Karaciğer Metastazı Stromasını İncelemek için Kolorektal Kanser Organoidlerinin Portal Ven Enjeksiyonu
Summary
Kolorektal kanser (KRK) organoidlerinin portal ven enjeksiyonu stroma bakımından zengin karaciğer metastazı oluşturur. CRC hepatik metastazının bu fare modeli, tümör-stroma etkileşimlerini incelemek ve adeno ilişkili virüs aracılı gen terapileri gibi yeni stroma yönelimli terapötikler geliştirmek için yararlı bir araçtır.
Abstract
Kolorektal kanserin hepatik metastazı (KRK) kansere bağlı ölümlerin önde gelen nedenlerinden biridir. Tümör mikroçevresinin önemli bir bileşeni olan kanserle ilişkili fibroblastlar (CAF’lar), metastatik KRK progresyonunda çok önemli bir rol oynar ve kötü hasta prognozunu tahmin eder. Bununla birlikte, metastatik kanser hücreleri ve CAF’lar arasındaki çapraz konuşmayı incelemek için tatmin edici fare modellerinin eksikliği vardır. Burada, karaciğer metastazı progresyonunun metastatik niş tarafından nasıl düzenlendiğini ve muhtemelen stroma yönelimli tedavi ile nasıl kısıtlanabileceğini araştırmak için bir yöntem sunuyoruz. CRC organoidlerinin portal ven enjeksiyonu, insan CRC karaciğer metastazlarının fibroblast bakımından zengin histolojisini sadık bir şekilde özetleyen desmoplastik bir reaksiyon üretti. Bu model, intra-dalak enjeksiyon modeline kıyasla karaciğerde daha yüksek bir tümör yüküne sahip dokuya özgüydü ve fare sağkalım analizlerini basitleştirdi. Lusiferaz eksprese eden tümör organoidleri enjekte edilerek, tümör büyüme kinetiği in vivo görüntüleme ile izlenebilir. Ayrıca, bu preklinik model, tümör mezenkimini hedef alan terapötiklerin etkinliğini değerlendirmek için yararlı bir platform sağlar. Tümör inhibe edici stromal genin hepatositlere adeno ilişkili virüs aracılı olarak verilmesinin tümör mikroçevresini yeniden şekillendirip şekillendiremeyeceğini ve fare sağkalımını iyileştirip iyileştiremeyeceğini incelemek için yöntemler açıklıyoruz. Bu yaklaşım, KRK’nın hepatik metastazını inhibe etmek için yeni terapötik stratejilerin geliştirilmesini ve değerlendirilmesini sağlar.
Introduction
Kolorektal kanser (KRK) tüm dünyada kanser mortalitesinin önemli bir nedenidir1. KRK hastalarının yarısından fazlasında portal ven yayılımı yoluyla ortaya çıkan hepatik metastaz gelişir1. Günümüzde, ilerlemiş karaciğer metastazını tedavi edebilecek etkili bir terapötik yoktur ve çoğu hasta metastatik hastalığa yenik düşmektedir.
Metastatik niş veya tümör mikroçevresi, yayılmış KRK hücrelerinin engraftasyonunda ve büyümesinde anahtar rol oynar2. Tümör mikroçevresinin önemli bir bileşeni olan kanserle ilişkili fibroblastlar (CAF’lar), büyüme faktörlerinin salgılanması, hücre dışı matrisin (ECM) yeniden şekillendirilmesi ve bağışıklık manzaralarının ve anjiyogenezin modüle edilmesi yoluyla kanser ilerlemesini teşvik eder veya kısıtlar 3,4,5. CAF’lar ayrıca kemoterapilere ve immünoterapilere direnç kazandırır3. Ayrıca, CAF’lar KRK karaciğer metastazının başlamasını ve ilerlemesini düzenler ve KRK’lı hastalarda prognozu öngörür 3,6,7,8. Bu nedenle, KRK karaciğer metastazını inhibe etmek için terapötik stratejilerin geliştirilmesinde CAF ile ilişkili faktörlerden yararlanılabilir. Bununla birlikte, metastatik tümör stromasını incelemek için tatmin edici fare modellerinin bulunmaması, stroma hedefli tedavilerin geliştirilmesinde büyük bir engel olmuştur.
