3D imprimés Cellulose poreuse Nanocomposite Hydrogel échafaudages
Summary
Les trois étapes essentielles du présent protocole sont i) développer la bonne composition et des pores de cohérence de l’encre d’hydrogel de cellulose, ii) 3D impression d’échafaudages dans diverses structures avec fidélité de bonne forme et de dimensions et d’iii) démonstration de la propriétés mécaniques dans des conditions simulées de corps pour la régénération du cartilage.
Abstract
Ce travail démontre l’utilisation des trois dimensions (3D) impression pour produire des échafaudages cubes poreux à l’aide de cellulose nanocomposite hydrogel d’encre, avec la structure de pore contrôlé et les propriétés mécaniques. Nanocristaux de cellulose (CNCs, 69,62 % en poids) encre base hydrogel avec matrice (alginate de sodium et gélatine) a été développé et 3D imprimés en échafaudages avec structure de pores uniforme et dégradé (110-1 100 µm). Les échafaudages ont montré le module de compression de l’ordre de 0,20 à 0,45 MPa lors d’essai simulé des conditions in vivo (dans l’eau distillée à 37 ° C). La taille des pores et le module de compression des échafaudages 3D mis en correspondance avec les exigences requises pour les applications de régénération du cartilage. Ce travail démontre que la cohérence de l’encre peut être contrôlée par la concentration des précurseurs et porosité peut être contrôlée par le procédé d’impression 3D et ces deux facteurs définit en retour la mécanique propriétés du 3D imprimés poreux échafaudage d’hydrogel. Cette méthode de processus peut donc servir pour fabriquer leur structure et une composition personnalisée selon les besoins spécifiques des patients.
Introduction
Cellulose est un polysaccharide composé de chaînes linéaires de β liées unités de D-glucose (1-4). C’est le plus abondant polymère naturel sur terre et est extraite de diverses sources, y compris les animaux marins (p. ex., tuniciers), plantes (bois, coton, paille de blé) et des sources bactériennes, telles que les algues (p. ex., Valonia), les champignons et même amibe (protozoaires )1,2. Nanofibres cellulose (CNF) et les nanocristaux de cellulose (CNC) au moins une dimension à échelle nanométrique est obtenus par hydrolyse acide de la cellulose et de traitements mécaniques. Ils possèdent non seulement les propriétés de la cellulose, tels que les possibilités de modification chimique, faible toxicité, biocompatibilité, biodégradable et renouvelable, mais il possède également des caractéristiques de l’échelle nanométrique comme haute surface spécifique, des propriétés mécaniques élevées , les propriétés rhéologiques et optiques. Ces propriétés attrayantes ont fait CNFs et CNCs adapté aux applications biomédicales, principalement sous la forme de 3 dimensions (3D) hydrogel échafaudages3. Ces échafaudages nécessitent des dimensions personnalisées avec la structure de pore contrôlé et porosité interconnectée. Notre groupe et autres ont signalé des nanocomposites de cellulose poreuse 3D préparé par coulée, électrofilage et lyophilisation4,5,6,7,8. Cependant, contrôler sur la structure de pore et fabrication de géométrie complexe n’est pas atteint par le biais de ces techniques traditionnelles.
L’impression 3D est une technique de fabrication additive, dans lequel les objets 3D sont créés couche par couche par le dépôt contrôlé par ordinateur de l’ encre9. Les avantages de l’impression 3D sur les techniques traditionnelles inclut la liberté de conception, contrôlé macro et micro dimensions, fabrication des architectures complexes, de personnalisation et de reproductibilité. En outre, l’impression 3D du CNFs et CNCs offre également induite par le cisaillement des alignements des nanoparticules, préféré la directionnalité, porosité dégradée et peut facilement être étendu à 3D bioprinting10,11,12, 13 , 14 , 15. la dynamique du CNCs alignement lors de l’impression 3D a été rapporté récemment,16,17. Avancées dans le domaine de bioprinting ont activer 3D tissus imprimés et organes malgré le défi impliqué comme choix et concentration des cellules vivantes et des facteurs de croissance, la composition de l’encre de transporteur, impression des pressions et des diamètres de buse18 ,19,20.
