Técnicas de Análise de vesículas extracelulares utilizando citometria de fluxo

Summary

Existem muitos métodos diferentes para a medição de vesículas extracelulares (SVE) utilizando citometria de fluxo (FCM). Vários aspectos devem ser considerados para determinar o método mais adequado para usar. Dois protocolos de VE de medição são apresentadas, usando detecção individual ou uma abordagem baseada no talão.

Abstract

Vesículas extracelular (VE) são pequenas, vesículas derivadas de membrana encontrados nos fluidos corporais que são altamente envolvido na comunicação célula-célula e ajudam a regular uma variada gama de processos biológicos. Análise de EVs usando citometria de fluxo (FCM) tem sido notoriamente difícil devido ao seu pequeno tamanho e falta de populações discretas positivas para os marcadores de interesse. Métodos de análise EV, enquanto melhorou consideravelmente na última década, ainda são um trabalho em andamento. Infelizmente, não há one-size-fits-all protocolo, e vários aspectos devem ser considerados para determinar o método mais adequado para usar. Apresentado aqui estão várias técnicas diferentes para o processamento de EVs e dois protocolos para a análise de EVs usando detecção individual ou uma abordagem baseada no talão. Os métodos descritos aqui vai ajudar com eliminando os agregados de anticorpos normalmente encontrados em preparações comerciais, aumentando a relação sinal-ruído, e portões configuração em um f racionalashion que minimiza a detecção de fluorescência de fundo. O primeiro protocolo utiliza um método individual de detecção que é especialmente adequado para a análise de um grande volume de amostras clínicas, enquanto que o segundo protocolo utiliza uma abordagem baseada no grânulo para capturar e detectar os VE e exossomas menores.

Introduction

Vesículas extracelular (VE) são pequenas, vesículas derivadas de membrana encontrados nos fluidos corporais que são altamente envolvido na comunicação célula-célula e ajudam a regular uma variada gama de processos biológicos. Análise de EVs usando citometria de fluxo (FCM) tem sido notoriamente difícil devido ao seu pequeno tamanho e falta de populações discretas positivas para os marcadores de interesse. Métodos de análise EV, enquanto melhorou consideravelmente na última década, ainda são um trabalho em andamento. Infelizmente, não há one-size-fits-all protocolo, e vários aspectos devem ser considerados para determinar o método mais adequado para usar. Apresentado aqui estão várias técnicas diferentes para o processamento de EVs e dois protocolos para a análise de EVs usando detecção individual ou uma abordagem baseada no talão. Os métodos descritos aqui vai ajudar com eliminando os agregados de anticorpos normalmente encontrados em preparações comerciais, aumentando a relação sinal-ruído, e portões configuração em um f racionalashion que minimiza a detecção de fluorescência de fundo. O primeiro protocolo utiliza um método individual de detecção que é especialmente adequado para a análise de um grande volume de amostras clínicas, enquanto que o segundo protocolo utiliza uma abordagem baseada no grânulo para capturar e detectar os VE e exossomas menores.

VE, também conhecidos como micropartículas, são pequenas, vesículas derivadas de membrana encontrados nos fluidos corporais que estão envolvidos na comunicação célula-célula e ajudam a regular uma variada gama de processos biológicos ^1. Através da expressão de vários marcadores de superfície e / ou a transferência directa de material biológico, VE é capaz de alterar a função das células receptoras para jogar ou activação ou supressão de funções na comunicação intercelular ^2-4. VE, derivados de plaquetas Clinicamente são conhecidas por terem forte actividade anticoagulante ^5, enquanto outros têm sido mostrados para contribuir para uma vasta gama de condições, de promoção do tumor metastasis ⁶ a proteger contra a doença ^7. EVs podem ser classificados em categorias menores de vesículas derivadas de células, tais como exossomos e microvesículas (MVs), dependendo do seu tamanho e do mecanismo da geração ^8. A nomenclatura de subpopulações de vesículas derivadas de células continua a ser um tema de debate em curso ^8,9, no entanto, exossomos são geralmente descritos como pequena, 40 a 100 nm partículas derivadas da fusão endosomal com a membrana plasmática, enquanto MVs são maiores de 100 a 1.000 partículas nm formado por derramamento da membrana plasmática ^10. Aqui, o termo geral "EVs" será usado para se referir a todos os tipos de vesículas extracelulares biológicos liberadas pelas células.

