Fluoreszenzbasierte Messungen des Phosphatidylserin/Phosphatidylinositol-4-Phosphat-Austauschs zwischen Membranen
Summary
Hier beschreiben wir Protokolle mit fluoreszierenden Lipidsensoren und Liposomen, um festzustellen, ob ein Protein Phosphatidylserin oder Phosphatidylinositol-4-phosphat in vitroextrahiert und transportiert.
Abstract
Mehrere Mitglieder der evolutionär konservierten Oxysterol-bindenden Protein (OSBP)-verwandten Proteine (ORP) / OSBP-Homologe (Osch) Familie wurden kürzlich gefunden, um eine neuartige Lipidtransferprotein (LTP) Gruppe in Hefe und menschlichen Zellen darzustellen. Sie übertragen Phosphatidylserin (PS) aus dem endoplasmatischen Retikulum (ER) über PS/Phosphatidylinositol-4-phosphat (PI(4)P)-Austauschzyklen in die Plasmamembran (PM). Dieser Befund ermöglicht ein besseres Verständnis dafür, wie PS, das für Signalprozesse entscheidend ist, in der Zelle verteilt ist, und die Untersuchung des Zusammenhangs zwischen diesem Prozess und dem Phosphoinositidstoffwechsel (PIP). Die Entwicklung neuer fluoreszenzbasierter Protokolle war entscheidend für die Entdeckung und Charakterisierung dieses neuen zellulären Mechanismus in vitro auf molekularer Ebene. Dieser Artikel beschreibt die Herstellung und den Einsatz von zwei fluoreszierend markierten Lipidsensoren, NBD-C2Lact und NBD-PHFAPP, um die Fähigkeit eines Proteins zu messen, PS oder PI(4)P zu extrahieren und diese Lipide zwischen künstlichen Membranen zu übertragen. Zunächst beschreibt das Protokoll, wie hochreine Proben dieser beiden Konstrukte produziert, etikettiert und erhalten werden. Zweitens wird in diesem Artikel erläutert, wie diese Sensoren mit einem Fluoreszenz-Mikroplattenleser verwendet werden können, um festzustellen, ob ein Protein PS oder PI(4)P aus Liposomen extrahieren kann, wobei Osh6p als Fallstudie verwendet wird. Schließlich zeigt dieses Protokoll, wie die Kinetik des PS/PI(4)P-Austauschs zwischen Liposomen definierter Lipidzusammensetzung genau gemessen und die Lipidtransferraten durch Fluoreszenzresonanz-Energietransfer (FRET) mit einem Standardfluorometer bestimmt werden können.
Introduction
Die genaue Verteilung der Lipide zwischen verschiedenen Membranen und innerhalb der Membranen eukaryotischer Zellen1,2 hat tiefgreifende biologische Implikationen. Die Entschlüsselung der Funktionsweise von LTPs ist ein wichtiges Thema in der Zellbiologie3,4,5,6, und In-vitro-Ansätze sind von großem Wert, um dieses Problem anzugehen7,8,9,10,11. Hier wird eine in vitro, fluoreszenzbasierte Strategie vorgestellt, die maßgeblich dazu beigetragen hat, dass mehrere ORP/Osh-Proteine den PS/PI(4)P-Austausch zwischen Zellmembranen12 bewirken und damit eine neue Klasse von LTPs darstellen. PS ist ein anionisches Glycerophospholipid, das 2-10% der gesamten Membranlipide in eukaryotischen Zellen ausmacht13,14,16. Es ist entlang eines Gradienten zwischen dem ER und dem PM verteilt, wo es 5-7% und bis zu 30% der Glycerophospholipide bzw.17,18,19darstellt. Darüber hinaus ist PS im Wesentlichen in der zytosolischen Packungsbeilage des PM konzentriert. Dieser Aufbau und die ungleichmäßige Aufteilung von PS im PM sind entscheidend für zelluläre Signalisierungsprozesse19. Aufgrund der negativen Ladung von PS-Molekülen ist das zytosolische Blättchen des PM viel anionischer als das zytosolische Blättchen anderer Organellen1,2,19,20. Dies ermöglicht die Rekrutierung von Signalproteinen wie myristoyliertem Alanin-reichem C-Kinase-Substrat (MARCKS)21, Sarkom (Src)22, Kirsten-Ratten-Sarkom-Viralonkogen (K-Ras)23und Ras-verwandtem C3-Botulinumtoxin-Substrat 1 (Rac1)24, die einen Abschnitt positiv geladener Aminosäuren und einen lipidischen Schwanz enthalten.
