Summary

تقييم البيئة الدقيقة للورم من الانبثاث المدخل بوساطة الأوعية الدموية المرتبطة بنشر الخلايا السرطانية باستخدام التصوير داخل الحيوية وتحليل الأنسجة الثابتة

Published: June 26, 2019
doi:

Summary

نحن نصف طريقتين لتقييم نفاذية الأوعية الدموية العابرة المرتبطة بالورم المجهري من ورم وظيفة المدخل (TMEM) وintravasation الخلايا السرطانية باستخدام الحقن الوريدي من الوزن الجزيئي العالي (155 kDa) dextran في الفئران. وتشمل الأساليب التصوير داخل الحيوية في الحيوانات الحية وتحليل الأنسجة الثابتة باستخدام الفلورة المناعية.

Abstract

السبب الأكثر شيوعا للوفيات المرتبطة بالسرطان هو الانبثاث، وهي عملية تتطلب نشر الخلايا السرطانية من الورم الأساسي إلى المواقع الثانوية. في الآونة الأخيرة، أنشأنا أن نشر الخلايا السرطانية في سرطان الثدي الأولي وفي المواقع النقيلية في الرئة لا يحدث إلا عند المداخل تسمى الورم MicroEnvironment من الانبثاث (TMEM). TMEM رقم المدخل هو التكهن لتكرار بعيد من المرض النقيلي في مرضى سرطان الثدي. وتتكون مداخل TMEM من خلية السرطان التي تعبر عن البروتين التنظيمية الأكتين مينا في اتصال مباشر مع الضامة المحيطة بالأوعية الدموية، proangiogenic الذي يعبر عن مستويات عالية من TIE2 وVEGF، حيث ترتبط كل من هذه الخلايا بإحكام إلى الدم خلية بطانة السفينة. يمكن للخلايا السرطانية أن تُدخل من خلال مداخل TMEM بسبب نفاذية الأوعية الدموية العابرة التي ينظمها النشاط المشترك للماكروفيج المرتبط بـ TMEM وخلية السرطان التي تعبر عن الشرق الأوسط وشمال أفريقيا والمرتبطة بـ TMEM. في هذه المخطوطة، نقوم بوصف طريقتين لتقييم نفاذية الأوعية الدموية العابرة التي يتم الاستفادة منها بوساطة TMEM: التصوير داخل الحيوية ومناعة الأنسجة الثابتة. وعلى الرغم من أن كلا الأسلوبين لهما مزاياهما وعيوبه، فإن الجمع بين الاثنين قد يوفر التحليلات الأكثر اكتمالاً لنفاذية الأوعية الدموية التي تتوسط فيها هذه الطريقة، فضلاً عن المتطلبات البيئية الدقيقة لوظيفة TMEM. وبما أن العملية النقيلية في سرطان الثدي، وربما أنواع أخرى من السرطان، تنطوي على نشر الخلايا السرطانية عبر مداخل TMEM، فمن الضروري استخدام أساليب راسخة لتحليل نشاط مدخل TMEM. توفر الطريقتان الموصوفتان هنا نهجاً شاملاً لتحليل نشاط مدخل TMEM، سواء في الحيوانات الساذجة أو المعالجة الدوائية، والتي لها أهمية قصوى في التجارب السابقة للإكلينيكي للعوامل التي تمنع الخلايا السرطانية النشر عن طريق TMEM.

