Summary
Cette méthode permet l’enregistrement de la force des contractions twitch et tétanos et des potentiels d’action dans trois types d’unités motrices dans le muscle gastrocnemius médial de rat. L’isolement fonctionnel d’une seule unité motrice est induit par la stimulation électrique de l’axon.
Abstract
Ce travail décrit l’isolement fonctionnel des unités motrices (MUs), une méthode électrophysiologique standard pour déterminer les caractéristiques des unités motrices dans les muscles postérieurs (tels que le gastrocnemius médial, soleus, ou muscle plantaris) chez les rats expérimentaux. Un élément crucial de la méthode est l’application de stimuli électriques livrés à un axon moteur isolé de la racine ventrale. Les stimuli peuvent être administrés à intervalles inter-impulsions constants ou variables. Cette méthode convient aux expériences sur des animaux à différents stades de maturité (jeunes, adultes ou vieux). En outre, ce protocole peut être utilisé dans des expériences d’étude de la variabilité et de la plasticité des unités motrices évoquées par un large éventail d’interventions. Les résultats de ces expériences peuvent à la fois augmenter les connaissances de base en physiologie musculaire et être traduits en applications pratiques. Cette procédure se concentre sur la préparation chirurgicale pour l’enregistrement et la stimulation des MUs, en mettant l’accent sur les étapes nécessaires pour atteindre la stabilité de préparation et la reproductibilité des résultats.
Introduction
Les unités motrices (MUs) sont les plus petites unités fonctionnelles des muscles squelettiques. Par conséquent, la compréhension de leur fonction, plasticité et propriétés contractiles, ainsi que les mécanismes de leur régulation de la force, est cruciale pour le progrès dans la physiologie musculaire. Les propriétés contractiles de base des MUs et les proportions de leurs types physiologiques ont été documentées pour de nombreux muscles, principalement les muscles postérieurs chez les animaux expérimentaux. Cependant, la plasticité des propriétés de MU et les mécanismes de régulation de force de MU ne sont toujours pas entièrement compris.
Le principe de la méthode décrite est la dénervation étendue des muscles postérieurs, sauf celui étudié et laminectomy aux vertèbres lombaires afin de préparer les radicelles ventrales minces, chacune contenant un seul axon moteur « fonctionnel », stimulé électriquement pour enregistrer la force et le potentiel d’action de l’MU. En utilisant la technique décrite dans cet article, il est possible d’isoler plus de la moitié des MUs du muscle gastrocnemius médial dans une expérience réussie. Le gastrocnemius médial de rat est composé en moyenne de 52 MUs (femelles) ou 57 MUs (mâles) de trois types physiologiques : S (lent), FR (résistant rapide) et FF (fatigable rapide)1,2, et ont des propriétés contractiles variables3. Pour les expériences comparant les valeurs moyennes des UNITÉS dans les groupes de contrôle et expérimentaux, l’isolement et l’enregistrement de 10 à 30 UNITÉS pour chacun de ces groupes sont nécessaires. De façon critique, les MUs individuels peuvent être accessibles pour la stimulation pendant des périodes dépassant une heure. De plus, comme cette technique permet d’enregistrer à la fois la force mu et les potentiels d’action, cette méthode convient à l’étude des phénomènes associés à la production de force, à l’évaluation de l’effet de la fatigue et à l’observation de la relation entre la force et les potentiels d’action.
Des études antérieures ont confirmé que les propriétés contractiles mu sont en plastique et peuvent être modulées par de nombreuses interventions. Des expériences utilisant la technique décrite ici ont été exécutées sur le gastrocnemius médial de rat4 ou d’autres muscles postérieurs du rat5,6 aussi bien que sur des muscles de chat7,utilisant une méthode semblable d’isolement simple de MU. Une autre série d’expériences utilisant des trains de stimuli livrés à intervalles inter-impulsions variables a fourni des observations concernant les processus de contrôle moteur, et les résultats en général tournent l’attention sur l’histoire de la stimulation, y compris les effets considérables d’un changement d’échelle de temps d’un seul stimulus, crucial pour la production de force8,9.
