3D impreso celulosa poroso nanocompuesto hidrogel andamios
Summary
Los tres pasos críticos de este protocolo son i) el desarrollo de la correcta composición y consistencia de la tinta de hidrogel de celulosa, ii) 3D impresión de andamios en vario poro estructuras con fidelidad de buena forma y dimensiones y iii) demostración de la propiedades mecánicas en condiciones simuladas de cuerpo para la regeneración del cartílago.
Abstract
Este trabajo muestra el uso de la impresión tridimensional (3D) para producir andamios porosos cúbicos usando tinta de hidrogel de nanocompuestos de celulosa, con propiedades mecánicas y estructura de poro controlado. Nanocristales de celulosa (CNCs, 69,62% peso) tinta de hidrogel basado con el matriz (alginato de sodio y gelatina) fue desarrollada y 3D impreso en andamios con estructura de poro uniforme y degradado (1.100 110 μm). Los andamios demostraron módulo de compresión en el rango de 0.20-0.45 MPa en simula condiciones en vivo (en agua destilada a 37 ° C). Los tamaños de poro y el módulo de compresión de los andamios 3D con los requisitos necesarios para los usos de la regeneración de cartílago. Este trabajo demuestra que la consistencia de la tinta puede ser controlada por la concentración de los precursores y porosidad puede ser controlada por el proceso de impresión 3D y a cambio de estos factores define la mecánica propiedades del 3D impresión poroso andamio de hidrogel. Por lo tanto, este método de proceso puede utilizarse para fabricar andamios estructuralmente y compositivamente modificado para requisitos particulares según las necesidades específicas de los pacientes.
Introduction
La celulosa es un polisacárido formado por cadenas lineales de β (1-4) unidades de D-glucosa enlazadas. Es el polímero natural más abundante en la tierra y se extrae de una variedad de fuentes, incluyendo fuentes bacterianas, como las algas (por ejemplo, Valonia), hongos e incluso amebas (protozoos, animales marinos (e.g., tunicados) y plantas (por ejemplo, madera, algodón, paja de trigo) )1,2. Nanofibras de celulosa (CNF) y celulosa nanocristales (CNC) con al menos una dimensión de nanoescala se obtienen a través de tratamientos mecánicos y la hidrólisis ácida de la celulosa. No sólo poseen las propiedades de la celulosa, tales como potencial de modificación química, baja toxicidad, biocompatibilidad, biodegradable y renovable, pero también tiene características de la nanoescala como superficie específica alta, altas características mecánicas , propiedades reológicas y el ópticos. Estas propiedades atractivas han hecho CNFs y CNCs conveniente para aplicaciones biomédicas, principalmente en forma de 3 dimensiones (3D) hidrogel andamios3. Los andamios requieren dimensiones modificadas para requisitos particulares con estructura de poro controlado y porosidad interconectada. Nuestro grupo y otros han reportado 3D celulosa porosa nanocompuestos preparados por fundición, electrospinning y liofilización4,5,6,7,8. Sin embargo, control sobre la estructura de poro y fabricación de geometría compleja no se logra a través de estas técnicas tradicionales.
La impresión 3D es una técnica de fabricación aditiva, en el cual se crean objetos 3D capa por capa a través de la deposición controlada por ordenador de los de tinta9. Las ventajas de la impresión 3D sobre técnicas tradicionales incluye libertad de diseño, control macro y micro dimensiones, fabricación de arquitecturas complejas, personalización y reproducibilidad. Además, la impresión 3D de la CNFs y CNCs ofrece alineaciones por cizalla de nanopartículas, prefirió direccionalidad, porosidad gradiente y puede ampliarse fácilmente a 3D bioprinting10,11,12, 13 , 14 , 15. la dinámica de la CNCs alineación durante la impresión en 3D ha sido divulgado recientemente,16,17. Han permitido avances en el campo de bioprinting 3D impresos tejidos y órganos a pesar del desafío involucrado como elección y concentración de las células vivas y factores de crecimiento, composición del portador de la impresión de tinta, presiones y diámetros de boquilla18 ,19,20.