Introduction

وقد كشفت التطورات الأخيرة في فهمنا للورم الانبثاث السرطاني أن الانتقال الظهاري إلى mesenchymal (EMT) وتحريض التجمعات الفرعية الخلايا السرطانية المهاجرة / الغازية ليست، في حد ذاتها، كافية لنشر الهيماتوجينية 1.في الواقع، كان يعتقد سابقا أن الخلايا السرطانية المنتشرة intravasate من خلال كامل البطانة المرتبطة بالسرطان كما يتميز الورم neovasculature في كثير من الأحيان من قبل انخفاض تغطية pericyte، وعلى هذا النحو، هو نفاذية للغاية و غير مستقر2،3،4. على الرغم من أن الإيحاء الشديد للوظائف المعيبة داخل الورم، فإن تعديلات الأوعية الدموية أثناء التسرطن لا توفر دليلاً في حد ذاته على أن الخلايا السرطانية يمكن أن تخترق الأوعية الدموية بسهولة وبطريقة غير منضبطة. الرؤى من دراسات التصوير داخل الحيوية (IVI)، التي يتم فيها تمييز الخلايا السرطانية بشكل فلورسنت وتسمية الأوعية الدموية عن طريق الحقن الوريدي لتحقيقات الفلورسنت (مثل dextran أو نقاط الكم)، تبين أنه في حين أن الأوعية الورمية هي بشكل موحد نفاذية إلى انخفاض الوزن الجزيئي dextrans (على سبيل المثال 70 كيلوD)، وارتفاع الوزن الجزيئي dextrans (155 kD) والخلايا السرطانية يمكن عبور البطانة فقط في المواقع المتخصصة من intravasation التي تقع بشكل تفضيلي في نقطة فرع الأوعية الدموية 6 , 7.أظهرت التحليلات المناعية الكيميائية (IHC) باستخدام النماذج الحيوانية والمواد البشرية المشتقة من المرضى أن هذه المواقع هي “المداخل” التي تتخصص في تنظيم نفاذية الأوعية الدموية، محليا وعابرا، وتوفير نافذة قصيرة من فرصة للخلايا السرطانية المهاجرة / الغازية لدخول الدورة الدموية. وتسمى هذه المداخل “الورم microenvironment من الانبثاث” أو “TMEM”، ومن المتوقع تماما، كثافتها يرتبط مع زيادة خطر الإصابة بمرض النقيلي في مرضى سرطان الثدي8،9، 10.

يتكون كل مدخل TMEM من ثلاثة أنواع متميزة من الخلايا: الضامة المحيطة بالأوعية الدموية، وخلية الورم الإفراط في التعبير عن الثدييات البروتين الأكتين التنظيمية تمكين (مينا)، وخلية بطانة الرحم، وكلها في اتصال جسدي مباشر مع بعضها البعض 5،9،10،11،12،13. الحدث الرئيسي لوظيفة TMEM كمدخل intravasation هو الإفراج المحلي من عامل النمو بطانة الأوعية الدموية (VEGF) على السفينة الكامنة من قبل الضامة المحيطة الوعائية14. VEGF يمكن تعطيل تقاطعات متجانسة بين الخلايا البطانية15،16،17،18،19، وهي ظاهرة تؤدي إلى تسرب الأوعية الدموية عابرة ، أيضا المعروفة باسم “انفجار” نفاذية كما هو موضح في دراسات IVI 5. وقد ثبت أن الضامة TMEM للتعبير عن مستقبلات كيناز التيروزين TIE2، وهو مطلوب لوظيفة TMEM بوساطة VEGF وتحيةمن هذه الضامة إلى محراب ما قبل الأوعية الدموية 5،20،21 , 22.بالإضافة إلى تنظيم نشر الخلايا السرطانية وورم خبيث، وقد ثبت TIE2+ الضامة لتكون المنظمين المركزيين للورم الوعائي21،22،23، 24،25،26،27،28،29،30،31. على هذا النحو، TIE2+ الضامة تمثل مكونا حاسما من البيئة الدقيقة الورم والمنظم الرئيسي للشلال النقيلي.

لتحسين تصور نفاذية الأوعية الدموية التي يتم التوصل إليها بوساطة TMEM (أي “الانفجار”)، من المهم جداً تمييزها عن الأساليب الأخرى لنفاذية الأوعية الدموية التي لا ترتبط بإنحلال تقاطعات الخلايا الخلوية البطانية. في البطانة سليمة (واحد الذي لا تتعطل تقاطعات ضيق ة وملتزمة)، وهناك ثلاثة أنواع رئيسية من نفاذية الأوعية الدموية: (أ) بينوسيتوسيل، والتي قد، أو قد لا، أن يقترن بتبديل المواد التي تم تناولها. (ب) نقل المواد عن طريق الفينستري البطانية؛ (ج) نقل المواد عبر المسار شبه الخلوي، الذي تنظمه تقاطعات ضيقة بطانةالرحم 15،16،17،18،19،32 , 33 , 34.على الرغم من إلغاء الضوابط التنظيمية في العديد من الأورام، وقد وصفت وسائط المذكورة أعلاه من نفاذية الأوعية الدموية في الغالب في سياق علم وظائف الأعضاء الأنسجة الطبيعية والتوازن، والتطرف منها هي الأنسجة مع نفاذية محدودة ( على سبيل المثال، حاجز الدم في الدماغ، حاجز الخصية في الدم)، أو نفاذية وفيرة (على سبيل المثال، الشعيرات الدموية المنفوية للجهاز الكبيبي الكلى)34،35،36،37.

