JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Ricerca sul cancro

Portal vene injeksjon av kolorektal kreft organoider for å studere levermetastase Stroma

Published: September 03, 2021
doi:
10.3791/62630
, , , , , , , , , , , , , , , ,
1Adelaide Medical School,University of Adelaide, 2South Australian Health and Medical Research Institute (SAHMRI), 3Department of Pathology,Nagoya University Graduate School of Medicine, 4Division of Molecular Pathology, Center for Neurological Disease and Cancer,Nagoya University Graduate School of Medicine, 5Department of Gastroenterology, Graduate School of Medicine,The University of Tokyo, 6Translational and Clinical Research Institute,Newcastle University, 7International Center for Cell and Gene Therapy,Fujita Health University

Summary

Portal vene injeksjon av kolorektal kreft (CRC) organoider genererer stroma-rik levermetastase. Denne musemodellen av CRC levermetastase representerer et nyttig verktøy for å studere tumor-stroma interaksjoner og utvikle nye stroma-rettet terapeutiske som adeno-assosierte virusmediert genterapi.

Abstract

Levermetastase av kolorektal kreft (CRC) er en ledende årsak til kreftrelatert død. Kreftrelaterte fibroblaster (CAF-er), en viktig del av tumormikromiljøet, spiller en avgjørende rolle i metastatisk CRC-progresjon og forutsier dårlig pasientprognose. Det er imidlertid mangel på tilfredsstillende musemodeller for å studere krysstale mellom metastatiske kreftceller og CAF-er. Her presenterer vi en metode for å undersøke hvordan levermetastaseprogresjon reguleres av den metastatiske nisjen og muligens kan begrenses av stromastyrt terapi. Portal vene injeksjon av CRC organoider genererte en desmoplastisk reaksjon, som trofast recapitulated fibroblast-rik histologi av humane CRC lever metastaser. Denne modellen var vevsspesifikk med en høyere tumorbyrde i leveren sammenlignet med en intra-splenic injeksjonsmodell, noe som forenkler musens overlevelsesanalyser. Ved å injisere luciferase-uttrykkende tumororganoider, kan tumorvekstkinetikk overvåkes ved in vivo-avbildning . Videre gir denne prekliniske modellen en nyttig plattform for å vurdere effekten av terapeutiske behandlinger rettet mot tumormesenchyme. Vi beskriver metoder for å undersøke om adeno-assosiert virusmediert levering av et tumorhemmende stromal gen til hepatocytter kan ombygge tumormikromiljøet og forbedre musens overlevelse. Denne tilnærmingen muliggjør utvikling og vurdering av nye terapeutiske strategier for å hemme levermetastase av CRC.

Introduction

Kolorektal kreft (CRC) er en viktig årsak til kreftdødelighet over hele verden1. Mer enn halvparten av CRC-pasientene utvikler levermetastase som oppstår gjennom portalveneformidlingen1. For tiden er det ingen effektive terapeutiske midler som kan kurere avansert levermetastase, og de fleste pasienter bukker under for metastatisk sykdom.

Den metastatiske nisjen eller tumormikromiljøet spiller en nøkkelrolle i engraftment og vekst av spredte CRC-celler2. Kreftrelaterte fibroblaster (CAF-er), en fremtredende komponent i tumormikromiljøet, fremmer eller begrenser kreftprogresjon gjennom utskillelse av vekstfaktorer, ombygging av den ekstracellulære matrisen (ECM), og modulerer immunlandskap og angiogenese 3,4,5. CAF-er gir også motstand mot kjemoterapi og immunterapi3. Videre regulerer CAF-er initiering og progresjon av CRC levermetastase og forutsi prognose hos pasienter med CRC 3,6,7,8. Dermed kan CAF-relaterte faktorer utnyttes for utvikling av terapeutiske strategier for å hemme CRC levermetastase. Mangelen på tilfredsstillende musemodeller for å studere den metastatiske tumorstrommaen har imidlertid vært et stort hinder for å utvikle stroma-målrettede terapier.