La porosité et la résistance à la compression des échafaudages de régénération du cartilage sont des propriétés importantes qui dicte son efficacité et sa performance. Taille des pores joue un rôle important pour l’adhérence, la différenciation et la prolifération des cellules ainsi que pour l’échange de nutriments et de déchets métaboliques21. Cependant, il n’y a aucune taille de pore précise qui peut être considéré comme une valeur idéale, certaines études ont montré bioactivité supérieure avec des pores plus petits tandis que d’autres ont montré la meilleure régénération du cartilage avec des pores plus grands. Macropores (< 500 µm) faciliter la minéralisation des tissus, l’apport en nutriments et enlèvement des déchets, tandis que les micropores (150-250 µm) faciliter la fixation des cellules et meilleures propriétés mécaniques22,23. L’échafaud implanté doit avoir une intégrité mécanique suffisante du temps de manutention, implantation et jusqu’à l’achèvement de son but désiré. Le module de compression global pour le cartilage articulaire naturel est signalé à être de l’ordre de 0,1-2 MPa selon l’âge, le sexe et emplacement testé4,24,25,26,27 ,28,29.
Dans notre précédent travail11, impression 3D a été utilisée pour fabriquer bioscaffolds poreux d’un double réticulé imbriques réseau polymère (IPN) d’une encre d’hydrogel contenant CNCs renforcées dans une matrice d’alginate de sodium et de la gélatine. La voie de l’impression 3D a été optimisée pour atteindre des échafaudages 3D avec pores uniforme et gradient de structures (80-2 125 µm) où nanocristaux oriente de préférence dans le sens d’impression (degré d’orientation entre 61 à 76 %). Ici, nous présentons la poursuite de ce travail et montre l’effet de la porosité sur les propriétés mécaniques de la 3D imprimés hydrogel échafaudages dans des conditions simulées de corps. CNCs utilisés ici, ont été précédemment rapporté par nous à être cytocompatible et non toxiques (p. ex., la croissance cellulaire après 15 jours d’incubation a été confirmé30). En outre, échafaudages préparé par lyophilisation utilisant le même CNCs, alginate de sodium et de la gélatine a montré une porosité élevée, consommation élevée de solution saline tampon phosphate et cytocompatibility vers les cellules souches mésenchymateuses5. L’objectif de ce travail est de démontrer la transformation d’encre hydrogel, l’impression 3D d’échafaudages poreux et les essais de compression. Schémas de l’itinéraire de traitement est illustré à la Figure 1.
Protocol
Representative Results
Discussion
L’impression 3D nécessite adaptés rhéologiques de l’encre d’hydrogel. L’encre de haute viscosité auront besoin des pressions extrêmes pour son extrusion tandis qu’encre faible viscosité ne maintiendra pas sa forme après extrusion. La viscosité de l’encre hydrogel peut être contrôlée par la concentration des ingrédients. Par rapport à notre précédent travail11, la teneur en matières solide de l’encre hydrogel est augmenté de 5,4 à 9,9 % de poids résultant à l’enc…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Cette étude est financée par Knut et Alice Wallenberg Foundation (Wallenberg Wood Science Center), Conseil de recherche suédois, VR (Bioheal, 05709-DNR 2016 et 2017 DNR-04254).
