Cultuur van volwassen transgene zebravis Retina Explantaten voor Live-cell imaging van Multiphoton Microscopy
Summary
Zebravis netvlies regeneratie is meestal onderzocht met behulp van vaste netvliezen. Echter, dynamische processen zoals interkinetic nucleaire migratie optreden tijdens de regeneratieve respons en vereisen voor live-cell imaging om de onderliggende mechanismen te onderzoeken. We beschrijven hier de cultuur en beeldvorming voorwaarden te controleren Interkinetic Nuclear Migratie (INM) in real-time met behulp van multiphoton microscopie.
Abstract
Een endogeen regeneratie programma is geïnitieerd door Müller glia in de volwassen zebravissen (Danio rerio) retina volgende neuronale schade en de dood. De Müller glia opnieuw in te voeren de celcyclus en produceren van neuronale voorlopercellen die volgende rondes van celdelingen ondergaan en differentiëren in de verloren neuronale celtypen. Zowel Müller glia en neuronale voorlopercellen celkernen repliceren hun DNA en ondergaat mitose in verschillende locaties van het netvlies, dat wil zeggen ze migreren tussen de basale Inner kernlaag (INL) en de buitenste nucleaire laag (ONL), respectievelijk in een werkwijze genaamd Interkinetic Nuclear Migratie (INM). INM is voornamelijk bestudeerd in de ontwikkelende retina. Om de dynamiek van INM in de volwassen zebravissen netvlies regenereren in detail te onderzoeken, is voor live-cell imaging van fluorescent-gelabelde Müller glia / neuronale voorlopercellen nodig. Hier bieden we de voorwaarden te isoleren en cultuur dorsale netvliezenvan Tg [GFAP: nGFP] mi2004 zebravis die werden blootgesteld aan een constante intens licht voor 35 uur. We tonen ook dat deze retinale culturen levensvatbaar live-cell imaging experimenten, continu verwerven z-stack beelden over de dikte van het netvlies explantaat tot 8 h en multifoton microscopie het migrerende gedrag van GFAP controleren: nGFP -positieve cellen . Daarnaast beschrijven we de gegevens om na de beeldvorming uit te voeren om de snelheid van apicale en basale INM bepalen. Om samen te vatten, hebben we voorwaarden aan de dynamiek van INM in een naaktmodel van neuronale regeneratie te bestuderen. Dit zal ons begrip van deze cruciale cellulaire proces te bevorderen en ons toelaten om de mechanismen die INM controle te bepalen.
Introduction
In tegenstelling tot mensen, de zebravis (Danio rerio) vertonen een robuuste regeneratie reactie op de celdood van retinale neuronen 1, 2, 3, 4. Tumor necrosis factor α, een signaalmolecuul dat vrijkomt uit stervende retinale neuronen induceert Müller glia die in de basale Inner kernlaag (INL) van het netvlies, te prolifereren 5 en produceren neuronale progenitorcellen die blijven prolifereren vóór differentiëren in de neuronale cel soorten die stierven 2, 3, 4. Tijdens de proliferatieve fase van de regeneratie respons, de kernen van Müller glia en daarvan afgeleide neuronale progenitorcellen ondergaan een zich herhalend patroon in trekkende fase van de celcyclus (Interkinetic Nuclear Migration, INM) 6 </sup >, 7. Kernen gepositioneerd in de basale INL repliceren hun DNA vóór de migratie naar de Outer Nuclear Layer (ONL) waar ze verdelen vóór het ontstaan kernen basaal terug te keren naar het INL. Deze werkwijze werd voor het eerst beschreven in neuro-ontwikkeling met behulp van histologische methoden, terwijl levende cellen beeldvormingsbenaderingen later de uitlegging steun Sauer 8, 9, 10, 11, 12. Zowel histochemische en live-cell imaging benaderingen zijn gebruikt om mechanismen verantwoordelijk INM en zijn functie in de ontwikkeling neuroepithelia waaronder het netvlies 9, 11, 12, 13 bepalen. Echter, de mechanismen die INM in de volwassen regenererende netvlies zijn niet onderzocht in veel detailxref "> 6, 7. live-cell imaging zal een waardevolle benadering van onze kennis van de signaalwegen die INM controle in de volwassen regenererende netvlies vooruit zijn.