Les MUs peuvent également être étudiés à l’aide de méthodes alternatives. Premièrement, une méthode est la stimulation directe des motoneurones. Burke a utilisé la stimulation intracellulaire des motoneurones dans le gastrocnemius médial de chat et le soleus avec des microélecrodes en verre utilisées en parallèle pour déterminer les propriétés électrophysiologiques de ces neurones1,10. D’autres méthodes ont été proposées pour étudier les MUs dans les muscles humains, qui nécessitent une intervention considérablement plus faible. Pour toutes ces méthodes, les électrodes stimulantes et d’enregistrements sont insérées dans le muscle ou le nerf, et la force est enregistrée à partir du doigt ou du pied. La première de ces méthodes a été utilisée pour étudier les MUs dans le premier muscle interosseous dorsal. Pour ce muscle, se contractant avec une faible force, dans l’électromyogramme enregistré avec l’électrode d’aiguille insérée dans le muscle les potentiels d’action d’une seule unité motrice active ont été identifiés. Ensuite, les fragments d’une force musculaire enregistrée en parallèle et suivant chaque potentiel d’action ont été mis en moyenne (moyenne déclenchée par pic). Cette méthode permet l’extraction de la force d’une unité motrice de la force musculaire enregistrement11. Cependant, la faiblesse méthodologique de cette procédure est qu’aucune force de secousse simple mais plutôt des fragments des contractions tétanos n’ont été moyens. Les MUs humains peuvent également être étudiés en utilisant la deuxième méthode de microstimulation électrique intramusculaire à l’aide d’une électrode insérée dans le muscle12, qui stimule un fragment d’un arbre axonal, conduisant à l’activation d’une seule unité motrice. La troisième méthode est la microstimulation avec une électrode insérée dans le nerf. Lorsque l’électrode n’active qu’un seul axon moteur dans le nerf, une seule unité motrice secontracte 13. Ces dernières méthodes ont certaines limites, y compris la stabilité et la qualité de l’enregistrement, les restrictions éthiques et l’accès au matériel expérimental. Ce protocole a été largement utilisé chez les chats dans les années 70 et 8014.
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Protocol
Toutes les procédures doivent être approuvées par le comité local d’éthique et respectées aux lignes directrices de l’Union européenne sur les soins aux animaux ainsi qu’à la loi nationale sur la protection des animaux.
REMARQUE : Chaque expérimentateur impliqué dans cette procédure doit être formé aux interventions chirurgicales de base et doit obtenir une licence valide pour effectuer des expériences sur des animaux.
1. Anesthésie
- Anesthésier le rat avec une injection intraperitoneal de pentobarbital de sodium (une dose initiale de 60 mg·kg-1).
- Après environ 5 minutes, vérifiez la profondeur de l’anesthésie en pinçant l’oreille ou le membre antérieur du rat avec des forceps contondants. Passez aux prochaines étapes du protocole uniquement lorsqu’aucune action réflexe n’est observée.
- Pendant la chirurgie, vérifiez l’animal pour les actions réflexes toutes les 10-15 minutes et compléter l’anesthésie si l’animal répond à une pincée avec le mouvement (habituellement, 10 mg·kg-1·h-1 pentobarbital de sodium, IP).
2. Chirurgie
- Préparez l’animal à l’intervention chirurgicale en rasant la fourrure sur l’arrière gauche du talon à la hanche (le premier segment, l’isolement musculaire et nerveux), l’interurmereau droit du talon à la hanche (le deuxième segment, électrode au sol), et l’arrière de la queue aux segments thoraciques (le troisième segment, laminectomie). L’antiseptique n’est pas nécessaire en raison de la nature aiguë de l’expérience.
- Placer le rat sur son abdomen sur un coussin chauffant (37 °C ± 1 °C.)
- Laminectomie
- À l’aide de ciseaux émoussés, couper la peau le long de la colonne vertébrale du sacrum jusqu’aux vertèbres thoraciques.
- Séparez la peau des muscles sous-jacents.
- À l’aide de ciseaux à pointe émoussée, découpez le muscle longissimus des deux côtés du sacrum et des processus épineux lombaires.
- Identifiez la vertèbre S1 comme le segment le plus bas. À l’aide de ciseaux émoussés, couper et enlever les processus épineux des vertèbres L6 à L2. Ensuite, à l’aide de rongeurs fins, enlever les processus transversaux L6-L2 et effectuer une laminectomie sur les segments L6 – L2 (premiers processus transversaux, puis lamina, commencer par le segment vertébral L6) pour exposer les segments lombaires de la moelle épinière couverts par la dura mater. Veillez à ne pas couper l’os sacré et le processus épineux L1, qui seront utilisés comme point de fixation pour l’immobilisation animale.