Şu anda, KRK karaciğer metastazını incelemek için hayvan modelleri, karaciğer metastazı ve karaciğere kanser hücresi transplantasyon modellerini kendiliğinden geliştiren birincil KRK modellerini içermektedir. Genetiği değiştirilmiş fare modelleri ve kanser hücrelerinin kolonik enjeksiyonu gibi birincil CRC fare modelleri, nadiren karaciğere metastaz gösterir 9,10,11,12. Dahası, karaciğer metastazı gözlense bile, bu modeller primer tümör indüksiyonundan metastaza kadar uzun gecikme süresi gösterir ve potansiyel olarak primer tümör yükünden ölür12. CRC karaciğer metastazlarını verimli bir şekilde üretmek için, kültürlenmiş CRC hücreleri üç enjeksiyon yaklaşımı kullanılarak karaciğere nakledilir: intra-dalak enjeksiyonu, karaciğere doğrudan intra-parankimal enjeksiyon ve portal ven enjeksiyonu. İntra-dalak enjekte edilen kanser hücreleri dalak damarına, portal vene ve nihayetinde karaciğere yayıldı13,14. Bununla birlikte, intra-dalak enjeksiyonu, diğer transplantasyon modellerine kıyasla daha düşük bir tümör alım oranı sağlar15,16. İntra-dalak enjeksiyonu ile, dalakta kanser büyümesini önlemek için dalağın cerrahi olarak çıkarılması gerçekleştirilir, bu da potansiyel olarak bağışıklık hücresi olgunlaşmasını tehlikeye atabilir17. Ayrıca, intra-dalak enjeksiyonu, dalak ve karın boşluğu18’de istenmeyen tümör büyümesine neden olarak karaciğer metastazı analizlerini zorlaştırabilir. Karaciğere doğrudan intraparankimal enjeksiyon etkili bir şekilde hepatik metastazı indükler16,19,20. Bununla birlikte, bu yaklaşım, portal ven yayılımı yoluyla doğal olarak ortaya çıkan karaciğer metastazının biyolojik bir adımını tam olarak özetlememektedir. Karaciğere doğrudan enjeksiyon kullanılarak, kanser hücrelerinin portal olmayan bir sisteme girmesi, ancak sistemik dolaşım da çoklu büyük akciğer metastazlarına neden olabilir16. KRK karaciğer metastazı olan hastaların çoğunda karaciğer21’de birden fazla tümör nodülü göstermesine rağmen, spesifik bir karaciğer lobuna doğrudan enjeksiyon tek bir tümör kitlesi oluşturur 19,20. Portal ven enjeksiyonu veya mezenterik ven enjeksiyonu, teknik olarak zor olsa da, tümör hücrelerinin karaciğere etkili bir şekilde verilmesine izin verir ve bu da hastalarda görülen büyüme modellerini özetler17. Bu strateji, ikincil bölge metastazı olasılığını en aza indirebilir ve karaciğerdeki kanser hücrelerinin hızlı büyümesini sağlayarak fare hayatta kalma analizlerini basitleştirebilir.
Tarihsel olarak, fare MC-38, insan HT-29 ve SW-620 gibi kolorektal kanser hücre çizgileri, hepatik metastaz 22,23’ün fare modellerini oluşturmak için kullanılmıştır. Bununla birlikte, bu kolorektal kanser hücre hatları desmoplastik stromal reaksiyona neden olmaz. Tümörlerdeki düşük stromal içerik, kanserle ilişkili fibroblastların biyolojik rollerinin araştırılmasını zorlaştırmaktadır. KRK organoidleri ve transplantasyonlarındaki son gelişmeler, stromanın kanser progresyonundaki hayati rollerini değerlendirmek için yararlı platformlar sunmuştur24. KRK organoidlerinin karaciğer transplantasyonu, fibroblast bakımından zengin bir tümör mikroçevresi oluşturur ve stromal araştırmalara yeni bakış açıları sağlamıştır 6,25. Günümüzde organoidlerin portal veya mezenterik ven enjeksiyonu, KRK karaciğer metastazı 6,25,26,27,28 oluşturmak için altın standart bir yaklaşım haline gelmiştir. Bununla birlikte, bildiğimiz kadarıyla, daha önce hiçbir makale kolorektal tümöroidlerin portal ven enjeksiyonu için ayrıntılı yöntemler tanımlamamıştır. Burada, yeni adeno ilişkili virüs (AAV) aracılı stroma yönelimli tedavi geliştirmek için KRK organoidlerinin portal ven enjeksiyonunu kullanmak için bir metodoloji sunuyoruz.