For tiden inkluderer dyremodeller for å studere CRC levermetastase primære CRC-modeller som spontant utvikler levermetastase og kreftcelletransplantasjonsmodeller i leveren. Primære CRC-musemodeller, som genetisk konstruerte musemodeller og kolonisk injeksjon av kreftceller, viser sjelden metastase til leveren 9,10,11,12. Videre, selv om en levermetastase observeres, viser disse modellene lang latens fra den primære tumorinduksjonen til metastase, og potensielt dør av primær tumorbyrde12. For å effektivt generere CRC levermetastaser, blir dyrkede CRC-celler transplantert i leveren ved hjelp av tre injeksjonsmetoder: intra-splenic injeksjon, direkte intra-parenchymal injeksjon i leveren, og portal vene injeksjon. Intra-praktisk injiserte kreftceller spredt inn i miltveien, portalvenen, og til slutt til leveren13,14. Imidlertid gir den intra-spleniske injeksjonen et lavere tumortakforhold sammenlignet med andre transplantasjonsmodeller 15,16. Med intra-splenic injeksjon utføres kirurgisk fjerning av milten for å unngå kreftvekst i milten, noe som potensielt kan kompromittere immuncellemodning17. Videre kan intra-splenic injeksjon også resultere i utilsiktet tumorvekst i milten og bukhulen18, noe som kompliserer levermetastaseanalyser. Direkte intraparenchymal injeksjon i leveren induserer effektivt levermetastase 16,19,20. Likevel, denne tilnærmingen ikke fullt ut rekapitulere et biologisk trinn i levermetastase som naturlig oppstår gjennom portal vene formidling. Ved hjelp av direkte injeksjon i leveren, oppføring av kreftceller i en ikke-portal, men systemisk sirkulasjon kan også resultere i flere store lungemetastaser16. Selv om et flertall av pasienter med CRC levermetastase viser flere tumor knuter i leveren21, direkte injeksjon i en bestemt lever lobe genererer en enkelt tumormasse 19,20. Portal vene injeksjon eller mesenterisk vene injeksjon, men teknisk utfordrende, tillater effektiv levering av tumorceller i leveren på en måte som rekapitulerer vekstmønstre sett hos pasienter17. Denne strategien kan minimere muligheten for sekundære metastaser og muliggjør rask vekst av kreftceller i leveren, noe som forenkler musens overlevelsesanalyser.

Historisk ble kolorektal kreftcellelinjer som mus MC-38, human HT-29 og SW-620 brukt til å generere musemodeller av levermetastase22,23. Imidlertid induserer disse kolorektal kreftcellelinjene ikke en desmoplastisk stromal reaksjon. Lavt stromalt innhold i svulstene gjør det vanskelig å undersøke de biologiske rollene til kreftrelaterte fibroblaster. Nylige fremskritt innen CRC organoider og deres transplantasjon har tilbudt nyttige plattformer for å vurdere vitale roller av stroma i kreftprogresjon24. Levertransplantasjon av CRC organoider genererer et fibroblastrikt tumormikromiljø og har gitt ny innsikt i stromal forskning 6,25. For tiden har portal eller mesenterisk veneinjeksjon av organoider blitt en gullstandard tilnærming for å generere CRC levermetastase 6,25,26,27,28. Likevel, så vidt vi vet, har ingen tidligere papirer beskrevet detaljerte metoder for portalveneinjeksjon av kolorektale tumoroider. Her presenterer vi en metodikk for bruk av portal vene injeksjon av CRC organoider for å utvikle nye adeno-assosiert virus (AAV)-mediert stroma-rettet terapi.

