Standard driftsprosedyre for Lyssavirus overvåkning av bat befolkningen i Taiwan
Summary
Denne protokollen introduserer en standard laboratorium driftsprosedyre for diagnostisk testing av lyssavirus antigener i ball i Taiwan.
Abstract
Virus i slekten Lyssavirus er zoonotiske patogener, og minst syv Lyssavirus arter er forbundet med menneskelige saker. Fordi ball er naturlige reservoarer av de fleste lyssaviruses, en lyssavirus overvåking program av ball har vært gjennomført i Taiwan siden 2008 for å forstå økologi av disse virusene i ball. I dette programmet, ikke-statlige bat bevaring organisasjoner og lokale dyr sykdom kontroll sentre samarbeidet for å samle døde ball eller ball døende av svakhet eller sykdom. Hjernevev av ball ble innhentet gjennom obduksjon og utsatt for direkte fluorescerende antistoff test (FAT) og omvendt transkripsjon polymerase kjedere reaksjon (RT-PCR) for påvisning av lyssavirus antigener og nukleinsyre syrer. For det Basin, det vil si to annerledes rabiat diagnosis konjugater er anbefalt. For RT-PCR brukes to sett med primere (JW12/N165-146, N113F/N304R) til å forsterke en delvis sekvens av det lyssavirus nucleoprotein genet. Dette Overvåkningsprogrammet overvåker lyssaviruses og andre zoonotiske midler i ball. Taiwan bat lyssavirus finnes i to tilfeller av den japanske pipistrelle (Pipistrellus abramus) i 2016 – 2017. Disse funnene bør informere offentligheten, helsepersonell, og forskere av den potensielle risikoen ved å kontakte ball og annet dyreliv.
Introduction
Virus i slekten Lyssavirus er zoonotiske patogener. Det er minst syv lyssavirus arter forbundet med menneskelige tilfeller1. I tillegg til de 16 artene i denne slekten1,2,3, Taiwan bat lyssavirus (TWBLV)4 og Kotalahti bat lyssavirus5 har nylig blitt identifisert i ball, men deres taksonomisk statuser har ennå å bestemmes.
Ball er de naturlige vertene av de fleste lyssaviruses, med unntak av Mokola lyssavirus og Ikoma lyssavirus, som ennå ikke er identifisert i noen ball1,2,3,6. Informasjonen på lyssaviruses i asiatiske ball er fortsatt begrenset. To uncharacterized lyssaviruses i asiatiske balltre (ett i India og den andre i Thailand)7,8 har blitt rapportert. Ettall Human rabiat rettssak forbundet med en bat bit inne Porselen var rapportere inne 2002, bortsett fra diagnosen var fremstilt bare av klinisk observasjon9. I Sentral-Asia ble Aravan lyssavirus identifisert i mindre mus-eared bat (Myotis blythi) i kirgisistan i 1991, og Khujand lyssavirus ble identifisert i denne bat (Myotis Mystacinus) i Tadsjikistan i 200110. I Sør-Asia, Gannoruwa bat lyssavirus ble identifisert i den indiske flygende reven (Pteropus Medius) i Sri Lanka i 20153. I Sørøst-Asia, flere serologisk studier på ball i Filippinene, Thailand, Bangladesh, Kambodsja og Vietnam vistevariable seroprevalensdata11,12,13,14, 15av dem. Selv om Irkut lyssavirus ble identifisert i den større rør-nese bat (Murina leucogaster) i Jilin provinsen, kina i 2012 til16, forblir den eksakte arten og plasseringene av Lyssaviruses i øst-asiatiske bat populasjoner ukjent.
For å vurdere tilstedeværelsen av lyssavirus i taiwanske bat populasjoner, et overvåkningsprogram ansette både direkte FAT og RT-PCR ble igangsatt. Taiwan bat lyssavirus ble identifisert i to tilfeller av den japanske pipistrelle (Pipistrellus abramus)4 i 2016 – 2017. I denne artikkelen er et laboratorium standard driftsprosedyre innført for lyssavirus overvåking av bat befolkningen i Taiwan. Flyten diagram av bat lyssavirus diagnose i vårt laboratorium er presentert i figur 1.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dette laboratoriet standard driftsprosedyre (SOP) gir en seriell prosess for å teste bat prøver for tilstedeværelsen av lyssavirus antigener i Taiwan. De viktigste trinnene inkluderer ansettelse av FAT og RT-PCR. Utvalget av egnede prøver og vellykket isolering av viruset er også viktig. I tillegg ble noen feilsøking utført under overvåkingen av bat lyssaviruses. Den største forskjellen var målet dyrene. Opprinnelig (2008-2009), målet dyrene i bat lyssavirus overvåking var live ball, som var fanget i Kinmen I…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi takker Tien-Cheng Li, Yi-tang Lin, Chia-Jung Tsai, og ya-LAN Li for deres assistanse i løpet av denne studien. Denne studien ble støttet av Grant no. 107AS-8.7.1-BQ-B2 (1) fra Bureau of Animal and Plant Health inspeksjon og karantene, Council of Agriculture, Executive yuan, Taiwan.