Hepatositler karaciğerdeki metastatik tümör mikroçevresinin önemli bir bileşenidir ve metastatik kanser progresyonunda kritik bir rol oynamaktadır29. Neoplastik olmayan hastalarda hepatositlerde protein ekspresyonunu indüklemek için AAV gen tedavisi yaklaşımlarının başarısından esinlenerek30,31, benzer bir yaklaşımı araştırdık, ancak KRK25’te karaciğer tümörü mikroçevresini değiştirmeyi amaçladık. Bu nedenle, burada karaciğer tümörü mikro ortamını değiştirmek için anti-tümörojenik proteinlerin ekspresyonunu indüklemek için AAV8’in kuyruk damarı enjeksiyonunu da açıklıyoruz. Virüs üretimi sırasında viral kapsid proteininin seçimi ile belirlenen AAV8 serotipi, özellikle hepatositlerin (yani, karaciğer tümörü mikroortamında hedeflenen gen ekspresyonu) yüksek transdüksiyon verimliliğine yol açar32. Daha önce Islr’nin (lösin bakımından zengin tekrar içeren immünoglobulin süper ailesi), kemik morfogenetik protein (BMP) sinyalini indükleyen, CRC tümöroid büyümesini azaltan ve Lgr5 + bağırsak kök hücre farklılaşmasını teşvik eden CAF’ye özgü bir gen olduğunu göstermiştik25. Hepatositlerde kanseri kısıtlayan stromal gen Islr’nin AAV8 aracılı aşırı ekspresyonunun, AAV8-Islr ile tedavi edilen farelerde CRC tümöroidlerinin portal ven enjeksiyonunu gerçekleştirerek hepatik metastaz ilerlemesini azaltıp azaltamayacağını test ettik.
Bu yazıda ilk olarak karaciğer tropik AAV’nin kuyruk veni enjeksiyon yöntemi anlatılmaktadır. Daha sonra, tümöroid hücre hazırlığı ve AAV ile tedavi edilen farelere portal ven enjeksiyonu için bir yöntem tanımladık. Son olarak, stroma yönelimli terapötiklerin etkinliğini değerlendirmek için metastatik tümör progresyonunu izlemek için yaklaşımlar sunuyoruz.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu çalışmada, fare CRC organoidlerinin portal ven enjeksiyonunun, insan KRK hepatik metastazlarının histolojik özelliklerini taklit eden fibroblasttan zengin karaciğer metastazlarını tekrarlayan bir şekilde ürettiğini gösterdik. Ayrıca, AAV8 aracılı gen terapisi gibi stroma yönelimli terapötiklerle birleştirildiğinde, bu klinik öncesi model, fare sağkalımı ve tümör büyümesi üzerindeki terapötik etkileri değerlendirmek için yararlı bir araç olarak hizmet eder.
…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma, Ulusal Sağlık ve Tıbbi Araştırma Konseyi’nden (APP1156391 to D.L.W., S.L.W.) hibelerle desteklenmiştir. (APP1081852 ila D.L.W., APP1140236 ila S.L.W., APP1099283 ila D.L.W.,); Kanser Konseyi SA, bağışçıları ve Güney Avustralya Eyalet Hükümeti adına Sağlık Bakanlığı (MCF0418 to S.L.W., D.L.W.); Japonya Eğitim, Kültür, Spor, Bilim ve Teknoloji Bakanlığı tarafından görevlendirilen Bilimsel Araştırma Yardımı (B) (M.T.’ye 20H03467); AMED-CREST (Japonya Tıbbi Araştırma ve Geliştirme Ajansı, Evrimsel Bilim ve Teknoloji için Temel Araştırma (19gm0810007h0104 ve 19gm1210008s0101’den A.E.’ye); AMED’den Kanser Araştırma ve Terapötik Evrim Projesi (P-CREATE) (19cm0106332h0002’den A.E.’ye); Japonya Genç Araştırmacılar için Bilimi Teşvik Yurtdışı Mücadele Programı Derneği (HK’ye), Takeda Bilim Vakfı Bursu (HK’ye), Greaton Uluslararası Doktora Bursu (HK’ye), Lions Tıbbi Araştırma Vakfı Bursu (K.G.’ye).