Hepatocytter er en viktig bestanddel av det metastatiske tumormikromiljøet i leveren og spiller en kritisk rolle i metastatisk kreftprogresjon29. Inspirert av suksessen til AAV genterapi tilnærminger for å indusere proteinuttrykk i hepatocytter hos ikke-neoplastiske pasienter30,31, undersøkte vi en lignende tilnærming, men hadde som mål å modifisere leversvulstmikromiljøet i CRC25. Som sådan beskriver vi også heri hale vene injeksjon av AAV8 å indusere uttrykk for anti-tumorigene proteiner for å endre leveren tumor mikromiljøet. AAV8-serotypen, utpekt ved valg av viralt kapsidprotein under virusproduksjon, fører til høy transduksjonseffektivitet spesielt av hepatocytter (dvs. målrettet genuttrykk i leversvulstmikromiljøet)32. Vi har tidligere vist at Islr (immunglobulin superfamilie som inneholder leucinrik repetisjon) er et CAF-spesifikt gen som induserer beinmorfogenetisk protein (BMP) signalering, reduserer CRC tumoroid vekst, og fremmer Lgr5 + intestinal stamcelle differensiering25. Vi testet om AAV8-mediert overekspression av det kreftbegrensende stromale genet Islr, i hepatocytter kunne dempe levermetastaseprogresjon ved å utføre portalveneinjeksjon av CRC tumoroider hos AAV8-Islr-behandlede mus.

I dette papiret beskriver vi først hale vene injeksjon prosedyren for lever tropic AAV. Deretter beskriver vi en metode for tumoroid cellepreparat og portalveneinjeksjon i de AAV-behandlede musene. Til slutt presenterer vi tilnærminger for å overvåke metastatisk tumorprogresjon for å vurdere effekten av stroma-rettet terapeutisk behandling.

Protocol

Alle dyreprosedyrer i denne artikkelen ble gjennomgått og godkjent av South Australian Health and Medical Research Institute Animal Ethics Committee (Godkjenningsnummer, SAM322). 1. Hale vene injeksjon av adeno-assosiert virus MERK: Adeno-assosiert virus (AAV) bør håndteres som en biofare under Biosafety Level 1 retningslinjer. Se den publiserte protokollen for AAV-forberedelse, rensing og titrering33. Hepatocyte-tropic AAV, AAV8<sup class="…

Representative Results

For å indusere AAV-mediert overekspression av et tumor-begrensende stromal gen, Islr 4,25,43,44, i hepatocytter, injiserte vi intravenøst Islr-koding AAV8. 1,0 x 1011 virale genomer (vg) av AAV8-Islr, eller som en kontroll, AAV8-mRuby2, ble injisert i den voksne musehalevenen (figur 1A). To uker etter hale vene injek…

Discussion

I denne studien har vi vist at portal vene injeksjon av mus CRC organoider reprodusere genererer fibroblastrike lever metastaser som etterligner histologiske egenskaper av menneskelige CRC lever metastaser. Videre, når den kombineres med stroma-regisserte terapeutiske behandlinger som AAV8-mediert genterapi, fungerer denne prekliniske modellen som et nyttig verktøy for å vurdere terapeutiske effekter på musens overlevelse og tumorvekst.

Det er i det minste to kritiske trinn i protokollen. …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne studien ble støttet av tilskudd fra National Health and Medical Research Council (APP1156391 til D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 til D.L.W., APP1140236 til S.L.W., APP1099283 til D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project på vegne av sine givere og den statlige regjeringen i Sør-Australia gjennom Department of Health (MCF0418 til S.L.W., D.L.W.); en Grant-in-Aid for Scientific Research (B) (20H03467 til M.T.) bestilt av Departementet for utdanning, kultur, sport, vitenskap og teknologi i Japan; AMED-CREST (Japan Agency for Medical Research and Development, Core Research for Evolutional Science and Technology (19gm0810007h0104 og 19gm1210008s0101 til A.E.); Prosjektet for kreftforskning og terapeutisk evolusjon (P-CREATE) fra AMED (19cm0106332h0002 til A.E.); Japan Society for the Promotion of Science Overseas Challenge Program for Young Researchers (til H.K.), Takeda Science Foundation Fellowship (til H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (til H.K.), Lions Medical Research Foundation Scholarship (til K.G.).

Vi takker Dr. Leszek Lisowski ved Vector and Genome Engineering Facility (VGEF), Children’s Medical Research Institute (CMRI) (NSW, AUSTRALIA) for å produsere rekombinante AAV-vektorer.

