당뇨병 쥐의 부고환 지방 세포에 이식 된 지지체 지지대 지지대
Summary
이 프로토콜은 murine islet isolation과 decellularized scaffold상의 seeding을 증명합니다. Scaffold-supported 랑게질을 streptozotocin (STZ) 유도 당뇨병 생쥐의 부고환 지방 패드에 이식 하였다. 아일 레트는 이식 부위에서 생존하고 고혈당 상태를 역전시켰다.
Abstract
이 렛 이식은 제 1 형 당뇨병 치료에 효과적이라는 것이 임상 적으로 입증되었습니다. 그러나 현재의 간 이식 전략은 급성 전혈 반응을 일으켜 가난한 췌도 이식을 일으킬 수 있습니다. 여기, 우리는 당뇨병 마우스 모델에서 epididymal fat pad (EFP)와 같은 간외 이식 부위에서 랑게르한스 섬 이식을위한 강력한 프로토콜을보고합니다. C57BL / 6J 마우스에서 고 수율로 islet을 분리하고 정제하는 프로토콜과 decellularized scaffold (DCS)에 랑게르한스 섬을 뿌리고 당뇨병을 유발 한 동종 C57BL / 6J 마우스의 EFP 사이트에 이식하는 방법을 설명합니다 스트렙토 조 토신. 500 개의 랑게르한스를 함유 한 DCS 그래프트는 10 일 이내에 고혈당 상태를 역전 시켰으며, DCS가없는 자유로운 랑슐은 적어도 30 일을 필요로했다. 정상 혈당은 이식편이 외과 될 때까지 최대 3 개월 동안 유지되었다. 결론적으로, DCS는 섬의 생육을 tEFP의 extrahepatic site는 쉽게 추출 할 수 있으며 인공 지지체의 성공적인 생존을 위해 필요한 다른 이식 매개 변수뿐만 아니라 발판 재료를 조사하기위한 재현 가능하고 유용한 플랫폼을 제공 할 수 있습니다.
Introduction
제 1 형 당뇨병 (T1D)은 췌도 세포가 면역계에 의해 제거되어 환자가 평생 동안 외인성 인슐린 주사에 의존하게하는자가 면역 내분비 장애입니다. 에드먼턴 프로토콜은 췌도 이식에 대한 임상 연구에서 획기적인 사건입니다. islets은 문맥을 통해 주입하고 intrahepatic 사이트 1에 이식했다. 그러나 기증자 섬의 부적절한 공급원과 빈약 한 섬나기 생식의 두 가지 주요 장애물은 섬 이주의 넓은 성공을 방해합니다 2 . 일반적으로 한 환자의 고혈당 상태를 되돌리기 위해 3 개의 사체 기증자에게서 섬을 수집해야합니다. 이것은 췌도 단리 절차의 낮은 수확량과 이식 후 췌도 소실로 인한 것입니다. 특히, 이식 후 랑게르한스 섬이 산소가 풍부한 혈액에서 목욕되었지만, 혈액과의 직접적인 접촉은 종종 즉시 혈액 매개 염증을 일으켰다독소의 심각한 손실을 초래할 수있는 IBMIR 반응 (IBMIR). 장기적으로 환자의 점심 손실이 임상 그룹에서 당뇨병 역전 률의 감소를 가져 왔으며 첫 해에는 90 %에 도달 할 수 있었고 2, 5 분의 30 %와 10 %로 감소했다고 생각됩니다 년 이식 후 각각 3 .
간외 부위에서의 이식편 이식은 간내 주입과 비교하여 이식 부위를보다 명확한 위치로 제한하면서 독소와 혈액의 직접 접촉을 줄이는 매력적인 전략이었다. 지난 몇 년 동안 신장 캡슐, 눈, 근육, 지방 패드 및 피하 공간에서 연구가 진행되어 이러한 부위의 섬이 살아남아 정상적인 혈당을 회복시킬 수 있음을 보여줍니다 4 . 또한이 부위의 섬은 검색이 가능하므로 생체 검사 또는 추가 교체 절차가 가능합니다. 외 이식그러므로 ites는 임상 이식 5에 대한 큰 가능성을 보여줍니다.