PS wird auch von der herkömmlichen Proteinkinase C stereoselektiv über eine C2-Domäne25erkannt. PS wird jedoch im ER26synthetisiert, was darauf hinweist, dass es in den PM exportiert werden muss, bevor es seine Rolle spielen kann. Es war nicht bekannt, wie dies erreicht wurde19 bis zu der Feststellung, dass in Hefe, Osh6p und Osh7p PS von der Notaufnahme auf die PM27übertragen. Diese LTPs gehören zu einer evolutionär konservierten Familie in Eukaryoten, deren Gründungsmitglied OSBP ist und die Proteine (ORPs im Menschen, Osch-Proteine in Hefe) enthält, die eine OSBP-verwandte Domäne (ORD) mit einer Tasche integrieren, um ein Lipidmolekül zu beherbergen. Osh6p und Osh7p bestehen nur aus einem ORD, dessen strukturelle Merkmale angepasst sind, um PS spezifisch zu binden und zwischen Membranen zu übertragen. Dennoch war unklar, wie diese Proteine PS richtungsweisend von der ER auf die PM übertragen. Osh6p und Osh7p können PI(4)P als alternativen Lipidliganden12einfangen. In Hefe wird PI(4)P aus Phosphatidylinositol (PI) im Golgi und im PM durch PI 4-Kinasen, Pik1p bzw. Stt4p synthetisiert. Im Gegensatz dazu gibt es kein PI(4)P in der ER-Membran, da dieses Lipid durch die Sac1p-Phosphatase zu PI hydrolysiert wird. Daher existiert sowohl an der ER/Golgi- als auch an der ER/PM-Schnittstelle ein PI(4)P-Gradient. Osh6p und Osh7p übertragen PS von der ER zum PM über PS/PI(4)P-Austauschzyklen unter Verwendung des PI(4)P-Gradienten, der zwischen diesen beiden Membranen besteht12.
Innerhalb eines Zyklus extrahiert Osh6p PS aus der ER, tauscht PS gegen PI(4)P am PM aus und überträgt PI(4)P zurück in die ER, um ein anderes PS-Molekül zu extrahieren. Osh6p/Osh7p interagieren mit Ist2p28, einem der wenigen Proteine, die die ER-Membran und das PM in unmittelbarer Nähe zueinander verbinden und bringen, um ER-PM-Kontaktstellen in Hefe29,30,31zu erzeugen . Darüber hinaus wird die Assoziation von Osh6p mit negativ geladenen Membranen schwach, sobald das Protein einen seiner Lipidliganden aufgrund einer Konformationsänderung extrahiert, die seine elektrostatischen Eigenschaften modifiziert32. Dies unterstützt Osh6p, indem es die Verweilzeit seiner Membran verkürzt und dadurch die Effizienz seiner Lipidtransferaktivität aufrechterhält. In Kombination mit der Bindung an Ist2p könnte dieser Mechanismus es Osh6p/7p ermöglichen, den Lipidaustausch an der ER/PM-Schnittstelle schnell und präzise auszuführen. In menschlichen Zellen führen ORP5- und ORP8-Proteine den PS/PI(4)P-Austausch an ER-PM-Kontaktstellen über unterschiedliche Mechanismenaus 33. Sie haben eine zentrale ORD, ähnlich Osh6p, sind aber über ein C-terminales Transmembransegment33 direkt an der ER verankert und docken über eine N-terminale Pleckstrin-Homologie (PH)-Domäne, die PI(4)P und PI(4,5)P233,34, 35erkennt,an den PM an. ORP5/8 verwendet PI(4)P zur Übertragung von PS, und es wurde gezeigt, dass ORP5/8 zusätzlich PM PI(4,5)P2-Pegel reguliert und vermutlich Signalwege moduliert. Im Gegenzug senkt eine Abnahme der PI(4)P- und PI(4,5)P2-Spiegel die ORP5/ORP8-Aktivität, da diese Proteine PIP-abhängig mit dem PM assoziiert werden. Eine ungewöhnlich hohe PS-Synthese, die zum Lenz-Majewski-Syndrom führt, beeinflusst die PI(4)P-Spiegel durch ORP5/836. Wenn die Aktivität beider Proteine blockiert wird, wird PS am PM weniger reichlich, was die onkogene Fähigkeit von Signalproteinen verringert37.