باستخدام التصوير متعدد الأبعاد والتنظير المجهري المتعدد الفلورة المناعية، يمكننا التمييز بين نفاذية الأوعية الدموية بوساطة TMEM (“الانفجار”) وغيرها من طرق نفاذية الأوعية الدموية في أورام الثدي. لتحقيق ذلك، نقوم بإجراء حقن ة واحدة عن طريق الوريد من وزن جزيئي عالي، مسبار مسمى بفلورسنت في الفئران. ويمكن بعد ذلك التقاط أحداث الانفجار التلقائي باستخدام التصوير داخل الحيوية في الفئران الحية. أو بدلا ً من ذلك، يمكن قياس التجاوز من التحقيق عن طريق دراسات التعريب المشترك مع الأوعية الدموية (على سبيل المثال CD31+ أو Endomucin+) ومداخل TMEM باستخدام الفحص المجهري الفلورة المناعية. وتصف البروتوكولات المعروضة هنا كلا الأسلوبين اللذين يمكن استخدامهما إما بصورة مستقلة أو بالاقتران مع بعضهما البعض.

Protocol

ويجب إجراء جميع التجارب التي تستخدم الحيوانات الحية وفقا للمبادئ التوجيهية واللوائح المتعلقة بالاستخدام الحيواني والرعاية. تم تنفيذ الإجراءات الموضحة في هذه الدراسة وفقا للوائح المعاهد الوطنية للصحة فيما يتعلق برعاية واستخدام الحيوانات التجريبية وبموافقة كلية ألبرت أينشتاين للطب وال…

Representative Results

وتتلخص الإجراءات التجريبية الموصوفة في هذه المادة من البروتوكول بإيجاز وتوضح في الشكل 1ألف- جيم. لقياس نفاذية الأوعية الدموية بوساطة TMEM (“نشاط الانفجار”) والحد من الضوضاء التجريبية من طرق أخرى لنفاذية الأوعية الدموية (أي عبر الخلايا وشبه الخلوية، ك?…

Discussion

هنا، نقوم بالخطوط العريضة لاثنين من البروتوكولات التي يمكن تطبيقها لتصور وتحديد نوع معين من نفاذية الأوعية الدموية التي هي موجودة في مداخل TMEM ويرتبط مع تعطيل الأوعية الدموية ضيق وتقاطعات adherens. هذا النوع من نفاذية الأوعية الدموية عابرة وتسيطر عليها مركبالخلايا TMEM الثلاثي، ك?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نود أن نشكر مرفق التصوير التحليلي (AIF) في كلية ألبرت أينشتاين للطب على دعم التصوير. وقد تم دعم هذا العمل من خلال منح من NCI (P30CA013330، CA150344، CA 100324 و CA216248)، وSIG 1S10OD019961-01، ومركز Gruss-Lipper Biophotonics وبرنامج التصوير المتكامل الخاص به، ومونتيفيوري روث L. Kirschstein T32 منحة التدريب من الجراحين لدراسة البيئة الدقيقة الورم (CA200561).

شارك GSK في كتابة المخطوطة، وأنجز التصوير للشكل 1C و3B، ووضع بروتوكول تحليل الأنسجة الثابتة، وتحليل وتفسير جميع البيانات؛ شارك JMP في كتابة المخطوطة، وأجرى الجراحة والتصوير داخل الحيوية للشكل 1B و 2C و 3A؛ أجرى LB & AC الجراحة والتصوير داخل الحيوية للشكل 2B; أجرت الملكية الأردنية الجراحة والتصوير داخل الحيوية للرقم 2A. شاركت هيئة الأوراق المالية في كتابة المخطوطة وتحليل جميع البيانات وتفسيرها؛ شاركت المنظمة في كتابة المخطوطة وتحليل جميع البيانات وتفسيرها؛ وأجرى دي الجراحة والتصوير داخل الحيوية للشكل 2D، وشارك في كتابة المخطوطة، ووضع تحليل الأنسجة الثابتة وبروتوكولات التصوير داخل الحيوية، وتحليل وتفسير جميع البيانات.