Materials
| 2.5% Trypsin (10x) | Gibco | 15090046 | Trppsin |
| 25 cm2 flask | Greiner bio-one | 690160 | |
| Acetone | Honeywell | 32201-1L | |
| Agarose I | VWR Life Science | 97062-250 | |
| Alcohol | NIHON SHIYAKU REAGENT | NS-32294 | |
| AMV Reverse Transcriptase | Promega | M5101 | |
| Antibiotic-Antimycotic(100X) | Gibco | 15240-062 | MEM-10 |
| Blade | Braun | BA215 | |
| Centrifuge | eppendorf | 5424R | |
| Chemilumineance system | TOP BIO CO. | MGIS-21-C2-1M | |
| Collection tube | Qiagen | 990381 | |
| Collection tube | SSI | 2341-SO | |
| Cover slide | Muto Pure chemical Co., LTD. | 24505 | |
| DNA analyzer | Applied Biosystems | 3700XL | |
| Fetal bovine serum | Gibco | 10437028 | MEM-10 |
| FITC Anti-Rabies Monoclonal Globulin | Fujirebio Diagnostic Inc. | 800-092 | FITC-conjugated anti-rabies antibodies: reagent B |
| Four-well Teflon-coating glass slide | Thermo Fisher Scientific | 30-86H-WHITE | |
| Gel Electrophoresis System | Major Science | MJ-105-R | |
| HBSS (1x) | Gibco | 14175095 | Trppsin |
| Incubator | ASTEC | SCA-165DS | |
| Inverted Microscope | Olympus | IX71 | |
| L-Glutamine 200 mM (100x) | Gibco | A2916801 | MEM-10 |
| LIGHT DIAGNOSTICS Rabies FAT reagent | EMD Millipore Corporation | 5100 | FITC-conjugated anti-rabies antibodies: reagent A |
| MagNA Pure Compact Instrument | Roche | 03731146001 | |
| MagNA Pure Compact NA Isolation Kit 1 | Roche | 03730964001 | |
| MEM (10x) | Gibco | 11430030 | MEM-10 |
| MEM NEAA (100x) | Gibco | 11140050 | MEM-10 |
| MEM vitamin solution | Gibco | 11120052 | MEM-10 |
| NaHCO3 | Merck | 1.06329.0500 | MEM-10 |
| Needle | Terumo | NN*2332R9 | |
| PBS | Medicago | 09-8912-100 | |
| Primer synthesis | Mission Biotech | ||
| RNasin ribonuclease inhibitor | Promega | N2111 | |
| Sequencing service | Mission Biotech | ||
| Slide | Thermo Scientific | AA00008032E00MNT10 | |
| Sodium Pyruvate (100 mM) | Gibco | 11360070 | MEM-10 |
| Stainless Steel Beads | QIAGEN | 69989 | |
| Sterile absorbent pad | 3M | 1604T-2 | |
| Syringe filter | Nalgene | 171-0045 | |
| Taq polymerase | JMR Holdings | JMR-801 | |
| Thermal cycler | Applied Biosystems | 2720 | |
| TissueLyser II | QIAGEN | 85300 | |
| Tongue depressor | HONJER CO., LTD. | 122246 | |
| Tweezer | Tennyson medical Instrument developing CO., LTD. | A0601 | |
| Tylosin Tartrate | Sigma | T6271-10G | MEM-10 |
Riferimenti
- Kuzmin, I. V., Rupprecht, C. E., Nagarajan, T. Basic facts about lyssavirus. Current laboratory techniques in rabies diagnosis, research, and prevention, volume 1. , 3-21 (2014).
- Aréchiga Ceballos, N., et al. Novel lyssavirus in bat, Spain. Emerging Infectious Diseases. 19 (5), 793-795 (2013).
- Gunawardena, P. S., et al. Lyssavirus in Indian Flying Foxes, Sri Lanka. Emerging Infectious Diseases. 22 (8), 1456-1459 (2016).
- Hu, S. C., et al. Lyssavirus in Japanese Pipistrelle, Taiwan. Emerging Infectious Diseases. 24 (4), 782-785 (2018).
- Nokireki, T., Tammiranta, N., Kokkonen, U. -. M., Kantala, T., Gadd, T. Tentative novel lyssavirus in a bat in Finland. Transboundary Emerging Diseases. 65 (3), 593-596 (2018).