Tot voor kort levende cellen beeldvorming van INM in het netvlies is beperkt tot of levende zebravis embryo's of embryonale kuiken of postnatale muizen netvlies explantaten 9, 10, 11, 12, 14, 15, 16. Terwijl netvlies explantaten van volwassen dieren van verschillende soorten, waaronder muizen, ratten en zebravis zijn gebruikt voor verschillende celbiologische benaderingen 17, 18, 19, 20, live-cell imaging experimenten met retinale explantaten have beperkt tot periodes kort en hebben niet continu gedurende enkele uren 21, 22 is uitgevoerd. Hier beschrijven we een gedetailleerd protocol om de cultuur-licht beschadigd volwassen zebravissen netvlies live-cell imaging experimenten toezicht INM te voeren met behulp van multi-foton microscopie 6. Live-cell imaging benaderingen zijn gunstig ten opzichte van immunohistochemische methoden bij het onderzoek naar de mechanismen die INM, als de dynamiek van INM, bijvoorbeeld snelheden kunnen worden getroffen in plaats van de locatie van de mitose, dat zou mogelijk niet worden gedetecteerd met behulp van immunocytochemie.
In de toekomst, deze werkwijze heeft ook het potentieel om te worden aangepast aan andere dynamische processen tijdens het netvlies regeneratie, zoals fagocytose sterven fotoreceptoren Muller glia of het gedrag van microglia bestuderen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Studies die de mechanismen die de regeneratie van beschadigde volwassen zebravissen netvlies overwegend gebruikte immunocytochemische werkwijzen 5, 25, 26, 27, 28, 29, 30. Voorwaarden worden vastgesteld om cultuur netvlies explantaten en live-cell imaging voeren op verschijnselen, zoals INM…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wij waarderen de steun van William Archer en de Notre Dame Integrated Imaging Facility. Speciale dank zijn gericht op de Freimann Life Sciences technici voor hun voortdurende hulp en hun zorg en verzorging van de zebravis. Deze studie werd ondersteund door subsidies van de National Eye Institute van de NIH om DRH (R01-EY018417, R01-EY024519) en het Centrum voor zebravis Research, Universiteit van Notre Dame, de Notre Dame, IN.
Materials
| Dumont forceps size #5 | World precision instruments | 14098 | |
| Dumont forceps size #5, 45° angle | World precision instruments | 14101 | |
| McPherson-Vannas scissors | World precision instruments | 501233 | |
| Fluordishes | World precision instruments | FD35-100 | |
| Stereomicroscope | Nikon | SMZ-1B | similar type of dissection stereomicroscope will work |
| Biological Safety Cabinet class type A2 | Labconco | equivalent type will work | |
| tissue culture incubator | Thermoscientific | HEPA-class 100 | equivalent type will work |
| Sylvania fluorescent lamps OSFP5835HOECO | Bulbtronics | 31850 | |
| 0.2 µm pore-size Acrodisc syringe filter | VWR | 4192 | |
| 10 ml Luer-lok syringe | VWR | BD309604 | |
| 60 ml Luer-lok syringe | VWR | BD309653 | |
| NaHCO3 | FischerScientific | S233-500 | |
| CaCl2 | ThermoScientific | C79-500 | |
| MgCl2 | EMD Millipore | 5980 | |
| HBSS w/o Ca2+/Mg2+, w/o phenol red, Gibco | ThermoScientific | 14175-095 | |
| MEM w/o phenol red, Gibco | ThermoScientific | 5100-038 | |
| Horse serum, heat-inactivated | ThermoScientific | 26050-070 | |
| penicillin/streptomycin | VWR | 16777-164 | |
| Ultrapure low melting point agarose | ThermoScientific | 16520-100 | |
| ethanol, absolute | ThermoScientific | BP2818-4 | |
| 2-phenoxyethanol | Sigma | 77699 | |
| Corning Cell-Tak cell and tissue adhesive | VWR | 354240 | |
| refractive index liquid | Cargille Lab | 1803Y | |
| Nikon A1 multiphoton microscope equipped with a MaiTai infrared laser | Nikon | equivalent system will work | |
| 40x Apo long-distance water immersion objective (N.A. 1.15) | |||
| environmental chamber equipped with insert for 35 mm petridishes | Okolab | equivalent system will work | |
| NIS analysis software | Nikon |
Riferimenti
- Fausett, B. V., Goldman, D. A role for alpha1 tubulin-expressing Muller glia in regeneration of the injured zebrafish retina. J.Neurosci. 26 (23), 6303-6313 (2006).