Isolamento de VE de sangue total é um processo multi-passo e muitas variáveis ​​de processamento diferentes têm sido demonstrado que afectam o conteúdo EV, incluindo a temperatura e duração de armazenamento ^11,12, anticoagulante / conservante utilizado e ¹³método de centrifugação usado ^14. A necessidade de padronização dessas variáveis ​​levou a recomendações da Sociedade Internacional sobre Trombose e processamento de sangue e isolamento EV procedimentos Haemostasis Comité Científico e Normalização (ISTH SSC) para o bom ^15,16, ainda não existe um consenso entre os pesquisadores sobre o protocolo ideal usar ^12. A maioria concorda, no entanto, que as variáveis ​​pré-analíticas rigidamente controladas são cruciais para a dados precisos e reprodutíveis.

A fim de analisar EVs, os pesquisadores têm utilizado vários métodos, incluindo microscopia eletrônica de transmissão ^17, microscopia eletrônica de varredura ^18,19, microscopia de força atômica, luz dinâmica de espalhamento ^20,21 e western blot ^22,23. Enquanto FCM é o método de escolha para muitos pesquisadores ^{9,24 – 26,} devido às suas capacidades de alto rendimento, a análise de EVs usando FCM tem sidonotoriamente difícil devido ao seu tamanho e falta de populações positivas discretas ^27-32. Em comparação com a análise de células, o tamanho pequeno das EVs resulta em 1) menos fluorescência emitida, devido ao menor número de antigénios por partícula e 2) viabilidade limitada de lavagem pós-mancha, a qual é necessária para reduzir a fluorescência de fundo. Desafios comuns entre os pesquisadores incluem sinais decorrentes de agregados de imunoglobulinas ^27,28 e auto-agregação de anticorpos ^29. Além disso, os tempos de processamento longos e procedimentos de lavagem / isolamento morosos utilizados por muitos dos protocolos actuais requerem ^33,34 compromissos de tempo de vários dias para analisar um pequeno número de amostras, tornando-os menos do que ideal para aplicações de alto débito. Alguns pesquisadores renunciar a um passo de lavagem por completo, tornando tradicionalmente utilizados controles negativos FCM como uma fluorescência menos (FMO) e isotipos de anticorpos inútil para avaliar com precisão bacfluorescência kground ^30.

Nossos protocolos de enfrentar três problemas comuns que podem impedir a análise FCM adequada de EVs: Os sinais resultantes de agregados de anticorpos e outros não-vesículas, dificuldade em remover o anticorpo não ligado, e falta de populações positivos discerníveis. As técnicas descritas aqui irão auxiliar com eliminando os agregados de anticorpos normalmente encontradas em preparações comerciais, o aumento da razão sinal-para-ruído, e definindo portões de uma forma racional, que minimiza a detecção de fluorescência de fundo. Dois métodos diferentes de detecção são aqui apresentados: o primeiro protocolo utiliza um método de detecção individual que é especialmente bem adequado para a análise de um grande volume de amostras clínicas, enquanto que o segundo protocolo utiliza uma abordagem baseada em grânulos para capturar e detectar os VE e exossomas menores.

Protocol

NOTA: Os seguintes protocolos foram realizados em conformidade com todas as diretrizes institucionais, nacionais e internacionais para o bem-estar humano. Todas as amostras de sujeitos humanos foram testados no âmbito de um Conselho de Revisão Institucional (IRB) protocolo -aprovado e com o consentimento informado dos sujeitos. 1. MÉTODO A: Método de Detecção Pessoa 1.1) Processamento de Amostra de Sangue / Isolamento de EVs Extrair o sangue do dado…

Representative Results

A Figura 1 apresenta o esquema de tratamento global para o isolamento e detecção de veículos eléctricos, utilizando quer o método baseado em grânulo ou método de detecção individual. Detecção individual de EVs usando FCM funciona bem para a análise de EVs maiores, mas a maioria dos cytometers não são capazes de detectar individualmente partículas tão pequenas como exossomos. Uma abordagem baseada em grânulo permite VE pequenas para serem detectados, no entanto, existem desvantagen…