Materials

Anti-rabbit IgG (Alexa 488) Life Technologies Corporation A-11034
Anti-rat IgG (Alexa 647) Life Technologies Corporation A-21247
Bovine Serum Albumin Fisher Scientific BP1600-100
Citrate Eng Scientific Inc 9770
Cover Glass Slips Electron Microscopy Sciences 72296-08
Cyanoacrylate Adhesive Henkel Adhesive 1647358
DAPI Perkin Elmer FP1490
Dextran-Tetramethyl-Rhodamine Sigma Aldrich T1287
DMEM/F12 Gibco 11320-033
Endomucin (primary antibody) Santa Cruz Biotechnology sc-65495
Enrofloxacin Bayer 84753076 v-06/2015
Fetal Bovine Serum Sigma Aldrich F2442
Fish Skin Gelatin Fisher Scientific G7765
Insulin Syringe Becton Dickinson 309659
Isofluorane Henry Schein NDC 11695-6776-2
Matrigel Corning CB40234 Artificial extracellular matrix
Needle (30 G) Becton Dickinson 305128
Phosphate Buffered Saline Life Technologies Corporation PBS
Polyethylene Tubing Scientific Commodities Inc BB31695-PE/1
Pulse Oximeter Kent Scientific MouseOx
Puralube Vet Ointment Dechra NDC 17033-211-38
Quantum Dots Life Technologies Corporation Q21561MP
Rubber McMaster Carr 1310N14
TMR (primary antibody) Invitrogen A6397
Tween-20 MP Biologicals TWEEN201
Xylene Fisher Scientific 184835