Umgekehrt scheint die ORP5-Überexpression die Invasion von Krebszellen und metastatische Prozesse zu fördern38. So können Veränderungen der ORP5/8-Aktivität das zelluläre Verhalten durch Veränderungen der Lipid-Homöostase stark verändern. Darüber hinaus besetzen ORP5 und ORP8 ER-Mitochondrien-Kontaktstellen und erhalten einige mitochondriale Funktionen, möglicherweise durch die Versorgung mit PS39. Darüber hinaus lokalisiert ORP5 auf ER-Lipid-Tröpfchenkontaktstellen, um PS an Lipidtröpfchen per PS/PI(4)P-Austausch40zu liefern. Die hierin beschriebene Strategie zur Messung (i) der PS- und PI(4)P-Extraktion aus Liposomen und (ii) des PS- und PI(4)P-Transports zwischen Liposomen wurde entwickelt, um die PS/PI(4)P-Austauschaktivität von Osh6p/Osh7p12,32 zu ermitteln und zu analysieren, und von anderen Gruppen zur Analyse der Aktivität von ORP5/ORP835 und anderen LTPs10verwendet. ( 41) DER PRÄSIDENT. – Nach der 41 Es basiert auf der Verwendung eines Fluoreszenzplattenlesers, eines Standard-L-Format-Spektrofluorometers und zweier Fluoreszenzsensoren, NBD-C2Lact und NBD-PHFAPP, die PS bzw. PI(4)P detektieren können.
NBD-C2Lact entspricht der C2-Domäne des Glykoproteins Lactadherin, das überarbeitet wurde, um ein einzigartiges lösungsmittelexponiertes Cystein in der Nähe der vermuteten PS-Bindungsstelle aufzunehmen; ein polaritätsempfindliches NBD-Fluorophor (7-Nitrobenz-2-oxa-1,3-diazol) ist kovalent mit diesem Rückstand verknüpft (Abbildung 1A)12. Genauer gesagt wurde die C2-Domäne von Lactadherin (Bos taurus, UniProt: Q95114, Rückstände 270-427) in einen pGEX-4T3-Vektor geklont, der in Fusion mit Glutathion-S-Transferase (GST) in Escherichia coliexprimiert wird. DieC2-Lact-Sequenz wurde dann mutiert, um zwei lösungsmittelzugängliche Cysteinreste (C270, C427) durch Alaninreste zu ersetzen und einen Cysteinrest in eine Region nahe der mutmaßlichen PS-Bindungsstelle (H352C-Mutation) einzuführen, die anschließend mit N,N’-Dimethyl-N-(iodoacetyl)-N’-(7-nitrobenz-2-oxa-1,3-diazol-4-yl)ethylendiamin (IANBD)12 markiert werden kann. Zwischen dem GST-Protein und dem N-Terminus der C2-Domäne befindet sich eine Spaltstelle für Thrombin. Ein großer Vorteil ist, dass diese Domäne PS selektiv in einer Ca2+-unabhängigen Weise im Gegensatz zu anderen bekannten C2-Domänen oder Anhang in A542erkennt. NBD-PHFAPP wird aus der PH-Domäne des humanen Vierphosphatadapterproteins 1 (FAPP1) abgeleitet, das überarbeitet wurde, um ein einzelnes lösungsmittelexponiertes Cystein zu enthalten, das mit einer NBD-Gruppe in der Nähe der PI(4)P-Bindungsstelle markiert werden kann (Abbildung 1A)43. Die Nukleotidsequenz der PH-Domäne des humanen FAPP-Proteins (UniProt: Q9HB20, Segment [1-100]) wurde in einen pGEX-4T3-Vektor geklont, der zusammen mit einem GST-Tag exprimiert wird. DiePH-FAPP-Sequenz wurde modifiziert, um einen einzigartigen Cysteinrest in die membranbindende Grenzfläche des Proteins43einzufügen. Darüber hinaus wurde ein Linker mit neun Rückständen zwischen der Thrombinspaltungsstelle und dem N-Terminus der PH-Domäne eingeführt, um den Zugang zur Protease zu gewährleisten.
