Mange gnagermodeller av endometriosis er begrenset av teknisk kompleksitet, reproduserbarhet og / eller behov for immunkompromitterte dyr eller spesielle reportermus. Vi presenterer et forenklet system for lesjonsinduksjon ved hjelp av en eksperimentell mus med et uavhengig verifiserbart, objektivt poengsystem og uten krav om ovariektomi eller overlevelseskirurgi.
Endometriosis er en ledende årsak til bekkensmerter og infertilitet. Det er definert av tilstedeværelsen av endometrial vev i ekstrauterine steder. Utviklingen av nye terapier og diagnostiske verktøy for endometriosis har delvis vært begrenset på grunn av utfordringer med å studere sykdommen. Utenfor primater, få pattedyr menstruerer, og ingen utvikler spontan endometriosis. Gnagermodeller er populære, men krever kunstig induksjon av endometriosis, med mange som bruker enten immunkompromitterte mus eller kirurgisk indusert sykdom. Nylig har det blitt gitt mer oppmerksomhet til modeller som involverer intraperitoneal injeksjon. Vi presenterer en murine modell av endometriosis som integrerer flere funksjoner av eksisterende endometriosis modeller i en ny, forenklet system som er avhengig av mikroskopisk kvantifisering i stedet for subjektiv gradering. I denne modellen utfører vi hormonell stimulering av donormus, intraperitoneal injeksjon, systematisk abdominal undersøkelse og vevshøsting, og histopologisk kvantifisering som kan utføres og verifiseres når som helst etter nekropsi. Denne modellen krever minimale ressurser og opplæring; krever ikke ekspertise fra laboratorieteknikere i murin overlevelse kirurgi eller i identifisering av brutto endometriotic lesjoner; kan brukes i immunkompromitterte, immunkompompente og/eller mutante mus; og skaper pålitelig endometriotiske lesjoner som er histologisk i samsvar med menneskelig endometriotisk sykdom.
Endometriosis er en gåtefull sykdom i den kvinnelige reproduktive kanalen med betydelige økonomiske og helsemessige byrder på kvinner1,2. Etiologien til endometriosis er ikke helt forstått, og flere forklaringer er foreslått, inkludert coelomic metaplasi, embryonale Müllerian hviler, rekruttering av benmarg avledet stamceller, og retrograd menstruasjon3. Mens flere aspekter av disse foreslåtte mekanismene kan være involvert, og ingen enkelt forklaring kan redegjøre for alle former for sykdommen, er den ledende modellen for endometriosis patogenese retrograd menstruasjon. Retrograd menstruasjon er passasjen av menstruasjonsavløp gjennom egglederne og inn i bukhulen; det er anslått at 90% av menstruerende kvinner regelmessig gjennomgår retrograd menstruasjon4,5. Gitt dette vanlige fenomenet retrograd menstruasjon, hvorfor endometriosis utvikler seg bare i en undergruppe av kvinner er uklart5. For bedre å forstå etiologien til denne sykdommen, er direkte menneskelige studier ikke gjennomførbare og dyrestudier er berettiget.
Endometriosis er en utfordring både å behandle og studere. Utbredelse av sykdommen er ikke kjent, men anslått til å være 10%1. Mens noen avanserte typer endometriosis kan identifiseres nøyaktig gjennom ikke-invasiv avbildning, oppnås en definitiv diagnose bare gjennom histopatologiske analyser av kirurgisk oppnådde biopsiprøver; lesjoner som visuelt ser ut til å være syke, kan faktisk være fibrose eller arrdannelse fra andre årsaker6. Alvorlighetsgrad og omfang av sykdom samsvarer ikke med symptomatologi7.
Endometriosis lesjoner består av heterogene celletyper og populasjoner som samhandler på komplekse måter innenfor mikromiljøet, og begrenser derfor nytten av cellulære modeller8,9. In vivo-modeller eksisterer, men disse har iboende utfordringer og begrensninger10,11,12. Primatmodeller er ideelle, men er ofte ikke gjennomførbare13,14,15. Få ikke-primatpattedyr menstruerer og utvikler endometriosis spontant16. Gnagermodeller av endometriosis eksisterer, men hver har begrensninger17. Mange av disse modellene krever overlevelseskirurgi for å suturere eller implantere endometrial vev i donormottakerveggen eller tarmen, legge til teknisk kompleksitet, behov for anestesi og forvirrende immunfaktorer fra selve operasjonen18,19,20. I tillegg krever mange modeller ovariektomi og østrogentilskudd; mens du øker lesjonsutbyttet, legger dette til tid, utgifter og ytterligere overlevelseskirurgi. Intraperitoneale (IP) injeksjonsmodeller krever ikke anestesi eller overlevelseskirurgi, og disse modellene simulerer logisk retrograd menstruasjon bedre enn suturing modeller21,22,23. De fleste IP-modeller er imidlertid gjenstand for mer variasjon i lesjonsplassering på grunn av den tilfeldige spredningen av endometriefragmenter etter injeksjon og derfor til mer skjevhet i lesjonsidentifikasjon og måling.