- À l’aide de ciseaux pointus, couper la moelle épinière (son fragment caudal) et les racines dorsales et ventrales au niveau du segment des vertèbres L2, à la limite supérieure de la laminectomie. Placer de petits morceaux de mousse de gel séché pour arrêter de saigner. Ensuite, placez une fine laine de coton saline sur les segments exposés de la moelle épinière.
- Isolement du muscle gastrocnemius médial et de son nerf
- À l’aide de ciseaux émoussés, faire une coupe longitudinale sur le côté postérieur du membre postérieur du membre arrière gauche, du tendon d’Achille à la hanche.
- Saisir la peau avec les forceps et séparer la peau des muscles sous-jacents des deux côtés de l’incision.
- Localiser le fossa popliteal à l’arrière de l’articulation du genou, qui est couvert par le muscle femoris biceps. À l’aide de ciseaux, faire une coupe entre la partie antérieure et postérieure de ce muscle.
- Se déplaçant vers le haut, couper les deux têtes du biceps femoris tout le chemin à la hanche pour exposer le nerf sciatique.
- À l’aide de forceps et de ciseaux contondants, séparer le latéral de la tête médiale du muscle gastrocnemius et couper l’insertion distale (tendon d’Achille) du muscle gastrocnemius médial. Préservez le fragment du tendon d’Achille le plus longtemps possible afin de l’utiliser pour se connecter au transducteur de force.
- Identifier le nerf gastrocnemius médial (MG). À l’aide des forceps et des ciseaux, couper toutes les garanties restantes du nerf sciatique, y compris les collatéraux aux biceps postérieurs et semitendinosus. Laissez les vaisseaux sanguins d’approvisionnement au gastrocnemius médial intacts.
- Enfiler une ligature non élastique à travers le tendon d’Achille et faire trois nœuds.
- Placez un morceau de coton salin sous le nerf et le muscle exposés.
- À l’aide de forceps dentelés, fermer la peau au-dessus de la zone opérée.
- À l’aide de ciseaux émoussés, faire une incision de 2 cm dans la peau et le tissu conjonctif sous-jacent le long du côté antérieur du membre postérieur gauche pour l’immobilisation avec une pince métallique (3,1,6.).
3. Préparation à l’enregistrement et à la stimulation
- Colonne vertébrale et fixation des jambes et arrangement musculaire
- À l’aide d’une pince en acier, fixer le membre arrière gauche en mettant la pince sur le tibia.
- Placez le rat dans le cadre réglable sur mesure (fil de cuivre isolé, 1 mm), tirez vers le haut des volets de peau autour de la laminectomy utilisant quatre ligatures et suturez la peau au cadre afin de former une piscine pour l’huile de paraffine (taille approximativement 50 millimètres x 50 millimètres) au-dessus de la moelle épinière exposée.
- À l’aide d#55 Dumont, soulever le dura mater à l’intersection de la moelle épinière, le couper caudally jusqu’à l’os sacré et le rétracter.
- À l’aide d’une tige de verre émoussée, séparez les racines dorsales et ventrales gauches et droites à des niveaux successifs, en prenant soin de ne pas les endommager.
- Remplir la piscine sur la moelle épinière d’huile de paraffine chaude (37 °C), couvrant les racines ventrales et dorsales exposées.
- Placez le rat sur la plaque d’aluminium sur mesure (longueur 260 mm, largeur 120 mm, hauteur 80 mm) avec une piscine (longueur 135 mm, largeur 100 mm, profondeur 45 mm) pour ses limites arrière reliées au système de chauffage en boucle fermée. La plaque est un endroit où l’animal sera immobilisé et l’expérience sera effectuée.
- Fixer la pince mise sur l’arrière gauche avec la barre métallique pour immobiliser l’arrière-bord.
- Fixez la colonne vertébrale en mettant des pinces d’acier à l’os sacré et à la vertèbre L1 pour immobiliser le corps animal et éliminer les artefacts dans les enregistrements de force liés aux mouvements respiratoires.