Rekombinant AAV vektörleri ürettiği için Vektör ve Genom Mühendisliği Tesisi’nden (VGEF), Çocuk Tıbbi Araştırma Enstitüsü’nden (CMRI) (NSW, AVUSTRALYA) Dr. Leszek Lisowski’ye teşekkür ederiz.
Materials
| 10% Formalin | Sigma | HT501128 | |
| 15 mL centrifuge tube | Corning | 430791 | |
| 33-gauge needle | TSK | LDS-33013 | For portal vein injection |
| 4-0 vicryl suture | ETHICON | J494G | |
| 40-µm cell strainer | Corning | 431750 | |
| 5 mL Syringe | BD | 302130 | Used to apply saline to the intestine after portal vein injection |
| 50 mL centrifuge tube | Corning | 430829 | |
| 50 mL syringe | TERUMO | SS*50LE | Luer lock syringe for perfusion fixation |
| 70% Isopropyl alcohol wipe | Briemar | 5730 | |
| Anaesthesia machine | Darvall | 9356 | |
| αSMA antibody | DAKO | M0851 | Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry |
| Buprenorphine | TROY | N/A | ilium Temvet Injection, 300 µg/ml Buprenorphine |
| Cotton buds | Johnson & Johnson | N/A | Johnson's pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use. |
| D-luciferin | Biosynth | L-8220 | |
| Electric shaver | Sold by multiple suppliers | ||
| Forceps | Sold by multiple suppliers | ||
| Hamilton syringe | HAMILTON | 81020 | For portal vein injection |
| Heat box (animal warming chamber) | Datesand | MK3 | |
| Heat lamp | Sold by multiple suppliers | ||
| Hemostatic sponge | Pfizer | 09-0891-04-015 | Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm |
| India ink | Talens | 44727000 | |
| Injection syringe and needle | BD | 326769 | For tail vein injection |
| Islr probe (RNAscope) | ACD | 450041 | |
| Isoflurane | Henry Schein | 988-3244 | |
| IVIS Spectrum In Vivo Imaging System | Perkin Elmer | 124262 | |
| Living Image Software | Perkin Elmer | 128113 | |
| Matrigel | Corning | 356231 | |
| MRI fibrosis tool | N/A | N/A | https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool |
| Phosphate-buffered saline (PBS) | Sigma | D8537 | |
| RNAscope kit | ACD | 322300 | |
| Rodent restrainer | Sold by multiple suppliers | ||
| Rosa26-Cas9 mouse | The Jackson Laboratory | 024858 | |
| Saline | Pfizer | PHA19042010 | |
| Scissors | Sold by multiple suppliers | ||
| Skin staplers | Able Scientific | AS59028 | 9 mm wound clips |
| Stapler applicator | Able Scientific | AS59026 | 9 mm wound clip applicator |
| Stapler remover | Able Scientific | AS59037 | Wound clip remover |
| Surgical drape | Multigate | 29-220 | |
| Surgical gauze | Sentry Medical | GS001 | |
| Topical anesthesia cream | EMLA | N/A | EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine |
| TrypLE Express | Gibco | 12605028 | Recombinant cell-dissociation enzyme mix |
| Y-27632 | Tocris | 1254 |
Riferimenti
- Zarour, L. R., et al. Colorectal cancer liver metastasis: Evolving paradigms and future directions. Cell and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (2), 163-173 (2017).
- Peinado, H., et al. Pre-metastatic niches: organ-specific homes for metastases. Nature Reviews. Cancer. 17 (5), 302-317 (2017).
- Kobayashi, H., et al. Cancer-associated fibroblasts in gastrointestinal cancer. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (5), 282-295 (2019).
- Mizutani, Y., et al. Meflin-positive cancer-associated fibroblasts inhibit pancreatic carcinogenesis. Ricerca sul cancro. 79 (20), 5367-5381 (2019).
- Gieniec, K. A., Butler, L. M., Worthley, D. L., Woods, S. L. Cancer-associated fibroblasts-heroes or villains. British Journal of Cancer. 121 (4), 293-302 (2019).