Her presenterer vi en murine modell av endometriosis som integrerer flere funksjoner i eksisterende endometriosis modeller i en ny, forenklet og effektivt system som er avhengig av mikroskopisk kvantifisering i stedet for subjektiv gradering.
Vår studie viser at endometriosis kan på en pålitelig måte induseres hos mus uten å kreve bruk av ovariectomy og / eller overlevelse kirurgi, og at ektopiske endometrial lesjoner kan identifiseres og kvantifiseres ved hjelp av en standardisert undersøkelse av magen og histopologisk analyse.
Mange murine studier av endometriosis utnytte kirurgisk indusert endometriosis der donor endometrium er s…
The authors have nothing to disclose.
Vi vil takke medlemmene av Reizes-laboratoriet for deres kritiske gjennomgang og innsikt under utarbeidelsen av manuskriptet, samt Imaging and Histology-kjernene ved Lerner Research Institute for deres hjelp til datainnsamling og dataanalyse. Dette arbeidet ble støttet gjennom en intern bevilgning gjennom Forskningsprogramkomiteen ved Cleveland Clinic og av et eksternt tilskudd gjennom Society for Reproductive Investigation og Bayer. Forskning i Reizes Laboratory er også finansiert gjennom VeloSano Bike to Cure, Center of Research Excellence in Gynecologic Cancer, og gjennom Laura J. Fogarty Endowed Chair for Uterine Cancer Research. Cleveland Clinic eier opphavsrettstillatelsen for figur 1 og figur 2.
Supplies for injecting PMSG into donor mouse | |||
1 mL Tuberculin syringe with 27G needle | Fisher Scientific | 14-826-87 | |
Pregnant mare serum gonadotropin | Sigma-Aldrich | 9002-70-4 | |
Supplies for necropsy of donor mouse and tissue processing | |||
6” serrated forceps, curved tip | Electron Microscopy Sciences | 72993-6C | |
70% ethanol solution | Pharmco | 33000HPLCCS4L | 70% solution dilute ethyl acetate 200 proof |
Analytical balance | Mettler Toledo | ME54TE | |
Carbon dioxide | TriGas Supplier | ||
Dissecting tray | Fisher Scientific | S14000 | |
No. 10 disposable scalpel | Fisher Scientific | NC9999403 | |
Scissors, curved | Electron Microscopy Sciences | 72941 | |
Scissors, straight | Electron Microscopy Sciences | 72940 | |
Stereo microscope | Leica Microsystems | Leica SE 4 | For tissue dissection |
Sterile phosphate buffered saline (PBS) | Institutional core facility supplies | ||
Surgical instrument sterilization tray | Electron Microscopy Sciences | 66112-02 | |
Tissue culture dishes | Fisher Scientific | 08-772E | |
Weighing dishes | Fisher Scientific | 02-202-103 | |
Supplies for injecting into recipient mouse | |||
1 cc syringe | BD Biosciences | 301025 | |
18 G needle | Fisher Scientific | 148265d | |
200 uL pipette tip | Fisher Scientific | 02-707-422 | |
Double distilled water | Institutional core facility supplies | ||
Latex bulb | Fisher Scientific | 03-448-21 | |
Micro cover glass slip | VWR | 48366-067 | |
Microscope slide | Fisher Scientific | 12-544-7 | |
Standard light microscope | Leica Microsystems | DM IL | For evaluating vaginal cytology smears |
Supplies for harvesting tissue from recipient mouse | |||
10% Buffered formalin | Fisher Scientific | SF100-4 | |
Biopsy foam pads | Fisher Scientific | 22-038-222 | |
Precision Digital Calipers | Electron Microscopy Sciences | 62065-40 | |
Processing/embedding cassettes | Fisher Scientific | 22-272416 |