La porosidad y resistencia a la compresión de andamios regenerador de cartílago son propiedades importantes que dicta su eficiencia y rendimiento. Tamaño de poro desempeña un papel importante para la adhesión, diferenciación y proliferación de las células, así como para el intercambio de nutrientes y residuos metabólicos21. Sin embargo, no hay ningún tamaño de poro definido que puede ser considerado como un valor ideal, algunos estudios demostraron mayor bioactividad con poros más pequeños, mientras que otros mostraron mejor regeneración del cartílago con poros más grandes. Macroporos (< 500 μm) facilitan la mineralización del tejido, fuente de nutrientes y eliminación de desechos, mientras que microporos (150-250 μm) facilitan el accesorio de celular y mejores propiedades mecánicas22,23. El andamio implantado debe tener suficiente integridad mecánica desde los tiempos de manejo, implantación y hasta la realización de su propósito deseado. El módulo de compresión agregado para cartílago articular natural se divulga para estar en el rango de 0.1-2 MPa dependiendo de la edad, sexo y ubicación probado4,24,25,26,27 ,28,29.
En nuestro anterior trabajo11, impresión 3D se utilizó para fabricar bioscaffolds porosa de un reticulado doble compenetrados red de polímero (IPN) de una tinta de hidrogel que contiene CNCs reforzados en una matriz de alginato de sodio y gelatina. La vía de impresión 3D se ha optimizado para conseguir andamios 3D con las estructuras de poro uniforme y degradado (2.125 80 μm) donde nanocristales se orientan preferentemente en la dirección de la impresión (grado de orientación entre 61-76%). Aquí te presentamos la continuación de este trabajo y demuestra el efecto de la porosidad en las propiedades mecánicas de 3D impreso andamios de hidrogel en condición corporal simulado. CNCs utilizados aquí, antes informaron nos cytocompatible y no tóxico (es decir, crecimiento de la célula después de 15 días de incubación fue confirmado30). Por otra parte, andamios preparan mediante liofilización usando el mismo CNCs, alginato de sodio y gelatina demostraron alta porosidad, alta absorción de la solución salina buffer fosfato y cytocompatibility hacia las células madre mesenquimales5. El objetivo de este trabajo es demostrar el proceso de la tinta de hidrogel, impresión 3D de andamios porosos y la prueba de compresión. Esquemas de la ruta de procesamiento se muestra en la figura 1.
Protocol
Representative Results
Discussion
Impresión 3D requiere adecuadas propiedades reológicas de la tinta de hidrogel. La tinta de alta viscosidad requiere presiones extremas para su extrusión mientras que tinta de baja viscosidad no mantiene su forma después de la extrusión. La viscosidad de la tinta del hidrogel puede controlarse a través de la concentración de los ingredientes. En comparación con nuestro anterior trabajo11, el contenido de sólidos de la tinta de hidrogel aumenta de 5.4 a 9,9% de peso, dando por resultado la…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este estudio es apoyado financieramente por Knut y Alice Wallenberg Foundation (centro de Ciencias de la madera del Wallenberg), Consejo de investigación sueco, VR (Bioheal, 05709 DNR 2016 y 2017 DNR 04254).
Materials
| 60 mL syringe | Structur3D Printing | ||
| Alginic acid sodium salt | Sigma-Aldrich | 9005-38-3 | |
| Anhydrous calcium chloride | Sigma-Aldrich | 10043-52-4 | |
| Clamps, three pronged, Talon | VWR | 241-0404 | 102 mm, Dual adjustment clamp, large, clamp extension 127 mm |
| Cura 2.4.0 | Ultimaker | Free slicing software | |
| Discov3ry Complete | Structur3D Printing | Ultimaker 2+ 3D printer integrated with Discov3ry paste extruder | |
| Gelatin from bovine skin | Sigma-Aldrich | 9000-70-8 | |
| Glutaraldehyde solution 50 wt. % in H2O | Sigma-Aldrich | 111-30-8 | |
| homogenizer | SPX | APV-2000 | |
| Instron 5960 | Instron | Instron 5960, Biopuls Bath, 100 N load cell, 37 °C, | |
| Physica MCR 301 rheometer | Anton Paar | CP25-2-SN7617, gap height 0.05 mm, 25 °C | |
| Sorvall Lynx 6000 centrifuge | AB Ninolab | s/n 41881692 | F12-rotor (6×500 ml) |
| stainless steel nozzle | Structur3D Printing | 800, 600 and 400 µm | |
| thingsinverse | MakerBot's | sharing and downloading 3D printable things in form of stl files | |
| ultra sonication | Qsonica, LLC | Q500 | |
| Unbarked wood chips | Norway spruce(Picea abies) | dry matter content of 50–55% |
Riferimenti
- Moon, R. J., Martini, A., Nairn, J., Simonsen, J., Youngblood, J. Cellulose nanomaterials review: structure, properties and nanocomposites. Chemical Society Reviews. 40 (7), 3941-3994 (2011).