Materials

10% Formalin Sigma HT501128
15 mL centrifuge tube Corning 430791
33-gauge needle TSK LDS-33013 For portal vein injection
4-0 vicryl suture ETHICON J494G
40-µm cell strainer Corning 431750
5 mL Syringe BD 302130 Used to apply saline to the intestine after portal vein injection
50 mL centrifuge tube Corning 430829
50 mL syringe TERUMO SS*50LE Luer lock syringe for perfusion fixation
70% Isopropyl alcohol wipe Briemar 5730
Anaesthesia machine Darvall 9356
αSMA antibody DAKO M0851 Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry
Buprenorphine TROY N/A ilium Temvet Injection, 300 µg/ml Buprenorphine
Cotton buds Johnson & Johnson N/A Johnson's pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.
D-luciferin Biosynth L-8220
Electric shaver Sold by multiple suppliers
Forceps Sold by multiple suppliers
Hamilton syringe HAMILTON 81020 For portal vein injection
Heat box (animal warming chamber) Datesand MK3
Heat lamp Sold by multiple suppliers
Hemostatic sponge Pfizer 09-0891-04-015 Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm
India ink Talens 44727000
Injection syringe and needle BD 326769 For tail vein injection
Islr probe (RNAscope) ACD 450041
Isoflurane Henry Schein 988-3244
IVIS Spectrum In Vivo Imaging System Perkin Elmer 124262
Living Image Software Perkin Elmer 128113
Matrigel Corning 356231
MRI fibrosis tool N/A N/A https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool
Phosphate-buffered saline (PBS) Sigma D8537
RNAscope kit ACD 322300
Rodent restrainer Sold by multiple suppliers
Rosa26-Cas9 mouse The Jackson Laboratory 024858
Saline Pfizer PHA19042010
Scissors Sold by multiple suppliers
Skin staplers Able Scientific AS59028 9 mm wound clips
Stapler applicator Able Scientific AS59026 9 mm wound clip applicator
Stapler remover Able Scientific AS59037 Wound clip remover
Surgical drape Multigate 29-220
Surgical gauze Sentry Medical GS001
Topical anesthesia cream EMLA N/A EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine
TrypLE Express Gibco 12605028 Recombinant cell-dissociation enzyme mix
Y-27632 Tocris 1254
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Zarour, L. R., et al. Colorectal cancer liver metastasis: Evolving paradigms and future directions. Cell and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (2), 163-173 (2017).
  2. Peinado, H., et al. Pre-metastatic niches: organ-specific homes for metastases. Nature Reviews. Cancer. 17 (5), 302-317 (2017).
  3. Kobayashi, H., et al. Cancer-associated fibroblasts in gastrointestinal cancer. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (5), 282-295 (2019).
  4. Mizutani, Y., et al. Meflin-positive cancer-associated fibroblasts inhibit pancreatic carcinogenesis. Ricerca sul cancro. 79 (20), 5367-5381 (2019).
  5. Gieniec, K. A., Butler, L. M., Worthley, D. L., Woods, S. L. Cancer-associated fibroblasts-heroes or villains. British Journal of Cancer. 121 (4), 293-302 (2019).
  6. Tauriello, D. V. F., et al. TGFbeta drives immune evasion in genetically reconstituted colon cancer metastasis. Nature. 554 (7693), 538-543 (2018).
  7. Calon, A., et al. Dependency of colorectal cancer on a TGF-beta-driven program in stromal cells for metastasis initiation. Cancer Cell. 22 (5), 571-584 (2012).
  8. Shen, Y., et al. Reduction of liver metastasis stiffness improves response to cevacizumab in metastatic colorectal cancer. Cancer Cell. 37 (6), 800-817 (2020).
  9. Romano, G., Chagani, S., Kwong, L. N. The path to metastatic mouse models of colorectal cancer. Oncogene. 37 (19), 2481-2489 (2018).
  10. Roper, J., et al. In vivo genome editing and organoid transplantation models of colorectal cancer and metastasis. Nature Biotechnology. 35 (6), 569-576 (2017).
  11. Lannagan, T. R. M., et al. Genetic editing of colonic organoids provides a molecularly distinct and orthotopic preclinical model of serrated carcinogenesis. Gut. 68 (4), 684-692 (2019).
  12. Lannagan, T. R., Jackstadt, R., Leedham, S. J., Sansom, O. J. Advances in colon cancer research: in vitro and animal models. Current Opinion in Genetics & Development. 66, 50-56 (2021).