Materials
| 60 mL syringe | Structur3D Printing | ||
| Alginic acid sodium salt | Sigma-Aldrich | 9005-38-3 | |
| Anhydrous calcium chloride | Sigma-Aldrich | 10043-52-4 | |
| Clamps, three pronged, Talon | VWR | 241-0404 | 102 mm, Dual adjustment clamp, large, clamp extension 127 mm |
| Cura 2.4.0 | Ultimaker | Free slicing software | |
| Discov3ry Complete | Structur3D Printing | Ultimaker 2+ 3D printer integrated with Discov3ry paste extruder | |
| Gelatin from bovine skin | Sigma-Aldrich | 9000-70-8 | |
| Glutaraldehyde solution 50 wt. % in H2O | Sigma-Aldrich | 111-30-8 | |
| homogenizer | SPX | APV-2000 | |
| Instron 5960 | Instron | Instron 5960, Biopuls Bath, 100 N load cell, 37 °C, | |
| Physica MCR 301 rheometer | Anton Paar | CP25-2-SN7617, gap height 0.05 mm, 25 °C | |
| Sorvall Lynx 6000 centrifuge | AB Ninolab | s/n 41881692 | F12-rotor (6×500 ml) |
| stainless steel nozzle | Structur3D Printing | 800, 600 and 400 µm | |
| thingsinverse | MakerBot's | sharing and downloading 3D printable things in form of stl files | |
| ultra sonication | Qsonica, LLC | Q500 | |
| Unbarked wood chips | Norway spruce(Picea abies) | dry matter content of 50–55% |
Riferimenti
- Moon, R. J., Martini, A., Nairn, J., Simonsen, J., Youngblood, J. Cellulose nanomaterials review: structure, properties and nanocomposites. Chemical Society Reviews. 40 (7), 3941-3994 (2011).
- Dufresne, A. Nanocellulose: a new ageless bionanomaterial. Materials Today. 16 (6), 220-227 (2013).
- Chinga-Carrasco, G. Potential and limitations of nanocelluloses as components in biocomposite inks for three-dimensional bioprinting and for biomedical devices. Biomacromolecules. 19 (3), 701-711 (2018).
- Naseri, N., Poirier, J., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K., Mathew, A. P. 3-Dimensional porous nanocomposite scaffolds based on cellulose nanofibers for cartilage tissue engineering: tailoring of porosity and mechanical performance. Royal Society of Chemistry Advances. 6 (8), 5999-6007 (2016).
- Naseri, N., Deepa, B., Mathew, A. P., Oksman, K., Girandon, L. Nanocellulose-Based Interpenetrating Polymer Network (IPN) Hydrogels for Cartilage Applications. Biomacromolecules. 17 (11), 3714-3723 (2016).
- Naseri, N., Mathew, A. P., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K. Porous electrospun nanocomposite mats based on chitosan-cellulose nanocrystals for wound dressing: effect of surface characteristics of nanocrystals. Cellulose. 22 (1), 521-534 (2015).
- Xing, Q., Zhao, F., Chen, S., McNamara, J., DeCoster, M. A., Lvov, Y. M. Porous biocompatible three-dimensional scaffolds of cellulose microfiber/gelatin composites for cell culture. Acta Biomaterialia. 6 (6), 2132-2139 (2010).
- Nandgaonkar, A., Krause, W., Lucia, L. Fabrication of cellulosic composite scaffolds for cartilage tissue engineering. Nanocomposites for musculoskeletal tissue regeneration. , 187-212 (2016).
- Gross, B. C., Erkal, J. L., Lockwood, S. Y., Chen, C., Spence, D. M. Evaluation of 3D printing and its potential impact on biotechnology and the chemical sciences. Analytical Chemistry. 86 (7), 3240-3253 (2014).
- Markstedt, K., Mantas, A., Tournier, I., Martínez Ávila, H., Hägg, D., Gatenholm, P. 3D bioprinting human chondrocytes with nanocellulose-alginate bioink for cartilage tissue engineering applications. Biomacromolecules. 16 (5), 1489-1496 (2015).
- Sultan, S., Mathew, A. P. 3D printed scaffolds with gradient porosity based on a cellulose nanocrystal hydrogel. Nanoscale. 10, 4421-4431 (2018).
- Sultan, S., Siqueira, G., Zimmermann, T., Mathew, A. P. 3D printing of nano-cellulosic biomaterials for medical applications. Current Opinion in Biomedical Engineering. 2, 29-34 (2017).
- Sultan, S., Abdelhamid, H. N., Zou, X., Mathew, A. P. CelloMOF: Nanocellulose Enabled 3D Printing of Metal-Organic Frameworks. Advanced Functional Materials. , 1805372-1805384 (2018).
- Siqueira, G., et al. Cellulose Nanocrystal Inks for 3D Printing of Textured Cellular Architectures. Advanced Functional Materials. 27 (12), 1604619-1604629 (2017).