Riferimenti

  1. Karagiannis, G. S., Goswami, S., Jones, J. G., Oktay, M. H., Condeelis, J. S. Signatures of breast cancer metastasis at a glance. Journal of Cell Science. 129 (9), 1751-1758 (2016).
  2. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144 (5), 646-674 (2011).
  3. Raza, A., Franklin, M. J., Dudek, A. Z. Pericytes and vessel maturation during tumor angiogenesis and metastasis. American Journal of Hematology. 85 (8), 593-598 (2010).
  4. Pietras, K., Ostman, A. Hallmarks of cancer: interactions with the tumor stroma. Experimental Cell Research. 316 (8), 1324-1331 (2010).
  5. Harney, A. S., et al. Real-Time Imaging Reveals Local, Transient Vascular Permeability, and Tumor Cell Intravasation Stimulated by TIE2hi Macrophage-Derived VEGFA. Cancer Discovery. 5 (9), 932-943 (2015).
  6. Kedrin, D., et al. Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window. Nature Methods. 5 (12), 1019-1021 (2008).
  7. Wyckoff, J. B., et al. Direct visualization of macrophage-assisted tumor cell intravasation in mammary tumors. Ricerca sul cancro. 67 (6), 2649-2656 (2007).
  8. Sparano, J. A., et al. A metastasis biomarker (MetaSite Breast Score) is associated with distant recurrence in hormone receptor-positive, HER2-negative early-stage breast cancer. npj Breast Cancer. 3, 42 (2017).
  9. Rohan, T. E., et al. Tumor microenvironment of metastasis and risk of distant metastasis of breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (8), (2014).
  10. Robinson, B. D., et al. Tumor microenvironment of metastasis in human breast carcinoma: a potential prognostic marker linked to hematogenous dissemination. Clinical Cancer Research. 15 (7), 2433-2441 (2009).
  11. Pignatelli, J., et al. Invasive breast carcinoma cells from patients exhibit MenaINV- and macrophage-dependent transendothelial migration. Science Signaling. 7 (353), 112 (2014).
  12. Oktay, M. H., Jones, J. G. TMEM: a novel breast cancer dissemination marker for the assessment of metastatic risk. Biomarkers in Medicine. 9 (2), 81-84 (2015).
  13. Roussos, E. T., et al. Mena invasive (Mena(INV)) and Mena11a isoforms play distinct roles in breast cancer cell cohesion and association with TMEM. Clinical & Experimental Metastasis. 28 (6), 515-527 (2011).
  14. Harney, A. S., et al. The Selective Tie2 Inhibitor Rebastinib Blocks Recruitment and Function of Tie2(Hi) Macrophages in Breast Cancer and Pancreatic Neuroendocrine Tumors. Molecular Cancer Therapeutics. 16 (11), 2486-2501 (2017).
  15. Bates, D. O., Lodwick, D., Williams, B. Vascular endothelial growth factor and microvascular permeability. Microcirculation. 6 (2), 83-96 (1999).
  16. Lee, Y. C. The involvement of VEGF in endothelial permeability: a target for anti-inflammatory therapy. Current Opinion in Investigational Drugs. 6 (11), 1124-1130 (2005).
  17. Roberts, W. G., Palade, G. E. Neovasculature induced by vascular endothelial growth factor is fenestrated. Ricerca sul cancro. 57 (4), 765-772 (1997).
  18. Stan, R. V., et al. Immunoisolation and partial characterization of endothelial plasmalemmal vesicles (caveolae). Molecular Biology of the Cell. 8 (4), 595-605 (1997).
  19. Roberts, W. G., Palade, G. E. Increased microvascular permeability and endothelial fenestration induced by vascular endothelial growth factor. Journal of Cell Science. 108, 2369-2379 (1995).
  20. Arwert, E. N., et al. A Unidirectional Transition from Migratory to Perivascular Macrophage Is Required for Tumor Cell Intravasation. Cell Reports. 23 (5), 1239-1248 (2018).
  21. Kadioglu, E., De Palma, M. Cancer Metastasis: Perivascular Macrophages Under Watch. Cancer Discovery. 5 (9), 906-908 (2015).
  22. Hughes, R., et al. Perivascular M2 Macrophages Stimulate Tumor Relapse after Chemotherapy. Ricerca sul cancro. 75 (17), 3479-3491 (2015).
  23. Riabov, V., et al. Role of tumor associated macrophages in tumor angiogenesis and lymphangiogenesis. Frontiers in Physiology. 5, 75 (2014).
  24. Squadrito, M. L., De Palma, M. Macrophage regulation of tumor angiogenesis: implications for cancer therapy. Molecular Aspects of Medicine. 32 (2), 123-145 (2011).
  25. Ferrara, N. Role of myeloid cells in vascular endothelial growth factor-independent tumor angiogenesis. Current Opinion in Hematology. 17 (3), 219-224 (2010).
  26. Solinas, G., Germano, G., Mantovani, A., Allavena, P. Tumor-associated macrophages (TAM) as major players of the cancer-related inflammation. Journal of Leukocyte Biology. 86 (5), 1065-1073 (2009).
  27. Venneri, M. A., et al. Identification of proangiogenic TIE2-expressing monocytes (TEMs) in human peripheral blood and cancer. Blood. 109 (12), 5276-5285 (2007).
  28. Lewis, C. E., De Palma, M., Naldini, L. Tie2-expressing monocytes and tumor angiogenesis: regulation by hypoxia and angiopoietin-2. Ricerca sul cancro. 67 (18), 8429-8432 (2007).
  29. Mazzieri, R., et al. Targeting the ANG2/TIE2 axis inhibits tumor growth and metastasis by impairing angiogenesis and disabling rebounds of proangiogenic myeloid cells. Cancer Cell. 19 (4), 512-526 (2011).
