation correction. Mol Imaging Biol. 15 (5), 569-575 (2013).
  24. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  25. Thanik, V. D., et al. A murine model for studying diffusely injected human fat. Plast Reconstr Surg. 124 (1), 74-81 (2009).
check_url/it/52217?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Atashroo, D. A., Paik, K. J., Chung, M. T., McArdle, A., Senarath-Yapa, K., Zielins, E. R., Tevlin, R., Duldulao, C. R., Walmsley, G. G., Wearda, T., Marecic, O., Longaker, M. T., Wan, D. C. Assessment of Viability of Human Fat Injection into Nude Mice with Micro-Computed Tomography. J. Vis. Exp. (95), e52217, doi:10.3791/52217 (2015).

View Video