Um die PS-Extraktion aus Liposomen zu messen, wird NBD-C2Lact mit Liposomen aus Phosphatidylcholin (PC) gemischt, die Spuren von PS enthalten. Aufgrund seiner Affinität zu PS bindet dieses Konstrukt an die Liposomen, und das NBD-Fluorophor erfährt eine Polaritätsänderung, wenn es mit der hydrophoben Umgebung der Membran in Kontakt kommt, was eine Blauverschiebung und eine Erhöhung der Fluoreszenz hervorruft. Wenn PS fast vollständig durch eine stöchiometrische Menge an LTP extrahiert wird, assoziiert sich die Sonde nicht mit Liposomen und das NBD-Signal ist niedriger (Abbildung 1B)32. Dieser Signalunterschied wird verwendet, um zu bestimmen, ob ein LTP(z. B. Osh6p) PS extrahiert. Eine ähnliche Strategie wird mit NBD-PHFAPP verwendet, um die PI(4)P-Extraktion zu messen (Abbildung 1B), wie zuvor12,32beschrieben. Zwei FRET-basierte Assays wurden entwickelt, um (i) den PS-Transport von LA- zuL-B-Liposomen, die die ER-Membran bzw. das PM nachahmen, und (ii) den PI(4)P-Transport in umgekehrter Richtung zu messen. Diese Assays werden unter den gleichen Bedingungen(d. h. gleiche Puffer-, Temperatur- und Lipidkonzentration) durchgeführt, um den PS/PI(4)P-Austausch zumessen. Zur Messung des PS-Transports wird NBD-C2Lact mitL-A-Liposomen gemischt, die aus PC bestehen und mit 5 mol% PS und 2 mol% eines fluoreszierenden Rhodamin-markierten Phosphatidylethanolamins (Rhod-PE)- und L B-Liposomen mit 5 mol% PI(4)P dotiert.
Zum Zeitpunkt Null löscht FRET mit Rhod-PE die NBD-Fluoreszenz ab. Wird PS von LA zu LB Liposomen transportiert(z.B. bei Der Injektion von Osh6p), kommt es durch die Translokation von NBD-C2Lact Molekülen von LA zu LB Liposomen zu einem schnellen Dequenching (Abbildung 1C). Angesichts der Menge an zugänglichem PS bleibt NBD-C2Lact im Laufe des Experiments im Wesentlichen in einem membrangebundenen Zustand12. Somit korreliert die Intensität des NBD-Signals direkt mit der Verteilung von NBD-C2Lact zwischen LA und LB Liposomen und kann leicht normalisiert werden, um zu bestimmen, wie viel PS übertragen wird. Um den Transfer von PI(4)P in die entgegengesetzte Richtung zu messen, wird NBD-PHFAPP mit LA und LB Liposomen gemischt; Da es nur anL-B-Liposomen bindet, die PI(4)P enthalten, aber nicht an Rhod-PE, ist seine Fluoreszenz hoch. Wenn PI(4)P aufL-A-Liposomen übertragen wird, transloziert es sich in diese Liposomen, und das Signal nimmt aufgrund von FRET mit Rhod-PE ab (Abbildung 1C). Das Signal wird normalisiert, um zu bestimmen, wie viel PI(4)P übertragen wird43.
Protocol
Representative Results
Discussion
Die Ergebnisse dieser Assays hängen direkt von den Signalen der fluoreszierenden Lipidsensoren ab. Daher ist die Reinigung dieser Sonden, die im Verhältnis 1:1 mit NBD und ohne freie NBD-Fluorophorkontamination markiert sind, ein kritischer Schritt in diesem Protokoll. Es ist auch obligatorisch zu überprüfen, ob das zu untersuchende LTP ordnungsgemäß gefaltet und nicht aggregiert ist. Die Menge an LTP, die in den Extraktionsassays getestet wurde, muss gleich oder höher als die von zugänglichen PS- oder PI(4)P-Mol…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir danken Dr. A. Cuttriss für ihr sorgfältiges Korrekturlesen des Manuskripts. Diese Arbeit wird durch den Zuschuss der französischen Nationalen Forschungsagentur ExCHANGE (ANR-16-CE13-0006) und durch das CNRS finanziert.