  30. Lewis, C. E., Ferrara, N. Multiple effects of angiopoietin-2 blockade on tumors. Cancer Cell. 19 (4), 431-433 (2011).
  31. Gabrusiewicz, K., et al. Anti-vascular endothelial growth factor therapy-induced glioma invasion is associated with accumulation of Tie2-expressing monocytes. Oncotarget. 5 (8), 2208-2220 (2014).
  32. Karagiannis, G. S., Condeelis, J. S., Oktay, M. H. Chemotherapy-induced metastasis: mechanisms and translational opportunities. Clinical & Experimental Metastasis. , (2018).
  33. Senger, D. R., et al. Tumor cells secrete a vascular permeability factor that promotes accumulation of ascites fluid. Science. 219 (4587), 983-985 (1983).
  34. Obermeier, B., Verma, A., Ransohoff, R. M. The blood-brain barrier. Handbook of Clinical Neurology. 133, 39-59 (2016).
  35. Satchell, S. C., Braet, F. Glomerular endothelial cell fenestrations: an integral component of the glomerular filtration barrier. American Journal of Physiology: Renal Physiology. 296 (5), 947-956 (2009).
  36. Stan, R. V. Endothelial stomatal and fenestral diaphragms in normal vessels and angiogenesis. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 11 (4), 621-643 (2007).
  37. Mruk, D. D., Cheng, C. Y. The Mammalian Blood-Testis Barrier: Its Biology and Regulation. Endocrine Reviews. 36 (5), 564-591 (2015).
  38. Entenberg, D., et al. Imaging Tumor Cell Movement in Vivo. Current Protocols in Cell Biology. 58 (1), 1-19 (2013).
  39. Entenberg, D., et al. Setup and use of a two-laser multiphoton microscope for multichannel intravital fluorescence imaging. Nature Protocols. 6 (10), 1500-1520 (2011).
  40. Sasmono, R. T., et al. A macrophage colony-stimulating factor receptor-green fluorescent protein transgene is expressed throughout the mononuclear phagocyte system of the mouse. Blood. 101 (3), 1155-1163 (2003).
  41. Ovchinnikov, D. A., et al. Expression of Gal4-dependent transgenes in cells of the mononuclear phagocyte system labeled with enhanced cyan fluorescent protein using Csf1r-Gal4VP16/UAS-ECFP double-transgenic mice. Journal of Leukocyte Biology. 83 (2), 430-433 (2008).
  42. Entenberg, D., et al. Time-lapsed, large-volume, high-resolution intravital imaging for tissue-wide analysis of single cell dynamics. Methods. 128, 65-77 (2017).
  43. Pastoriza, J. M., et al. Black race and distant recurrence after neoadjuvant or adjuvant chemotherapy in breast cancer. Clinical & Experimental Metastasis. , (2018).
  44. Williams, J. K., et al. Validation of a device for the active manipulation of the tumor microenvironment during intravital imaging. Intravital. 5 (2), 1182271 (2016).
  45. Harney, A. S., Wang, Y., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Extended Time-lapse Intravital Imaging of Real-time Multicellular Dynamics in the Tumor Microenvironment. Journal of Visualized Experiments. (112), e54042 (2016).
  46. Entenberg, D., et al. A permanent window for the murine lung enables high-resolution imaging of cancer metastasis. Nature Methods. 15 (1), 73-80 (2018).
  47. Roussos, E. T., et al. Mena invasive (MenaINV) promotes multicellular streaming motility and transendothelial migration in a mouse model of breast cancer. Journal of Cell Science. 124, 2120-2131 (2011).
  48. Karagiannis, G. S., et al. Neoadjuvant chemotherapy induces breast cancer metastasis through a TMEM-mediated mechanism. Science Translational Medicine. 9 (397), (2017).
  49. Chang, Y. S., Jalgaonkar, S. P., Middleton, J. D., Hai, T. Stress-inducible gene Atf3 in the noncancer host cells contributes to chemotherapy-exacerbated breast cancer metastasis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (34), 7159-7168 (2017).
  50. Jain, R. K. Normalization of tumor vasculature: an emerging concept in antiangiogenic therapy. Science. 307 (5706), 58-62 (2005).
  51. Winkler, F., et al. Kinetics of vascular normalization by VEGFR2 blockade governs brain tumor response to radiation: role of oxygenation, angiopoietin-1, and matrix metalloproteinases. Cancer Cell. 6 (6), 553-563 (2004).
  52. Goel, S., et al. Normalization of the vasculature for treatment of cancer and other diseases. Physiological Reviews. 91 (3), 1071-1121 (2011).
  53. Jain, R. K. Normalizing tumor microenvironment to treat cancer: bench to bedside to biomarkers. Journal of Clinical Oncology. 31 (17), 2205-2218 (2013).
  54. Carmeliet, P., Jain, R. K. Principles and mechanisms of vessel normalization for cancer and other angiogenic diseases. Nature Reviews Drug Discovery. 10 (6), 417-427 (2011).
  55. Meijer, E. F., Baish, J. W., Padera, T. P., Fukumura, D. Measuring Vascular Permeability In Vivo. Methods in Molecular Biology. 1458, 71-85 (2016).
check_url/it/59633?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Karagiannis, G. S., Pastoriza, J. M., Borriello, L., Jafari, R., Coste, A., Condeelis, J. S., Oktay, M. H., Entenberg, D. Assessing Tumor Microenvironment of Metastasis Doorway-Mediated Vascular Permeability Associated with Cancer Cell Dissemination using Intravital Imaging and Fixed Tissue Analysis. J. Vis. Exp. (148), e59633, doi:10.3791/59633 (2019).

View Video