Discussion

Dois diferentes protocolos para o isolamento, tratamento e análise de VE foram apresentados, utilizando quer uma individual de detecção ou de aproximação baseadas em esferas. Selecionando o método mais adequado para usar nem sempre é fácil e requer uma compreensão da amostra a ser testada, bem como as subpopulações de interesse individuais. Além disso, a sensibilidade do citómetro usado para a aquisição deve ser considerado quando se escolhe o método mais adequado. Muitas vezes não há melhor protocolo …

Materials

LSR II benchtop flow cytometer	BD Biosciences		3-laser (20 mW Coherent Sapphire 488 nm blue, 25 mW Coherent Vioflame 405 nm violet, and 17 mW JDS Uniphase HeNe 633nm red)
FACS Diva software	BD Biosciences		PC version 6.0
FlowJo software	Treestar US		Mac version 9.6.1 or PC version 7.6.5
Sphero Rainbow fluorescent particles	BD Biosciences	556298	used to adjust all channel voltages to maintain fluorescence intensity consistency
Ultra Rainbow fluorescent particles	Spherotech	URFP-10-5	used in addition to Megamix-Plus SSC beads to ensure EV gating consistency from batch to batch
Megmix-Plus SSC beads	Biocytex	7803	used to adjust FSC and SSC  voltages to maintain  consistency  between runs. Can also used to monitor flow rate and ajust flow rate dial in order to ensure that same flow rate is used in all runs
AbC Anti-Mouse Bead Kit	Life Technologies	A-10344	used for compensation controls & negative AbC beads used for beads-based method
Nonidet P-40 Alternative (NP-40) (CAS 9016-45-9)	Santa Cruz	sc-281108	used in the individual detection method only to lyse samples after initial reading for use as negative controls. Stock may be diluted to 1:10 in PBS and stored in fridge for up to 1 month.
BD TruCOUNT Tubes	BD Biosciences	340334	used whenver absolute EV concentrations are needed
Ultrafree-MC, GV 0.22 µm Centrifugal Filter Units	Millipore	UFC30GVNB	used to post-stain wash Evs and/or fractionate EVs based on size
Vacutainer glass whole blood tubes ACD-A	BD Biosciences	364606
Facs tubes 12×75 polystrene	BD Biosciences	352058
50mL Reservoirs individually wrapped	Phenix	RR-50-1s
Green-Pak pipet tips – 10µL	Rainin	GP-L10S
Green-Pak pipet tips -200µL	Rainin	GP-L250S
Green -Pak pipet tips – 1000µL	Rainin	GP-L1000S
Stable Stack L300 tips presterilized	Rainin	SS-L300S
Pipet-Lite XLS 8 Channel LTS Adjustable Spacer	Rainin	LA8-300XLS
96 well tissue culture plates	E&K Scientific	EK-20180
RPMI 1640 Media (without Hepes)	UCSF Cell Culture Facility	CCFAE001	media used for bead-based detection method
Dulbeccos PBS D-PBS, CaMg-free, 0.2µm filtered	UCSF Cell Culture Facility	CCFAL003
Ultracentrifuge Tube, Thinwall, Ultra-Clear	BECKMAN COULTER INC	344058
PANEL I
CD3 PerCP-Cy5.5	Biolegend	344808	2 µl
CD14 APC-Cy7	Biolegend	301820	2 µl
CD16 V450	BD Biosciences	560474	2 µl
CD28 FITC	biolegend	302906	2 µl
CD152 APC	BD Biosciences	555855	2 µl
CD19 A700	Biolegend	302226	2 µl
PANEL II
CD41a PerCP-Cy5.5	BD Biosciences	340930	2 µl
CD62L APC	Biolegend	304810	2 µl
CD108 PE	BD Biosciences	552830	2 µl
CD235a FITC	biolegend	349104	2 µl
PANEL III
CD11b PE-Cy7	Biolegend	301322	2 µl
CD62p APC	Biolegend	304910	2 µl
CD66b PE	Biolegend	305106	2 µl
CD15 FITC	exalpha	X1496M	5 µl
CD9 PE	Biolegend	555372
CD63 APC	Biolegend	353008
APC-Cy7 Ms IgG2a, κ	Biolegend	400230