Materials
| L-cysteine ≥97 % (FG) | Sigma | W326305-100G | Prepare a 10 mM L-cysteine stock solution in water. Aliquots are stored at -20 °C |
| 2 mL Amber Vial, PTFE/Rub Lnr, for lipids storage in CHCL3 | Wheaton | W224681 | |
| 4 mm-diameter glass beads | Sigma | Z265934-1EA | |
| 50 mL conical centrifuge tube | Falcon | ||
| ÄKTA purifier | GE healthcare | FPLC | |
| Aluminium foil | |||
| Amicon Ultra-15 with a MWCO of 3 and 10 kDa | Merck | UFC900324, UFC901024 | |
| Amicon Ultra-4 with a MWCO of 3 and 10 kDa | Merck | UFC800324, UFC801024 | |
| Ampicillin | Prepare a 50 mg/mL stock solution with filtered and sterilized water and store it at -20 °C. | ||
| Bestatin | Sigma | B8385-10mg | |
| BL21 Gold Competent Cells | Agilent | ||
| C16:0 Liss (Rhod-PE) in CHCl3 (1 mg/mL) | Avanti Polar Lipids | 810158C-5MG | |
| C16:0/C16:0-PI(4)P | Echelon Lipids | P-4016-3 | Dissolve 1 mg of C16:0/C16:0-PI(4)P powder in 250 µL of MeOH and 250 µL of CHCl3. Then complete with CHCl3 to 1 mL. The solution must become clear. |
| C16:0/C18:1-PS (POPS) in CHCl3 (10 mg/mL) | Avanti Polar Lipids | 840034C-25mg | |
| C18:1/C18:1-PC (DOPC) in CHCl3 (25 mg/mL) | Avanti Polar Lipids | 850375C-500mg | |
| CaCl2 | Sigma | Prepare 10 mM CaCl2 stock solution in water. | |
| Cell Disruptor | Constant Dynamics | ||
| Chloroform (CHCl3) RPE-ISO | Carlo Erba | 438601 | |
| Complete EDTA-free protease inhibitor cocktail | Roche | 5056489001 | |
| Deionized (Milli-Q) water | |||
| Dimethylformamide (DMF), anhydrous, >99% pure | |||
| DNAse I Recombinant, RNAse free, in powder | Roche | 10104159001 | |
| DTT | Euromedex | EU0006-B | Prepare 1 M DTT stock solution in Milli-Q water. Prepare 1 mL aliquots and store them at -20 °C. |
| Econo-Pac chromatography columns (1.5 × 12 cm). | Biorad | 7321010 | |
| Electroporation cuvette 2 mm | Ozyme | EP102 | |
| Electroporator Eppendorf 2510 | Eppendorf | ||
| Fixed-Angle Rotor Ti45 and Ti45 tubes | Beckman | Spinning the batcerial lysates | |
| Glass-syringes (10, 25, and 50 µL) for fluorescence experiment | Hamilton | ||
| Glass-syringes (25 , 100, 250, 500, and 1000 µL) to handle lipid stock solutions | Hamilton | 1702RNR, 1710RNR, 1725RNR, 1750RN type3, 1001RN | |
| Glutathione Sepharose 4B beads | GE Healthcare | 17-0756-05 | |
| Glycerol (99% pure) | Sigma | G5516-500ML | |
| Hemolysis tubes with a cap | |||
| HEPES , >99 % pure | Sigma | H3375-500G | |
| Illustra NAP 10 desalting column | GE healthcare | GE17-0854-02 | |
| Isopropyl β-D-1-thiogalactopyranoside (IPTG) | Euromedex | EU0008-B | Prepare 1 M IPTG stock solution in Milli-Qwater. Prepare 1 mL aliquots and store them at -20 °C. |
| K-Acetate | Prolabo | 26664.293 | |
| Lennox LB Broth medium without glucose | Prepared with milli-Q water and autoclaved. | ||
| Liquid nitrogen | Linde | ||
| Methanol (MeOH) ≥99.8% | VWR | 20847.24 | |
| MgCl2 | Sigma | Prepare a 2 M MgCl2 solution. Filter the solution using a 0.45 µm filter. | |
| Microplate 96 Well PS F-Botom Black Non-Binding | Greiner Bio-one | 655900 | |
| Mini-Extruder with two 1 mL gas-tight Hamilton syringes | Avanti Polar Lipids | 610023 | |
| Monochromator-based fluorescence plate reader | TECAN | M1000 Pro | |
| N,N'-Dimethyl-N-(Iodoacetyl)-N'-(7-Nitrobenz-2-Oxa-1,3-Diazol-4-yl)Ethylenediamine) (IANBD Amide) | Molecular Probes | Dissolve 25 mg of IANBD in 2.5 mL of dimethylsulfoxide (DMSO) and prepare 25 aliquot of 100 µL in 1.5 mL screw-cap tubes. Do not completely screw the cap. Then, remove DMSO in a freeze-dryer to obtain 1 mg of dry IANBD per tube. Tubes are closed and stored at -20 °C in the dark. | |