생체 재료 기반 인공 지지체 (scaffolds)는 세포 이식 및 조직 공학에 대해 집중적으로 연구되어왔다. 3 차원 (3D) 스캐 폴드는 일반적으로 다공성 구조를 포함하며 세포의 공간 구조 / 조직을 생성하기위한 세포 주형 또는 생체 활성 단서의 제어 된 방출을 제공하는 저장소로서 작용할 수있다. 스캐 폴드는 또한 EFP에서 이식하기 위해 폴리 (글리콜 라이드 -L- 락 티드) 6 , 폴리 (디메틸 실록산) 7 및 열가소성 폴리 우레탄 8 과 같은 고분자 재료로 제조되었습니다. 아일렛의 직접 이식에 비해, 지지체의 사용이 기계적 보호 모듈화를 제공 복막 캐비티 (9), (10)에 섬의 누설을 방지하여 섬 손실을 줄이는 것으로 밝혀졌다국소 염증 반응을 일으킨다. 공사장 공중 발판 따라서 이식 사이트 7에서 섬의 생착을 촉진하기 위해 개발 될 수있다.
이 연구에서는 DCS를 이용한 마우스 모델에서 실시한 EFP에서 췌도 이식의 패러다임을 입증하고자합니다. 세포 외 기질에서 유래 된 골격은 합성물에 비해 우수한 생체 적합성과보다 자연적인 다공성 구조로 인해 최근에 큰 관심을 끌고있다. 여기, 우리는 C57BL / 6J 생쥐에서 높은 수율로 췌장 islets을 얻기 위해 강력한 격리 프로토콜을 설명합니다. 소 심낭에서 처리 된 DCS에 랑게르한스 섬을 뿌리고 이식편을 동종 당뇨병 모델에서 EFP에 이식 하였다. 쥐에서 정상 혈당증은 10 일 이내에 달성되었고 이식 물 제거까지 100 일까지 유지되었다.
Protocol
Representative Results
Discussion
췌장 관류 및 소화 시간은 랑게르한 수확량 및 품질에 영향을 미치는 두 가지 주요 매개 변수입니다. Moskalewski 먼저 다진 기니 돼지 췌장 11 소화 조게나 혼합물의 사용을보고 하였다. Lacy et al. 크게 섬 (12)을 수득 증가 췌장을 관류하는 덕트 시스템에 효소 주입을보고 하였다. 효소의 도관 관류보다 균일 소화 췌장 13 다진 소화에 비해 본…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
저자는 Guellhao Biotech의 Wei Zhang에게 탈 세포 골격을 제공 해준 것에 감사드립니다. 우리는 도움이되는 토론을 위해 X홍 펭에게 감사드립니다. 이 연구는 중국 자연 과학 재단 (Project No.31322021)에 의해 재정적으로 지원되었습니다.
Materials
| Dissecting scissor | Ningbo Medical | ||
| Forceps | Ningbo Medical | ||
| 0.5 mm diameter wire mesh | Ningbo Medical | ||
| 70 μm cell strainer | Falcon | 352350 | |
| Artery hemostatic clamp | Ningbo Medical | ||
| Microscopic hemostatic clamp | Ningbo Medical | ||
| Hemostatic forceps | Ningbo Medical | ||
| Absorbable 6-0 PGLA sutures | JINHUAN | With needle | |
| Wound clip | Ningbo Medical | ||
| Cotton swab | Ningbo Medical | ||
| Gauze | Ningbo Medical | ||
| Sterile drapes | Ningbo Medical | ||
| 10mL syringe | JINGHUAN | ||
| 1 mL syringe | JINGHUAN | ||
| 27G intravenous needle | JINGHUAN | 0.45×15 RWSB | |
| 1.5 mL Eppendorf tube | Axygen | ||
| 15mL conical tube | Corning | 430791 | |
| 50mL conical tube | Corning | 430829 | |
| 35mm Non-treated Peri-dishes | Corning | 430588 | |
| Transwell | Corning | 3422 | |
| 0.22 μm filter | Pall | PN4612 | |
| 10 mL serological pipet | Corning | 4488 | |
| Pipet filler S1 | Thermo Scientific | 9501 | |
| Pipette (2-20μL) | Axygen | AP-20 | AXYPETTM |
| Dissecting microscope | Olympus | SZ61 | |
| Centrifuge | Eppendorf | 5810R | |
| Hank’s balanced salt solution | Gibco | C14175500CP | |
| Collagenase P | Roche | COLLP-RO | |
| Histopaque 1077 | Sigma | 10771 | |
| RPMI 1640 | Gibco | 11879-20 | |
| FBS | Gibco | 16000-044 | |
| D-glucose | Gibco | A24940-01 | |
| Glucose meter | Roche | ACCU-CHEK | |
| Penicillin-streptomycin | Gibco | 15140-122 | |
| Streptozotocin | Sigma | V900890 | VetecTM |
| Chloral hydrate | J&K | C0073 | |
| Sodium citrate | Sigma | 71497 | |
| Citric acid | Sigma | C2404 | |
| Iodophors | Ningbo Medical | ||
| C57BL/6J, 10-12 weeks old | VitalRiver | Beijing, China | |
| Decellularized scaffold | Guanhao Biotec | 131102 | Guangzhou, China |
Riferimenti
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. N Engl J Med. 343, 230-238 (2000).