- Connectez le muscle gastrocnemius médial gauche avec la ligature non élastique au transducteur de force (avec conformité de 50 μm/250 mN, plage de mesure 0-1000 mN) via le tendon d’Achille.
- Remplissez la chambre pour les limites postérieures avec de l’huile de paraffine chaude (37 °C) pour couvrir le muscle gastrocnemius médial et maintenir la température de l’huile à 37 °C ± 1 °C à l’aide de la sonde de température et du système automatique.
- Placement d’électrodes pour l’enregistrement et la stimulation des potentiels d’action
- Insérez une électrode bipolaire en fil d’argent à travers la partie centrale du muscle gastrocnemius médial, perpendiculaire à son long axe. Maintenir une distance d’environ 5 mm entre les deux électrodes situées le long d’un long axe du muscle. Ces électrodes seront utilisées pour enregistrer les potentiels d’action des unités motrices (MUAPs). Connectez les électrodes à l’amplificateur à faible bruit.
- Étirer le muscle opéré à une tension passive de 100 mN, contrôlée par le transducteur de force. Pour le gastrocnemius médial de rat à ce tronçon les MUs de trois types développent la force de secousse la plus élevée15.
- À l’aide de ciseaux émoussés, faire une incision de 2 cm dans la peau du membre arrière droit et insérer une électrode de fil d’argent pour être utilisée comme électrode de référence.
- Placez et fixez une plaque de métal isolée sur mesure (taille 30 mm x 13 mm) au-dessus des racines vertébrales exposées. Mettre des paires gauches de racines ventrales et dorsales (L4, L5 et L6) sur l’assiette.
- Ajouter la solution saline à la piscine formée par la peau autour de la laminectomie. Le niveau salin doit être inférieur à la plaque isolée.
- Placez une électrode stimulante de fil argenté (deux fils argentés, diamètre de 0,5 mm, longueur 50 mm) sur les racines vertébrales exposées, placez un pôle positif 3 mm au-dessus de la plaque dans l’huile, tandis que le pôle négatif dans la solution saline (ajoutée à la piscine, au-dessous de la plaque) et connectez-vous au stimulateur.
4. Enregistrements d’unités motrices
- Stimuler avec des impulsions rectangulaires électriques (durée de 0,1 ms, amplitude jusqu’à 0,5 V), sélectionner les racines ventrales (L4, L5 et L6); la stimulation ventrale de racine évoque la contraction des muscles tandis qu’il n’y a aucun tel effet pour des racines dorsales. Éliminer les racines dorsales de la plaque. Pour le gastrocnemius médial, la plupart des axones sont dans la racine ventrale L5.
- À l’aide d’une paire de forceps et de loupes Dumont #55, fendre les racines ventrales L5 ou L4 en faisceaux très fins d’axones (saisir l’extrémité coupée du radicelle ventrale avec les deux forceps et séparer le radicelle); placer un de ces faisceaux sur une électrode de fil argenté et stimuler (0,1 ms impulsions rectangulaires d’amplitude jusqu’à 0,5 V) pour atteindre l’activité d’un seul MU. Un support solide (barre métallique) est très utile pour manipuler de minces faisceaux d’axones, qui peuvent être utilisés comme support manuel pour l’utilisation de forceps. Notez également qu’une source supplémentaire de lumière est nécessaire.
- En augmentant progressivement l’intensité du stimulus, identifiez un seul MU sur la base du caractère « tout ou rien » évoqué de la contraction de secousse et du stimulus potentiel d’action. Testez soigneusement l’activité évoquée à une stimulation autour du seuil.
- Lorsque plus d’un MU se contracte dans le muscle étudié et le niveau croissant de la force ainsi que l’augmentation de l’amplitude ou de changer la forme du potentiel d’action sont visibles, revenir à l’étape 4.2 et diviser le faisceau d’axones à nouveau. Notez que les MUs les plus forts dans le gastrocnemius médial de rat ont environ 70 fois plus grande force de secousse que les plus faibles et quand mu très fort serre le deuxième, MU faible peut ne pas être évident. Notez également que certaines MUs ont leurs fibres musculaires situées hors de la zone d’enregistrement de l’électrode et ne sont pas visibles dans l’électromyogramme; dans un tel cas, des changements dans l’amplitude de stimulus peuvent avoir un effet dans la force mais pas dans le potentiel d’action.