| NaCl | Sigma | S3014-1KG | |
| PBS | 137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 10 mM NaH2PO4, 1.8 mM KH2PO4, autoclaved and stored at 4 °C. | ||
| Pear-shaped glass flasks (25 mL, 14/23, Duran glass) | Duran Group | ||
| Pepstatin | Sigma | p5318-25mg | |
| pGEX-C2LACT plasmid | Available on request from our lab | ||
| pGEX-PHFAPP plasmid | Available on request from our lab | ||
| Phenylmethylsulfonyl fluoride (PMSF) ≥98.5% (GC) | Sigma | P7626-25g | Prepare a 200 mM PMSF stock solution in isopropanol |
| Phosphoramidon | Sigma | R7385-10mg | |
| Polycarbonate filters (19 mm in diameter) with pore size of 0.2 µm | Avanti Polar Lipids | 610006 | |
| Poly-Prep chromatography column (with a 0-2 mL bed volume and a 10 mL reservoir) | Biorad | 7311550 | |
| Prefilters (10 mm in diameter). | Avanti Polar Lipids | 610014 | |
| PyMOL | http://pymol.org/ | Construction of the 3D models of the proteins (Figure 1A) | |
| Quartz cuvette for UV/visible fluorescence (minimum volume of 600 µL) | Hellma | ||
| Quartz cuvettes | Hellma | ||
| Refrigerated centrifuge Eppendorf 5427R | Eppendorf | ||
| Rotary evaporator | Buchi | B-100 | |
| Screw-cap microcentriguge tubes (1.5 mL) | Sarsted | ||
| Small magnetic PFTE stirring bar (5 × 2 mm) | |||
| Snap-cap microcentriguge tubes (0.5, 1, and 2 mL) | Eppendorf | ||
| SYPRO orange | fluorescent stain to detect protein in SDS-PAGE gel | ||
| Thermomixer | Starlab | ||
| THROMBIN, FROM HUMAN PLASMA | Sigma | 10602400001 | Dissolve 20 units in 1 mL of milli-Q water and prepare 25 µL aliquots in 0.5 mL Eppendorf tubes. Then freeze and store at -80 °C. |
| Tris, ultra pure | MP | 819623 | |
| Ultracentrifuge L90K | Beckman | ||
| UV/Visible absorbance spectrophotometer | SAFAS | ||
| UV/visible spectrofluorometer with a temperature-controlled cell holder and stirring device | Jasco or Shimadzu | Jasco FP-8300 or Shimadzu RF-5301PC | |
| Vacuum chamber | |||
| Water bath | Julabo | ||
| XK 16/70 column packed with Sephacryl S200HR | GE healthcare |
Riferimenti
- Drin, G. Topological regulation of lipid balance in cells. Annual Review of Biochemistry. 83, 51-77 (2014).
- Bigay, J., Antonny, B. Curvature, lipid packing, and electrostatics of membrane organelles: defining cellular territories in determining specificity. Developmental Cell. 23 (5), 886-895 (2012).
- Prinz, W. A. Lipid trafficking sans vesicles: where, why, how. Cell. 143 (6), 870-874 (2010).
- Holthuis, J. C., Menon, A. K. Lipid landscapes and pipelines in membrane homeostasis. Nature. 510 (7503), 48-57 (2014).
- Wong, L. H., Copic, A., Levine, T. P. Advances on the transfer of lipids by lipid transfer proteins. Trends in Biochemical Sciences. 42 (7), 516-530 (2017).
- Wong, L. H., Gatta, A. T., Levine, T. P. Lipid transfer proteins: the lipid commute via shuttles, bridges and tubes. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 20 (2), 85-101 (2019).
- Iaea, D. B., Dikiy, I., Kiburu, I., Eliezer, D., Maxfield, F. R. STARD4 membrane interactions and sterol binding. Biochimica. 54 (30), 4623-4636 (2015).
- Wilhelm, L. P., et al. STARD3 mediates endoplasmic reticulum-to-endosome cholesterol transport at membrane contact sites. The EMBO Journal. 36 (10), 1412-1433 (2017).
- Bian, X., Saheki, Y., De Camilli, P. Ca(2+) releases E-Syt1 autoinhibition to couple ER-plasma membrane tethering with lipid transport. The EMBO Journal. 37 (2), 219-234 (2018).
- Horenkamp, F. A., Valverde, D. P., Nunnari, J., Reinisch, K. M. Molecular basis for sterol transport by StART-like lipid transfer domains. The EMBO Journal. 37 (6), 98002 (2018).