  13. Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (91), e51677 (2014).
  14. Yazdani, H. O., Tohme, S. Murine model of metastatic liver tumors in the setting of ischemia reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59748 (2019).
  15. Frampas, E., et al. The intraportal injection model for liver metastasis: advantages of associated bioluminescence to assess tumor growth and influences on tumor uptake of radiolabeled anti-carcinoembryonic antigen antibody. Nuclear Medicine Communications. 32 (2), 147-154 (2011).
  16. O’Rourke, K. P., et al. Transplantation of engineered organoids enables rapid generation of metastatic mouse models of colorectal cancer. Nature Biotechnology. 35 (6), 577-582 (2017).
  17. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (118), e54903 (2016).
  18. Lee, W. Y., Hong, H. K., Ham, S. K., Kim, C. I., Cho, Y. B. Comparison of colorectal cancer in differentially established liver metastasis models. Anticancer Research. 34 (7), 3321-3328 (2014).
  19. Kollmar, O., Schilling, M. K., Menger, M. D. Experimental liver metastasis: standards for local cell implantation to study isolated tumor growth in mice. Clinical & Experimental Metastasis. 21 (5), 453-460 (2004).
  20. McVeigh, L. E., et al. Development of orthotopic tumour models using ultrasound-guided intrahepatic injection. Scientific Reports. 9 (1), 9904 (2019).
  21. Engstrand, J., Nilsson, H., Stromberg, C., Jonas, E., Freedman, J. Colorectal cancer liver metastases – a population-based study on incidence, management and survival. BMC Cancer. 18 (1), 78 (2018).
  22. Thalheimer, A., et al. The intraportal injection model: a practical animal model for hepatic metastases and tumor cell dissemination in human colon cancer. BMC Cancer. 9, 29 (2009).
  23. Limani, P., et al. Selective portal vein injection for the design of syngeneic models of liver malignancy. American Journal of Physiology Gastrointestinal and Liver Physiology. 310 (9), 682-688 (2016).
  24. Lau, H. C. H., Kranenburg, O., Xiao, H., Yu, J. Organoid models of gastrointestinal cancers in basic and translational research. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 17 (4), 203-222 (2020).
  25. Kobayashi, H., et al. The balance of stromal BMP signaling mediated by GREM1 and ISLR drives colorectal carcinogenesis. Gastroenterology. 160 (4), 1224-1239 (2021).
  26. Fumagalli, A., et al. Genetic dissection of colorectal cancer progression by orthotopic transplantation of engineered cancer organoids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (12), 2357-2364 (2017).
  27. Fumagalli, A., et al. Plasticity of Lgr5-Negative Cancer Cells Drives Metastasis in Colorectal Cancer. Cell Stem Cell. 26 (4), 569-578 (2020).
  28. de Sousa e Melo, F., et al. A distinct role for Lgr5(+) stem cells in primary and metastatic colon cancer. Nature. 543 (7647), 676-680 (2017).
  29. Lee, J. W., et al. Hepatocytes direct the formation of a pro-metastatic niche in the liver. Nature. 567 (7747), 249-252 (2019).
  30. Dunbar, C. E., et al. Gene therapy comes of age. Science. 359 (6372), 4672 (2018).
  31. George, L. A., et al. Hemophilia B gene therapy with a high-specific-activity factor IX variant. The New England Journal of Medicine. 377 (23), 2215-2227 (2017).
  32. Colella, P., Ronzitti, G., Mingozzi, F. Emerging issues in AAV-mediated in vivo gene therapy. Molecular Therapy. Methods & Clinical Development. 8, 87-104 (2018).
  33. Fripont, S., Marneffe, C., Marino, M., Rincon, M. Y., Holt, M. G. Production, purification, and quality control for adeno-associated virus-based vectors. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e58960 (2019).
  34. Sands, M. S. AAV-mediated liver-directed gene therapy. Methods in Molecular Biology. 807, 141-157 (2011).
  35. O’Rourke, K. P., Ackerman, S., Dow, L. E., Lowe, S. W. Isolation, culture, and maintenance of mouse intestinal stem cells. Bio-protocol. 6 (4), 1733 (2016).