- Dufresne, A. Nanocellulose: a new ageless bionanomaterial. Materials Today. 16 (6), 220-227 (2013).
- Chinga-Carrasco, G. Potential and limitations of nanocelluloses as components in biocomposite inks for three-dimensional bioprinting and for biomedical devices. Biomacromolecules. 19 (3), 701-711 (2018).
- Naseri, N., Poirier, J., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K., Mathew, A. P. 3-Dimensional porous nanocomposite scaffolds based on cellulose nanofibers for cartilage tissue engineering: tailoring of porosity and mechanical performance. Royal Society of Chemistry Advances. 6 (8), 5999-6007 (2016).
- Naseri, N., Deepa, B., Mathew, A. P., Oksman, K., Girandon, L. Nanocellulose-Based Interpenetrating Polymer Network (IPN) Hydrogels for Cartilage Applications. Biomacromolecules. 17 (11), 3714-3723 (2016).
- Naseri, N., Mathew, A. P., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K. Porous electrospun nanocomposite mats based on chitosan-cellulose nanocrystals for wound dressing: effect of surface characteristics of nanocrystals. Cellulose. 22 (1), 521-534 (2015).
- Xing, Q., Zhao, F., Chen, S., McNamara, J., DeCoster, M. A., Lvov, Y. M. Porous biocompatible three-dimensional scaffolds of cellulose microfiber/gelatin composites for cell culture. Acta Biomaterialia. 6 (6), 2132-2139 (2010).
- Nandgaonkar, A., Krause, W., Lucia, L. Fabrication of cellulosic composite scaffolds for cartilage tissue engineering. Nanocomposites for musculoskeletal tissue regeneration. , 187-212 (2016).
- Gross, B. C., Erkal, J. L., Lockwood, S. Y., Chen, C., Spence, D. M. Evaluation of 3D printing and its potential impact on biotechnology and the chemical sciences. Analytical Chemistry. 86 (7), 3240-3253 (2014).
- Markstedt, K., Mantas, A., Tournier, I., Martínez Ávila, H., Hägg, D., Gatenholm, P. 3D bioprinting human chondrocytes with nanocellulose-alginate bioink for cartilage tissue engineering applications. Biomacromolecules. 16 (5), 1489-1496 (2015).
- Sultan, S., Mathew, A. P. 3D printed scaffolds with gradient porosity based on a cellulose nanocrystal hydrogel. Nanoscale. 10, 4421-4431 (2018).
- Sultan, S., Siqueira, G., Zimmermann, T., Mathew, A. P. 3D printing of nano-cellulosic biomaterials for medical applications. Current Opinion in Biomedical Engineering. 2, 29-34 (2017).
- Sultan, S., Abdelhamid, H. N., Zou, X., Mathew, A. P. CelloMOF: Nanocellulose Enabled 3D Printing of Metal-Organic Frameworks. Advanced Functional Materials. , 1805372-1805384 (2018).
- Siqueira, G., et al. Cellulose Nanocrystal Inks for 3D Printing of Textured Cellular Architectures. Advanced Functional Materials. 27 (12), 1604619-1604629 (2017).
- Wang, J., et al. All-in-One Cellulose Nanocrystals for 3D Printing of Nanocomposite Hydrogels. Angewandte Chemie International Edition. 57 (9), 2353-2356 (2018).