- Banyard, A. C., Evans, J. S., Luo, T. R., Fooks, A. R. Lyssaviruses and bats: emergence and zoonotic threat. Viruses. 6 (8), 2974-2990 (2014).
- Pal, S. R., et al. Rabies virus infection of a flying fox bat, Pteropus policephalus in Chandigarh, Northern India. Tropical and Geographical Medicine. 32 (3), 265-267 (1980).
- Smith, P. C., Lawhaswasdi, K., Vick, W. E., Stanton, J. S. Isolation of rabies virus from fruit bats in Thailand. Nature. 216 (5113), 384 (1967).
- Tang, X. Pivotal role of dogs in rabies transmission, China. Emerging Infectious Diseases. 11 (12), 1970-1972 (2005).
- Kuzmin, I. V., et al. Bat lyssaviruses (Aravan and Khujand) from Central Asia: phylogenetic relationships according to N, P and G gene sequences. Virus Research. 97 (2), 65-79 (2003).
- Arguin, P. M., et al. Serologic evidence of Lyssavirus infections among bats, the Philippines. Emerging Infectious Diseases. 8 (3), 258-262 (2002).
- Lumlertdacha, B., et al. Survey for bat lyssaviruses, Thailand. Emerging Infectious Diseases. 11 (2), 232-236 (2005).
- Kuzmin, I. V., et al. Lyssavirus surveillance in bats, Bangladesh. Emerging Infectious Diseases. 12 (3), 486-488 (2006).
- Reynes, J. -. M., et al. Serologic evidence of lyssavirus infection in bats, Cambodia. Emerging Infectious Diseases. 10 (12), 2231-2234 (2004).
- Nguyen, A. T., et al. Bat lyssaviruses, northern Vietnam. Emerging Infectious Diseases. 20 (1), 161-163 (2014).
- Liu, Y., Zhang, S., Zhao, J., Zhang, F., Hu, R. Isolation of Irkut virus from a Murina leucogaster bat in China. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (3), 2097 (2013).
- Kaplan, M. M., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Kiprowski, H. Safety precautions in handling rabies virus. Laboratory Techniques in Rabies, 4th Ed. , 3-8 (1996).
- Smith, I., Wang, L. F. Bats and their virome: an important source of emerging viruses capable of infecting humans. Current Opinion in Virology. 3 (1), 84-91 (2013).
- Corbet, G. B., Hill, J. E. . The mammals of the Indomalayan region: a systematic review. , (1992).
- Mayer, F., von Helversen, O. Cryptic diversity in European bats. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 268 (1478), 1825-1832 (2001).
- Epstein, J. H., Field, H. E., Wang, L. F., Cowled, C. Anthropogenic epidemics: the ecology of bat-borne viruses and our role in their emergence. Bats and viruses: a new frontier of emerging infectious diseases. , 249-280 (2016).
- . Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019)
- Hayman, D. T. S., et al. A universal real-time assay for the detection of Lyssaviruses. Journal of Virological Methods. 177 (1), 87-93 (2011).
- Franka, R., et al. A new phylogenetic lineage of rabies virus associated with western pipistrelle bats (Pipistrellus hesperus). Journal of General Virology. 87 (8), 2309-2321 (2006).
- Trimarchi, C. V., Smith, J. S., Press, A., Jackson, A. C., Wunner, W. H. Diagnostic evaluation. Rabies, 1st ed. , 307-349 (2002).
- Moldal, T., et al. First detection of European bat lyssavirus type 2 (EBLV-2) in Norway. BMC Veterinary Research. 13, 216 (2017).
- Robardet, E., et al. Comparative assay of fluorescent antibody test results among twelve European National Reference Laboratories using various anti-rabies conjugates. Journal of Virological Methods. 191 (1), 88-94 (2013).
- Hanlon, C. A., Nadin-Davis, S. A., Jackson, A. C. Laboratory diagnosis of rabies. Rabies, 3rd ed. , 409-459 (2013).
- Fischer, M., et al. A step forward in molecular diagnostics of lyssaviruses–results of a ring trial among European laboratories. PLoS ONE. 8 (3), 58372 (2013).
- David, D., et al. Rabies virus detection by RT-PCR in decomposed naturally infected brains. Veterinary Microbiology. 87 (2), 111-118 (2002).
- Robardet, E., Picard-Meyer, E., Andrieu, S., Servat, A., Cliquet, F. International interlaboratory trials on rabies diagnosis: an overview of results and variation in reference diagnosis techniques (fluorescent antibody test, rabies tissue culture infection test, mouse inoculation test) and molecular biology techniques. Journal of Virological Methods. 177 (1), 15-25 (2011).