  36. Ellerstrom, C., Strehl, R., Noaksson, K., Hyllner, J., Semb, H. Facilitated expansion of human embryonic stem cells by single-cell enzymatic dissociation. Stem Cells. 25 (7), 1690-1696 (2007).
  37. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  38. Oshima, G., et al. Advanced animal model of colorectal metastasis in liver: Imaging techniques and properties of metastatic clones. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54657 (2016).
  39. Anker, J. F., Mok, H., Naseem, A. F., Thumbikat, P., Abdulkadir, S. A. A bioluminescent and fluorescent orthotopic syngeneic murine model of androgen-dependent and castration-resistant prostate cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (133), e57301 (2018).
  40. Baklaushev, V. P., et al. Luciferase expression allows bioluminescence imaging but imposes limitations on the orthotopic mouse (4T1) model of breast cancer. Scientific Reports. 7 (1), 7715 (2017).
  41. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3564 (2012).
  42. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  43. Hara, A., et al. Roles of the mesenchymal stromal/stem cell marker meflin in cardiac tissue repair and the development of diastolic dysfunction. Circulation Research. 125 (4), 414-430 (2019).
  44. Hara, A., et al. Meflin defines mesenchymal stem cells and/or their early progenitors with multilineage differentiation capacity. Genes to Cells. 26 (7), 495-512 (2021).
  45. Wang, H., et al. RNAscope for in situ detection of transcriptionally active human papillomavirus in head and neck squamous cell carcinoma. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (85), e51426 (2014).
  46. Lattouf, R., et al. Picrosirius red staining: a useful tool to appraise collagen networks in normal and pathological tissues. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 62 (10), 751-758 (2014).
  47. Lugli, A., et al. Recommendations for reporting tumor budding in colorectal cancer based on the International Tumor Budding Consensus Conference (ITBCC) 2016. Modern Pathology. 30 (9), 1299-1311 (2017).
  48. Sangisetty, S. L., Miner, T. J. Malignant ascites: A review of prognostic factors, pathophysiology and therapeutic measures. World Journal of Gastrointest Surgery. 4 (4), 87-95 (2012).
  49. Jung, B., Staudacher, J. J., Beauchamp, D. Transforming growth factor beta superfamily signaling in development of colorectal cancer. Gastroenterology. 152 (1), 36-52 (2017).
  50. Hapach, L. A., Mosier, J. A., Wang, W., Reinhart-King, C. A. Engineered models to parse apart the metastatic cascade. NPJ Precision Oncology. 3, 20 (2019).
  51. Jackstadt, R., et al. Epithelial NOTCH signaling rewires the tumor microenvironment of colorectal cancer to drive poor-prognosis subtypes and metastasis. Cancer Cell. 36 (3), 319-336 (2019).
  52. Lo, Y. -. H., Karlsson, K., Kuo, C. J. Applications of organoids for cancer biology and precision medicine. Nature Cancer. 1 (8), 761-773 (2020).
  53. van de Wetering, M., et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell. 161 (4), 933-945 (2015).
  54. Ben-David, U., et al. Genetic and transcriptional evolution alters cancer cell line drug response. Nature. 560 (7718), 325-330 (2018).
  55. Kattenhorn, L. M., et al. Adeno-associated virus gene therapy for liver disease. Human Gene Therapy. 27 (12), 947-961 (2016).

Tags

Keywords: Portal VeinColorectal CancerLiver MetastasisTumor StromaOrganoidsTumoroidsCASTumor MicroenvironmentMouse ModelSurgical ProcedureBuprenorphineAnesthesiaIncisionPeritoneum
check_url/it/62630?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Kobayashi, H., Gieniec, K. A., Ng, J. Q., Goyne, J., Lannagan, T. R. M., Thomas, E. M., Radford, G., Wang, T., Suzuki, N., Ichinose, M., Wright, J. A., Vrbanac, L., Burt, A. D., Takahashi, M., Enomoto, A., Worthley, D. L., Woods, S. L. Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma. J. Vis. Exp. (175), e62630, doi:10.3791/62630 (2021).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image