- Jentsch, J. A., et al. Structural basis of sterol binding and transport by a yeast StARkin domain. The Journal of Biological Chemistry. 293 (15), 5522-5531 (2018).
- Moser von Filseck, J., et al. INTRACELLULAR TRANSPORT. Phosphatidylserine transport by ORP/Osh proteins is driven by phosphatidylinositol 4-phosphate. Science. 349 (6246), 432-436 (2015).
- Daum, G., et al. Systematic analysis of yeast strains with possible defects in lipid metabolism. Yeast. 15 (7), 601-614 (1999).
- Ejsing, C. S., et al. Global analysis of the yeast lipidome by quantitative shotgun mass spectrometry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (7), 2136-2141 (2009).
- Leidl, K., Liebisch, G., Richter, D., Schmitz, G. Mass spectrometric analysis of lipid species of human circulating blood cells. Biochimica et Biophysica Acta. 1781 (10), 655-664 (2008).
- Sampaio, J. L., et al. Membrane lipidome of an epithelial cell line. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (5), 1903-1907 (2011).
- Vance, J. E., Steenbergen, R. Metabolism and functions of phosphatidylserine. Progress in Lipid Research. 44 (4), 207-234 (2005).
- Zinser, E., et al. Phospholipid synthesis and lipid composition of subcellular membranes in the unicellular eukaryote Saccharomyces cerevisiae. Journal of Bacteriology. 173 (6), 2026-2034 (1991).
- Leventis, P. A., Grinstein, S. The distribution and function of phosphatidylserine in cellular membranes. Annual Review of Biophysics. 39, 407-427 (2010).
- Yeung, T., et al. Membrane phosphatidylserine regulates surface charge and protein localization. Science. 319 (5860), 210-213 (2008).
- Kim, J., Shishido, T., Jiang, X., Aderem, A., McLaughlin, S. Phosphorylation, high ionic strength, and calmodulin reverse the binding of MARCKS to phospholipid vesicles. Journal of Biological Chemistry. 269 (45), 28214-28219 (1994).
- Sigal, C. T., Zhou, W., Buser, C. A., McLaughlin, S., Resh, M. D. Amino-terminal basic residues of Src mediate membrane binding through electrostatic interaction with acidic phospholipids. Proceedings of the National Academy of Sciences. 91 (25), 12253-12257 (1994).
- Gal Bivona, T., et al. PKC regulates a farnesyl-electrostatic switch on K-Ras that promotes its association with Bcl-XL on mitochondria and induces apoptosis. Molecular Cell. 21 (4), 481-493 (2006).
- Finkielstein, C. V., Overduin, M., Capelluto, D. G. Cell migration and signaling specificity is determined by the phosphatidylserine recognition motif of Rac1. The Journal of Biological Chemistry. 281 (37), 27317-27326 (2006).
- Bolsover, S. R., Gomez-Fernandez, J. C., Corbalan-Garcia, S. Role of the Ca2+/Phosphatidylserine Binding Region of the C2 Domain in the Translocation of Protein Kinase Cα to the Plasma Membrane. Journal of Biological Chemistry. 278 (12), 10282-10290 (2003).
- Vance, J. E., Tasseva, G. Formation and function of phosphatidylserine and phosphatidylethanolamine in mammalian cells. Biochimica et Biophysica Acta. 1831 (3), 543-554 (2013).
- Maeda, K., et al. Interactome map uncovers phosphatidylserine transport by oxysterol-binding proteins. Nature. 501 (7466), 257-261 (2013).
- D’Ambrosio, J. M., et al. Osh6 requires Ist2 for localization to ER-PM contacts and efficient phosphatidylserine transport in budding yeast. Journal of Cell Science. 133 (11), 243733 (2020).
- Manford, A. G., Stefan, C. J., Yuan, H. L., Macgurn, J. A., Emr, S. D. ER-to-plasma membrane tethering proteins regulate cell signaling and ER morphology. Developmental Cell. 23 (6), 1129-1140 (2012).
- Collado, J., et al. Tricalbin-mediated contact sites control ER curvature to maintain plasma membrane integrity. Developmental Cell. 51 (4), 476-487 (2019).
- Hoffmann, P. C., et al. Tricalbins contribute to cellular lipid flux and form curved ER-PM contacts that are bridged by rod-shaped structures. Developmental Cell. 51 (4), 488-502 (2019).
- Lipp, N. F., et al. An electrostatic switching mechanism to control the lipid transfer activity of Osh6p. Nature Communications. 10 (1), 3926 (2019).