- Shapiro, A. M. J., et al. International Trial of the Edmonton Protocol for Islet Transplantation. N Engl J Med. 355, 1318-1330 (2006).
- Ryan, E. A., et al. Five-year follow-up after clinical islet transplantation. Diabetes. 54, 2060-2069 (2005).
- Merani, S., Toso, C., Emamaullee, J., Shapiro, A. M. Optimal implantation site for pancreatic islet transplantation. Br J Surg. 95, 1449-1461 (2008).
- Schmidt, C. Pancreatic islets find a new transplant home in the omentum. Nat Biotechnol. 35 (1), (2017).
- Dufour, J. M., et al. Development of an ectopic site for islet transplantation, using biodegradable scaffolds. Tissue Eng. 11, 1323-1331 (2005).
- Weaver, J. D., et al. Controlled Release of Dexamethasone from Organosilicone Constructs for Local Modulation of Inflammation in Islet Transplantation. Tissue Eng Part A. 21, 2250-2261 (2015).
- Wang, K., et al. From Micro to Macro: The Hierarchical Design in a Micropatterned Scaffold for Cell Assembling and Transplantation. Adv Mater. 29, (2017).
- Blomeier, H., et al. Polymer Scaffolds as Synthetic Microenvironments for Extrahepatic Islet Transplantation. Transplantation. 82, 452-459 (2006).
- Gibly, R. F., et al. Extrahepatic islet transplantation with microporous polymer scaffolds in syngeneic mouse and allogeneic porcine models. Biomaterials. 32, 9677-9684 (2011).
- Moskalewski, S. Isolation and Culture of the Islets of Langerhans of the Guinea Pig. Gen Comp Endocrinol. 5, 342-353 (1965).
- Lacy, P. E., Kostianovsky, M. Method for the isolation of intact islets of Langerhans from the rat pancreas. Diabetes. 16, 35-39 (1967).
- Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation. J Vis Exp. (50), (2011).
- Li, D. S., Yuan, Y. H., Tu, H. J., Liang, Q. L., Dai, L. J. A protocol for islet isolation from mouse pancreas. Nat Protoc. 4, 1649-1652 (2009).
- Stull, N. D., Breite, A., McCarthy, R., Tersey, S. A., Mirmira, R. G. Mouse Islet of Langerhans Isolation using a Combination of Purified Collagenase and Neutral Protease. J Vis Exp. (67), (2012).
- Sakata, N., Yoshimatsu, G., Tsuchiya, H., Egawa, S., Unno, M. Animal models of diabetes mellitus for islet transplantation. Exp Diabetes Res. , 256707 (2012).
- Schmidt, C. Pancreatic islets find a new transplant home in the omentum. Nat Biotech. 35, 8-8 (2017).
- Londono, R., Badylak, S. F. Biologic scaffolds for regenerative medicine: mechanisms of in vivo remodeling. Ann Biomed Eng. 43, 577-592 (2015).