- Tauriello, D. V. F., et al. TGFbeta drives immune evasion in genetically reconstituted colon cancer metastasis. Nature. 554 (7693), 538-543 (2018).
- Calon, A., et al. Dependency of colorectal cancer on a TGF-beta-driven program in stromal cells for metastasis initiation. Cancer Cell. 22 (5), 571-584 (2012).
- Shen, Y., et al. Reduction of liver metastasis stiffness improves response to cevacizumab in metastatic colorectal cancer. Cancer Cell. 37 (6), 800-817 (2020).
- Romano, G., Chagani, S., Kwong, L. N. The path to metastatic mouse models of colorectal cancer. Oncogene. 37 (19), 2481-2489 (2018).
- Roper, J., et al. In vivo genome editing and organoid transplantation models of colorectal cancer and metastasis. Nature Biotechnology. 35 (6), 569-576 (2017).
- Lannagan, T. R. M., et al. Genetic editing of colonic organoids provides a molecularly distinct and orthotopic preclinical model of serrated carcinogenesis. Gut. 68 (4), 684-692 (2019).
- Lannagan, T. R., Jackstadt, R., Leedham, S. J., Sansom, O. J. Advances in colon cancer research: in vitro and animal models. Current Opinion in Genetics & Development. 66, 50-56 (2021).
- Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (91), e51677 (2014).
- Yazdani, H. O., Tohme, S. Murine model of metastatic liver tumors in the setting of ischemia reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59748 (2019).
- Frampas, E., et al. The intraportal injection model for liver metastasis: advantages of associated bioluminescence to assess tumor growth and influences on tumor uptake of radiolabeled anti-carcinoembryonic antigen antibody. Nuclear Medicine Communications. 32 (2), 147-154 (2011).
- O’Rourke, K. P., et al. Transplantation of engineered organoids enables rapid generation of metastatic mouse models of colorectal cancer. Nature Biotechnology. 35 (6), 577-582 (2017).
- Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (118), e54903 (2016).
- Lee, W. Y., Hong, H. K., Ham, S. K., Kim, C. I., Cho, Y. B. Comparison of colorectal cancer in differentially established liver metastasis models. Anticancer Research. 34 (7), 3321-3328 (2014).
- Kollmar, O., Schilling, M. K., Menger, M. D. Experimental liver metastasis: standards for local cell implantation to study isolated tumor growth in mice. Clinical & Experimental Metastasis. 21 (5), 453-460 (2004).
- McVeigh, L. E., et al. Development of orthotopic tumour models using ultrasound-guided intrahepatic injection. Scientific Reports. 9 (1), 9904 (2019).
- Engstrand, J., Nilsson, H., Stromberg, C., Jonas, E., Freedman, J. Colorectal cancer liver metastases – a population-based study on incidence, management and survival. BMC Cancer. 18 (1), 78 (2018).
- Thalheimer, A., et al. The intraportal injection model: a practical animal model for hepatic metastases and tumor cell dissemination in human colon cancer. BMC Cancer. 9, 29 (2009).
- Limani, P., et al. Selective portal vein injection for the design of syngeneic models of liver malignancy. American Journal of Physiology Gastrointestinal and Liver Physiology. 310 (9), 682-688 (2016).
- Lau, H. C. H., Kranenburg, O., Xiao, H., Yu, J. Organoid models of gastrointestinal cancers in basic and translational research. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 17 (4), 203-222 (2020).
- Kobayashi, H., et al. The balance of stromal BMP signaling mediated by GREM1 and ISLR drives colorectal carcinogenesis. Gastroenterology. 160 (4), 1224-1239 (2021).
- Fumagalli, A., et al. Genetic dissection of colorectal cancer progression by orthotopic transplantation of engineered cancer organoids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (12), 2357-2364 (2017).
- Fumagalli, A., et al. Plasticity of Lgr5-Negative Cancer Cells Drives Metastasis in Colorectal Cancer. Cell Stem Cell. 26 (4), 569-578 (2020).
- de Sousa e Melo, F., et al. A distinct role for Lgr5(+) stem cells in primary and metastatic colon cancer. Nature. 543 (7647), 676-680 (2017).
- Lee, J. W., et al. Hepatocytes direct the formation of a pro-metastatic niche in the liver. Nature. 567 (7747), 249-252 (2019).