- Kassen, S. C., et al. Time course analysis of gene expression during light-induced photoreceptor cell death and regeneration in albino zebrafish. Dev.Neurobiol. 67 (8), 1009-1031 (2007).
- Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina. J.Neurobiol. 44 (3), 289-307 (2000).
- Bernardos, R. L., Barthel, L. K., Meyers, J. R., Raymond, P. A. Late-stage neuronal progenitors in the retina are radial Muller glia that function as retinal stem cells. J.Neurosci. 27 (26), 7028-7040 (2007).
- Nelson, C. M., Ackerman, K. M., O’Hayer, P., Bailey, T. J., Gorsuch, R. A., Hyde, D. R. Tumor necrosis factor-alpha is produced by dying retinal neurons and is required for Muller glia proliferation during zebrafish retinal regeneration. J.Neurosci. 33 (15), 6524-6539 (2013).
- Lahne, M., Li, J., Marton, R. M., Hyde, D. R. Actin-Cytoskeleton- and Rock-Mediated INM Are Required for Photoreceptor Regeneration in the Adult Zebrafish Retina. J.Neurosci. 35 (47), 15612-15634 (2015).
- Nagashima, M., Barthel, L. K., Raymond, P. A. A self-renewing division of zebrafish Muller glial cells generates neuronal progenitors that require N-cadherin to regenerate retinal neurons. Development. 140 (22), 4510-4521 (2013).
- Sauer, M. E., Walker, B. E. Radioautographic study of interkinetic nuclear migration in the neural tube. Proc.Soc.Exp.Biol.Med. 101 (3), 557-560 (1959).
- Pearson, R. A., Luneborg, N. L., Becker, D. L., Mobbs, P. Gap junctions modulate interkinetic nuclear movement in retinal progenitor cells. J.Neurosci. 25 (46), 10803-10814 (2005).
- Baye, L. M., Link, B. A. Interkinetic nuclear migration and the selection of neurogenic cell divisions during vertebrate retinogenesis. J.Neurosci. 27 (38), 10143-10152 (2007).
- Del Bene, F., Wehman, A. M., Link, B. A., Baier, H. Regulation of neurogenesis by interkinetic nuclear migration through an apical-basal notch gradient. Cell. 134 (6), 1055-1065 (2008).
- Norden, C., Young, S., Link, B. A., Harris, W. A. Actomyosin is the main driver of interkinetic nuclear migration in the retina. Cell. 138 (6), 1195-1208 (2009).
- Becker, D. L., et al. Multiphoton imaging of chick retinal development in relation to gap junctional communication. J.Physiol. 585 (Pt 3), 711-719 (2007).
- Surzenko, N., Crowl, T., Bachleda, A., Langer, L., Pevny, L. SOX2 maintains the quiescent progenitor cell state of postnatal retinal Muller glia. Development. 140 (7), 1445-1456 (2013).
- Nickerson, P. E., et al. Live imaging and analysis of postnatal mouse retinal development. BMC Dev.Biol. 13, 24 (2013).
- Suzuki, S. C., Bleckert, A., Williams, P. R., Takechi, M., Kawamura, S., Wong, R. O. Cone photoreceptor types in zebrafish are generated by symmetric terminal divisions of dedicated precursors. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 110 (37), 15109-15114 (2013).
- Johnson, T. V., Martin, K. R. Development and characterization of an adult retinal explant organotypic tissue culture system as an in vitro intraocular stem cell transplantation model. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 49 (8), 3503-3512 (2008).
- Bull, N. D., Johnson, T. V., Welsapar, G., DeKorver, N. W., Tomarev, S. I., Martin, K. R. Use of an adult rat retinal explant model for screening of potential retinal ganglion cell neuroprotective therapies. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 52 (6), 3309-3320 (2011).
- Kustermann, S., Schmid, S., Biehlmaier, O., Kohler, K. Survival, excitability, and transfection of retinal neurons in an organotypic culture of mature zebrafish retina. Cell Tissue Res. 332 (2), 195-209 (2008).