- Wang, J., et al. All-in-One Cellulose Nanocrystals for 3D Printing of Nanocomposite Hydrogels. Angewandte Chemie International Edition. 57 (9), 2353-2356 (2018).
- Hausmann, M. K., et al. Dynamics of Cellulose Nanocrystal Alignment during 3D Printing. ACS Nano. 12 (7), 6926-6937 (2018).
- Liu, Y., et al. Nanoscale assembly of cellulose nanocrystals during drying and redispersion. ACS Macro Letters. 7 (2), 172-177 (2018).
- Murphy, S. V., Atala, A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nature Biotechnology. 32 (8), 773-785 (2014).
- Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature communications. 5, 3935 (2014).
- Xia, Z., Jin, S., Ye, K. Tissue and organ 3D bioprinting. SLAS TECHNOLOGY: Translating Life Sciences Innovation. 23 (4), 301-314 (2018).
- Zhang, Q., Lu, H., Kawazoe, N., Chen, G. Pore size effect of collagen scaffolds on cartilage regeneration. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2005-2013 (2014).
- Loh, Q. L., Choong, C. Three-dimensional scaffolds for tissue engineering applications: role of porosity and pore size. Tissue Engineering, Part B: Reviews. 19 (6), 485-502 (2013).
- Bružauskaitė, I., Bironaitė, D., Bagdonas, E., Bernotienė, E. Scaffolds and cells for tissue regeneration: different scaffold pore sizes-different cell effects. Cytotechnology. 68 (3), 355-369 (2016).
- Zhang, L., Hu, J., Athanasiou, K. A. The role of tissue engineering in articular cartilage repair and regeneration. Critical Reviews™ in Biomedical Engineering. 37 (1-2), (2009).
- Athanasiou, K., Rosenwasser, M., Buckwalter, J., Malinin, T., Mow, V. Interspecies comparisons of in situ intrinsic mechanical properties of distal femoral cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 9 (3), 330-340 (1991).
- Schinagl, R. M., Gurskis, D., Chen, A. C., Sah, R. L. Depth-dependent confined compression modulus of full-thickness bovine articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 15 (4), 499-506 (1997).
- Athanasiou, K., Niederauer, G., Schenck, R. Biomechanical topography of human ankle cartilage. Annals Biomedical Engineering. 23 (5), 697-704 (1995).
- Athanasiou, K. A., Liu, G. T., Lavery, L. A., Lanctot, D. R., Schenck, R. C. Biomechanical topography of human articular cartilage in the first metatarsophalangeal joint. Clinical Orthopaedics and Related Research. 348, 269-281 (1998).
- Guilak, F., Jones, W. R., Ting-Beall, H. P., Lee, G. M. The deformation behavior and mechanical properties of chondrocytes in articular cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 7 (1), 59-70 (1999).
- Mathew, A. P., Oksman, K., Karim, Z., Liu, P., Khan, S. A., Naseri, N. Process scale up and characterization of wood cellulose nanocrystals hydrolysed using bioethanol pilot plant. Industrial Crops and Products. 58, 212-219 (2014).
- Compton, B. G., Lewis, J. A. 3D-printing of lightweight cellular composites. Advanced Materials. 26 (34), 5930-5935 (2014).
- Sarem, M., Moztarzadeh, F., Mozafari, M. How can genipin assist gelatin/carbohydrate chitosan scaffolds to act as replacements of load-bearing soft tissues. Carbohydrate Polymers. 93 (2), 635-643 (2013).
- Chia, H. N., Hull, M. Compressive moduli of the human medial meniscus in the axial and radial directions at equilibrium and at a physiological strain rate. Journal of orthopaedic research. 26 (7), 951-956 (2008).
- Zhang, K., Fan, Y., Dunne, N., Li, X. Effect of microporosity on scaffolds for bone tissue engineering. Regenerative biomaterials. 5 (2), 115-124 (2018).
- Lin, N., Dufresne, A. Nanocellulose in biomedicine: Current status and future prospect. European Polymer Journal. 59, 302-325 (2014).
- Domingues, R. M., Gomes, M. E., Reis, R. L. The potential of cellulose nanocrystals in tissue engineering strategies. Biomacromolecules. 15 (7), 2327-2346 (2014).