- Dunbar, C. E., et al. Gene therapy comes of age. Science. 359 (6372), 4672 (2018).
- George, L. A., et al. Hemophilia B gene therapy with a high-specific-activity factor IX variant. The New England Journal of Medicine. 377 (23), 2215-2227 (2017).
- Colella, P., Ronzitti, G., Mingozzi, F. Emerging issues in AAV-mediated in vivo gene therapy. Molecular Therapy. Methods & Clinical Development. 8, 87-104 (2018).
- Fripont, S., Marneffe, C., Marino, M., Rincon, M. Y., Holt, M. G. Production, purification, and quality control for adeno-associated virus-based vectors. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e58960 (2019).
- Sands, M. S. AAV-mediated liver-directed gene therapy. Methods in Molecular Biology. 807, 141-157 (2011).
- O’Rourke, K. P., Ackerman, S., Dow, L. E., Lowe, S. W. Isolation, culture, and maintenance of mouse intestinal stem cells. Bio-protocol. 6 (4), 1733 (2016).
- Ellerstrom, C., Strehl, R., Noaksson, K., Hyllner, J., Semb, H. Facilitated expansion of human embryonic stem cells by single-cell enzymatic dissociation. Stem Cells. 25 (7), 1690-1696 (2007).
- Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
- Oshima, G., et al. Advanced animal model of colorectal metastasis in liver: Imaging techniques and properties of metastatic clones. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54657 (2016).
- Anker, J. F., Mok, H., Naseem, A. F., Thumbikat, P., Abdulkadir, S. A. A bioluminescent and fluorescent orthotopic syngeneic murine model of androgen-dependent and castration-resistant prostate cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (133), e57301 (2018).
- Baklaushev, V. P., et al. Luciferase expression allows bioluminescence imaging but imposes limitations on the orthotopic mouse (4T1) model of breast cancer. Scientific Reports. 7 (1), 7715 (2017).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3564 (2012).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
- Hara, A., et al. Roles of the mesenchymal stromal/stem cell marker meflin in cardiac tissue repair and the development of diastolic dysfunction. Circulation Research. 125 (4), 414-430 (2019).
- Hara, A., et al. Meflin defines mesenchymal stem cells and/or their early progenitors with multilineage differentiation capacity. Genes to Cells. 26 (7), 495-512 (2021).
- Wang, H., et al. RNAscope for in situ detection of transcriptionally active human papillomavirus in head and neck squamous cell carcinoma. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (85), e51426 (2014).
- Lattouf, R., et al. Picrosirius red staining: a useful tool to appraise collagen networks in normal and pathological tissues. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 62 (10), 751-758 (2014).
- Lugli, A., et al. Recommendations for reporting tumor budding in colorectal cancer based on the International Tumor Budding Consensus Conference (ITBCC) 2016. Modern Pathology. 30 (9), 1299-1311 (2017).
- Sangisetty, S. L., Miner, T. J. Malignant ascites: A review of prognostic factors, pathophysiology and therapeutic measures. World Journal of Gastrointest Surgery. 4 (4), 87-95 (2012).
- Jung, B., Staudacher, J. J., Beauchamp, D. Transforming growth factor beta superfamily signaling in development of colorectal cancer. Gastroenterology. 152 (1), 36-52 (2017).
- Hapach, L. A., Mosier, J. A., Wang, W., Reinhart-King, C. A. Engineered models to parse apart the metastatic cascade. NPJ Precision Oncology. 3, 20 (2019).
- Jackstadt, R., et al. Epithelial NOTCH signaling rewires the tumor microenvironment of colorectal cancer to drive poor-prognosis subtypes and metastasis. Cancer Cell. 36 (3), 319-336 (2019).
- Lo, Y. -. H., Karlsson, K., Kuo, C. J. Applications of organoids for cancer biology and precision medicine. Nature Cancer. 1 (8), 761-773 (2020).
- van de Wetering, M., et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell. 161 (4), 933-945 (2015).
- Ben-David, U., et al. Genetic and transcriptional evolution alters cancer cell line drug response. Nature. 560 (7718), 325-330 (2018).
- Kattenhorn, L. M., et al. Adeno-associated virus gene therapy for liver disease. Human Gene Therapy. 27 (12), 947-961 (2016).