- Williams, P. R., Morgan, J. L., Kerschensteiner, D., Wong, R. O. In vitro imaging of retinal whole mounts. Cold Spring Harb Protoc. 2013, (2013).
- Johnson, T. V., Oglesby, E. N., Steinhart, M. R., Cone-Kimball, E., Jefferys, J., Quigley, H. A. Time-Lapse Retinal Ganglion Cell Dendritic Field Degeneration Imaged in Organotypic Retinal Explant Culture. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 57 (1), 253-264 (2016).
- Roehlecke, C., Schumann, U., Ader, M., Knels, L., Funk, R. H. Influence of blue light on photoreceptors in a live retinal explant system. Mol.Vis. 17, 876-884 (2011).
- Coutu, D. L., Schroeder, T. Probing cellular processes by long-term live imaging–historic problems and current solutions. J.Cell.Sci. 126 (Pt 17), 3805-3815 (2013).
- Thomas, J. L., Thummel, R. A novel light damage paradigm for use in retinal regeneration studies in adult zebrafish. J.Vis.Exp. 80, e51017 (2013).
- Conner, C., Ackerman, K. M., Lahne, M., Hobgood, J. S., Hyde, D. R. Repressing notch signaling and expressing TNFalpha are sufficient to mimic retinal regeneration by inducing Muller glial proliferation to generate committed progenitor cells. J.Neurosci. 34 (43), 14403-14419 (2014).
- Nelson, C. M., Gorsuch, R. A., Bailey, T. J., Ackerman, K. M., Kassen, S. C., Hyde, D. R. Stat3 defines three populations of Muller glia and is required for initiating maximal muller glia proliferation in the regenerating zebrafish retina. J.Comp.Neurol. 520 (18), 4294-4311 (2012).
- Gorsuch, R. A., Hyde, D. R. Regulation of Muller glial dependent neuronal regeneration in the damaged adult zebrafish retina. Exp.Eye Res. 123, 131-140 (2014).
- Zhao, X. F., Wan, J., Powell, C., Ramachandran, R., Myers, M. G., Goldman, D. Leptin and IL-6 family cytokines synergize to stimulate Muller glia reprogramming and retina regeneration. Cell.Rep. 9 (1), 272-284 (2014).
- Wan, J., Ramachandran, R., Goldman, D. HB-EGF is necessary and sufficient for Muller glia dedifferentiation and retina regeneration. Dev.Cell. 22 (2), 334-347 (2012).
- Lenkowski, J. R., et al. Retinal regeneration in adult zebrafish requires regulation of TGFbeta signaling. Glia. 61 (10), 1687-1697 (2013).
- Weber, I. P., Ramos, A. P., Strzyz, P. J., Leung, L. C., Young, S., Norden, C. Mitotic position and morphology of committed precursor cells in the zebrafish retina adapt to architectural changes upon tissue maturation. Cell.Rep. 7 (2), 386-397 (2014).
- Magidson, V., Khodjakov, A. Circumventing photodamage in live-cell microscopy. Methods Cell Biol. 114, 545-560 (2013).
- Bailey, T. J., Fossum, S. L., Fimbel, S. M., Montgomery, J. E., Hyde, D. R. The inhibitor of phagocytosis, O-phospho-L-serine, suppresses Muller glia proliferation and cone cell regeneration in the light-damaged zebrafish retina. Exp.Eye Res. 91 (5), 601-612 (2010).
- Lee, J. E., Liang, K. J., Fariss, R. N., Wong, W. T. Ex vivo dynamic imaging of retinal microglia using time-lapse confocal microscopy. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 49 (9), 4169-4176 (2008).
- Zhao, L., et al. Microglial phagocytosis of living photoreceptors contributes to inherited retinal degeneration. EMBO Mol.Med. 7 (9), 1179-1197 (2015).
- Peri, F., Nusslein-Volhard, C. Live imaging of neuronal degradation by microglia reveals a role for v0-ATPase a1 in phagosomal fusion in vivo. Cell. 133 (5), 916-927 (2008).
- Morsch, M., et al. In vivo characterization of microglial engulfment of dying neurons in the zebrafish spinal cord. Front.Cell.Neurosci. 9, 321 (2015).