- Hausmann, M. K., et al. Dynamics of Cellulose Nanocrystal Alignment during 3D Printing. ACS Nano. 12 (7), 6926-6937 (2018).
- Liu, Y., et al. Nanoscale assembly of cellulose nanocrystals during drying and redispersion. ACS Macro Letters. 7 (2), 172-177 (2018).
- Murphy, S. V., Atala, A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nature Biotechnology. 32 (8), 773-785 (2014).
- Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature communications. 5, 3935 (2014).
- Xia, Z., Jin, S., Ye, K. Tissue and organ 3D bioprinting. SLAS TECHNOLOGY: Translating Life Sciences Innovation. 23 (4), 301-314 (2018).
- Zhang, Q., Lu, H., Kawazoe, N., Chen, G. Pore size effect of collagen scaffolds on cartilage regeneration. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2005-2013 (2014).
- Loh, Q. L., Choong, C. Three-dimensional scaffolds for tissue engineering applications: role of porosity and pore size. Tissue Engineering, Part B: Reviews. 19 (6), 485-502 (2013).
- Bružauskaitė, I., Bironaitė, D., Bagdonas, E., Bernotienė, E. Scaffolds and cells for tissue regeneration: different scaffold pore sizes-different cell effects. Cytotechnology. 68 (3), 355-369 (2016).
- Zhang, L., Hu, J., Athanasiou, K. A. The role of tissue engineering in articular cartilage repair and regeneration. Critical Reviews™ in Biomedical Engineering. 37 (1-2), (2009).
- Athanasiou, K., Rosenwasser, M., Buckwalter, J., Malinin, T., Mow, V. Interspecies comparisons of in situ intrinsic mechanical properties of distal femoral cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 9 (3), 330-340 (1991).
- Schinagl, R. M., Gurskis, D., Chen, A. C., Sah, R. L. Depth-dependent confined compression modulus of full-thickness bovine articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 15 (4), 499-506 (1997).
- Athanasiou, K., Niederauer, G., Schenck, R. Biomechanical topography of human ankle cartilage. Annals Biomedical Engineering. 23 (5), 697-704 (1995).
- Athanasiou, K. A., Liu, G. T., Lavery, L. A., Lanctot, D. R., Schenck, R. C. Biomechanical topography of human articular cartilage in the first metatarsophalangeal joint. Clinical Orthopaedics and Related Research. 348, 269-281 (1998).
- Guilak, F., Jones, W. R., Ting-Beall, H. P., Lee, G. M. The deformation behavior and mechanical properties of chondrocytes in articular cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 7 (1), 59-70 (1999).
- Mathew, A. P., Oksman, K., Karim, Z., Liu, P., Khan, S. A., Naseri, N. Process scale up and characterization of wood cellulose nanocrystals hydrolysed using bioethanol pilot plant. Industrial Crops and Products. 58, 212-219 (2014).
- Compton, B. G., Lewis, J. A. 3D-printing of lightweight cellular composites. Advanced Materials. 26 (34), 5930-5935 (2014).
- Sarem, M., Moztarzadeh, F., Mozafari, M. How can genipin assist gelatin/carbohydrate chitosan scaffolds to act as replacements of load-bearing soft tissues. Carbohydrate Polymers. 93 (2), 635-643 (2013).
- Chia, H. N., Hull, M. Compressive moduli of the human medial meniscus in the axial and radial directions at equilibrium and at a physiological strain rate. Journal of orthopaedic research. 26 (7), 951-956 (2008).
- Zhang, K., Fan, Y., Dunne, N., Li, X. Effect of microporosity on scaffolds for bone tissue engineering. Regenerative biomaterials. 5 (2), 115-124 (2018).
- Lin, N., Dufresne, A. Nanocellulose in biomedicine: Current status and future prospect. European Polymer Journal. 59, 302-325 (2014).
- Domingues, R. M., Gomes, M. E., Reis, R. L. The potential of cellulose nanocrystals in tissue engineering strategies. Biomacromolecules. 15 (7), 2327-2346 (2014).