- Stimuler une unité motrice avec un protocole de stimulation nécessaire pour le but d’expérimenter. Pour un protocole de stimulation de base nécessaire pour calculer toutes les propriétés contractiles et d’action de base de l’unité motrice, inclure ce qui suit.
- Inclure 5 stimuli à 1 Hz (5 secousses simples enregistrées et moyennes; la moyenne élimine le bruit, ce qui est particulièrement important pour les MUs les plus faibles).
- Inclure une série de stimuli à 10, 20, 30, 40, 50, 60, 75, 100 et 150 fréquences Hz d’une durée de 500 ms (ces enregistrements permettent le calcul de la relation force-fréquence, la force tétanos maximale à 150 Hz ainsi que l’affaissement à 20-40 Hz stimulation).
- Inclure le test de fatigue (tetani évoqué par les trains de 14 stimuli à 40 Hz fréquence, répété chaque seconde pendant 4 minutes).
- Inclure au moins 10 intervalles de temps entre tous les éléments du protocole ci-dessus.
- Répétez le processus avec des unités motrices isolées successives.
- Mettre fin à l’expérience et euthanasier l’animal en utilisant l’administration intrapénitale d’une dose mortelle de sodium pentobarbital (180 mg·kg-1).
5. Appareil électronique
REMARQUE : Le programme informatique sur mesure contrôle le stimulateur, offrant la possibilité de créer des modèles variables de stimulation, y compris ceux indiqués à l’étape 4.4. Le programme coopère avec le convertisseur analogique-numérique (au moins 10 kHz pour le MUAP et les enregistrements de force).
- Connectez l’amplificateur AC à l’ordinateur par le convertisseur analogique au convertisseur numérique et en parallèle à l’oscilloscope.
- Connectez le transducteur de force à l’ordinateur par le convertisseur analogique-numérique et en parallèle à l’oscilloscope. Utilisez le transducteur de force pour contrôler la force musculaire passive pendant l’expérience. Notez que pendant l’expérience, la force passive peut diminuer; par conséquent, il est nécessaire d’augmenter la longueur musculaire pour maintenir la force musculaire passive constante.
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Representative Results
Les paramètres des contractions des unités motrices et des potentiels d’action peuvent être calculés sur la base d’enregistrements lorsque des conditions stables d’enregistrements sont assurées. La figure 1 présente un enregistrement représentatif de la secousse unique d’un MU rapide. La trace supérieure montre le potentiel d’action de l’unité motrice. Le délai entre la livraison de stimulus et l’apparition du potentiel d’action de l’unité motrice est dû au temps de conduction de la racine ventrale au muscle. La figure 2 montre un enregistrement représentatif de la force non fusionnée du tétanos d’un MU rapide et d’un train de potentiels d’action de l’unité motrice.
Figure 1 : Enregistrement représentatif de la secousse unique d’un MU rapide. Sur la voie de force, il y a un potentiel d’action de l’unité motrice. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Enregistrement représentatif de la force non fusionnée du tétanos d’un MU rapide (enregistrement intermédiaire), d’un train de potentiels d’action de l’unité motrice (enregistrement supérieur) et d’une position de temps d’un train de stimuli appliqués (ci-dessous). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
Si elle est effectuée correctement par des scientifiques expérimentés, la composante chirurgicale du protocole décrit devrait être terminée dans un délai d’environ deux heures. Il faut prendre un soin particulier à maintenir des conditions physiologiques stables de l’animal pendant la chirurgie, en particulier la température corporelle et la profondeur de l’anesthésie, qui doit être systématiquement contrôlée par l’évaluation pinna et réflexes de sevrage. Après la chirurgie, il devrait être possible de maintenir des conditions d’enregistrement stables pendant au moins six heures.