- Chung, J., et al. INTRACELLULAR TRANSPORT. PI4P/phosphatidylserine countertransport at ORP5- and ORP8-mediated ER-plasma membrane contacts. Science. 349 (6246), 428-432 (2015).
- Sohn, M., et al. PI(4,5)P2 controls plasma membrane PI4P and PS levels via ORP5/8 recruitment to ER-PM contact sites. The Journal of Cell Biology. 217 (5), 1797-1813 (2018).
- Ghai, R., et al. ORP5 and ORP8 bind phosphatidylinositol-4, 5-biphosphate (PtdIns(4,5)P 2) and regulate its level at the plasma membrane. Nature Communications. 8 (1), 757 (2017).
- Sohn, M., et al. Lenz-Majewski mutations in PTDSS1 affect phosphatidylinositol 4-phosphate metabolism at ER-PM and ER-Golgi junctions. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (16), 4314-4319 (2016).
- Kattan, W. E., et al. Targeting plasma membrane phosphatidylserine content to inhibit oncogenic KRAS function. Life Science Alliance. 2 (5), 00431 (2019).
- Du, X., Turner, N., Yang, H. The role of oxysterol-binding protein and its related proteins in cancer. Seminars in Cell & Developmental Biology. 81, 149-153 (2018).
- Galmes, R., et al. ORP5/ORP8 localize to endoplasmic reticulum-mitochondria contacts and are involved in mitochondrial function. EMBO reports. 17 (6), 800-810 (2016).
- Du, X., et al. ORP5 localizes to ER-lipid droplet contacts and regulates the level of PI(4)P on lipid droplets. The Journal of Cell Biology. 219 (1), 201905162 (2020).
- Wang, H., et al. ORP2 delivers cholesterol to the plasma membrane in exchange for phosphatidylinositol 4, 5-bisphosphate (PI(4,5)P2). Molecular Cell. 73 (3), 458-473 (2019).
- Kay, J. G., Grinstein, S. Sensing phosphatidylserine in cellular membranes. Sensors (Basel). 11 (2), 1744-1755 (2011).
- Moser von Filseck, J., Vanni, S., Mesmin, B., Antonny, B., Drin, G. A phosphatidylinositol-4-phosphate powered exchange mechanism to create a lipid gradient between membranes. Nature Communications. 6, 6671 (2015).
- Wills, R. C., Goulden, B. D., Hammond, G. R. V. Genetically encoded lipid biosensors. Molecular Biology of the Cell. 29 (13), 1526-1532 (2018).
- Raychaudhuri, S., Im, Y. J., Hurley, J. H., Prinz, W. A. Nonvesicular sterol movement from plasma membrane to ER requires oxysterol-binding protein-related proteins and phosphoinositides. The Journal of Cell Biology. 173 (1), 107-119 (2006).
- Lenoir, M., et al. Structural basis of wedging the Golgi membrane by FAPP pleckstrin homology domains. EMBO reports. 11 (4), 279-284 (2010).
- Liu, Y., Kahn, R. A., Prestegard, J. H. Interaction of Fapp1 with Arf1 and PI4P at a membrane surface: an example of coincidence detection. Structure. 22 (3), 421-430 (2014).
- Shao, C., Novakovic, V. A., Head, J. F., Seaton, B. A., Gilbert, G. E. Crystal structure of lactadherin C2 domain at 1.7A resolution with mutational and computational analyses of its membrane-binding motif. The Journal of Biological Chemistry. 283 (11), 7230-7241 (2008).
- Lipp, N. F., Ikhlef, S., Milanini, J., Drin, G. Lipid exchangers: cellular functions and mechanistic links with phosphoinositide metabolism. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 663 (2020).
- Venditti, R., et al. Molecular determinants of ER-Golgi contacts identified through a new FRET-FLIM system. The Journal of Cell Biology. 218 (3), 1055-1065 (2019).
- Pemberton, J. G., et al. Defining the subcellular distribution and metabolic channeling of phosphatidylinositol. The Journal of Cell Biology. 219 (3), (2020).
- Nakanishi, H., de los Santos, P., Neiman, A. M. Positive and negative regulation of a SNARE protein by control of intracellular localization. Molecular Biology of the Cell. 15 (4), 1802-1815 (2004).
- Maekawa, M., Yang, Y., Fairn, G. D. Perfringolysin O theta toxin as a tool to monitor the distribution and inhomogeneity of cholesterol in cellular membranes. Toxins. 8 (3), 67 (2016).