La procédure expérimentale cruciale commence par la division de la racine ventrale en filaments très minces conduisant à l’isolement d’un seul axon moteur au muscle étudié. En fait, les filaments minces des racines ventrales contiennent des groupes d’axones innervant différents muscles de l’arrière-cour; cependant, parce que tous les muscles, sauf celui étudié sont dénervés, lorsque le faisceau stimulé d’axones ne contient qu’un axon à la gastrocnemius médiale étudiée, il est possible d’évoquer la contraction mu unique que dans ce muscle étudié. Après l’identification réussie de l’activité évoquée comme contraction mu unique, il est possible d’enregistrer un ensemble d’enregistrements de force (contraction unique, tétanos non fusionné, le test de fatigue) crucial pour une classification de MU comme l’un des trois types physiologiques. L’avantage de cette technique est la capacité d’enregistrer jusqu’à 30 unités en une seule expérience; en outre, les MUs peuvent être immédiatement classés comme types rapides ou lents sur la base de la présence « affaissement »1,3. En outre, les MUs peuvent être classés comme rapidement fatigables ou résistants rapidement avec une très grande précision basée sur un profil de la force de contraction tétanos non fusionnéeenregistrement 16. Cette dernière méthode peut être utilisée lorsque le test de fatigue classique ne peut pas être effectué. Il est également intéressant de noter que la classification MU rapide / lente peut également être fait avec un indice de 20 Hz17.
Le protocole de stimulation proposé (étape 4.4) peut être adapté aux besoins de l’étude. Cet ensemble particulier de stimulations permet d’enregistrer les contractions (pour calculer les paramètres de contraction de base, y compris la force de contraction, contraction ainsi que le temps de relaxation), le tétanos maximum (il est donc possible de calculer le rapport contraction-tétanos), contractions tétaniques non fusionnées à un ensemble de fréquences de stimulation (pour classer un MU comme basant lentement ou rapidement sur la présence d’affaissement ou indice de 20 Hz, ainsi que pour calculer la courbe force-fréquence) et le test de fatigue (nécessaire pour calculer l’indice de fatigue). Le calcul de l’indice de fatigue est une méthode de base pour classer les MUs comme fatigables ou résistants. Cette méthode est ouverte à être modifiée pour produire divers modèles de stimulation; cependant, une limitation possible est le programme informatique qui génère la distribution de temps des stimuli livrés à l’axon. En outre, quelques modifications supplémentaires peuvent être introduites pour répondre à des questions de recherche spécifiques, telles que plusieurs électrodes stimulantes pour activer plusieurs MUs enparallèle 18, un capteur laser supplémentaire pour enregistrer un méchanomyogramme (MMG) de la surface musculaire19 ou une électrode d’enregistrement sur une branche nerveuse au muscle pour calculer la vitesse de conductionnerveuse 20.
Toutefois, il est important d’être conscient des limites et des défis de cette procédure. Tout d’abord, une partie considérable de la configuration expérimentale est faite sur mesure (c.-à-d. pinces pour les segments des membres et des vertèbres, une plaque pour les racines ventrales et les électrodes). La configuration expérimentale comprend une table métallique solide avec plaque (épaisseur 30 mm) pour toutes les barres métalliques de soutien (nécessaires à l’immobilisation animale et au transducteur de force) pour permettre des conditions stables pour l’enregistrement de la force isométrique. L’application de cette méthode nécessite également une formation approfondie en chirurgie ainsi que la préparation d’une configuration expérimentale complexe comprenant un appareil électronique et un programme informatique.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Acknowledgments
Ces travaux ont été soutenus par la subvention du Centre national polonais de recherche 2018/31/B/NZ7/01028.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Force transducer | custom-made | ||
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11255-20 | Dumont #55 with extra light and fine shanks |
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11150-10 | Extra Fine Greafe Forceps |
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11026-15 | Special cupped pattern for superior grip |
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11023-10 | Slim 1x2 teeth |
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11251-20 | Dumont #5 |
| Hemostats | Fine Science Tools | No. 13003-10 | Hartman |
| Isolation Unit | Grass Instruments | S1U5A | |
| Low Noise Bioamplifer | World Precision Instruments | Order code 74030 | |
| Needle holders | Fine Science Tools | No. 12503-15 | With tungsten carbide jaws |
| Rongeurs | Fine Science Tools | No. 16021-14 | Friedman-Pearson |
| Scissors | Fine Science Tools | No. 14101-14 | Straight sharp/blunt with large finger loops |
| Scissors | Fine Science Tools | No. 14075-11 | Curved blunt/blunt |
| Scissors | Fine Science Tools | No. 14084-08 | Extra fine bonn |
| Scissors | Fine Science Tools | No. 15000-00 | Straight, ideal for cutting nerves |
| Stimulator | Grass Instruments | S88 | Dual Output Square Pulse Stimulator |
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