Summary
在合成免疫能力宿主中评估，基于癌症干细胞 （CSC） 的树突状细胞 （DC） 疫苗的抗肿瘤免疫力明显高于使用异质散装肿瘤细胞脉冲的传统 DC 疫苗。
Abstract
我们用ALDEFLUOR/ALDH作为标记，从穆林黑色素瘤D5合成物到C57BL/6小鼠和鳞状癌SCC7同基因到C3H小鼠，并利用细胞赖氨酸作为抗原来源来脉冲树突状细胞（DCs），确认了其免疫原性。与 DCs 脉冲与 ALDH高 CSC 裂解剂诱导明显更高的保护性抗肿瘤免疫力比 DCs 脉冲与未分类的整个肿瘤细胞裂解的裂解剂在两个模型和肺转移设置和 s .c。肿瘤生长设置，分别。这种现象是由于CSC疫苗引起的幽默以及细胞抗CSC反应。特别是，从接受CSC-DC疫苗的宿主分离出的脾脏细胞产生的IFNγ和GM-CSF量明显高于从接受未分类肿瘤细胞催化脉冲直流疫苗的宿主中分离的脾酸细胞。这些结果支持了开发一种基于 CSC 的自体治疗疫苗，用于辅助环境下临床使用的努力。
Introduction
癌症干细胞对常规化疗和放疗具有相对的抗药性。另一方面，这种细胞群可能是传统癌症疗法1-4后导致癌症复发和进展的细胞。由于在癌症干细胞上缺乏分化肿瘤抗原的表达，癌症干细胞可能逃避目前癌症治疗的免疫干预，这些干预主要针对分化肿瘤细胞上的抗原。因此，制定专门针对和摧毁癌症干细胞的新战略可能有望提高当前癌症治疗的疗效。为此，我们从两个动物肿瘤（黑色素瘤D5和鳞状细胞癌SCC7）中分离出富含癌症干细胞（CSC）的群体，并利用它们作为抗原源脉冲抗原呈现细胞（树突状细胞，DC），以准备CSC-TPDC疫苗。然后，我们分别对CSC-TPDC疫苗在合成免疫能力宿主、B6小鼠和C3H小鼠中诱导的抗肿瘤免疫进行了评估。CSC-TPDC 诱导的抗肿瘤功效与传统的 DC 疫苗与来自未分类的异质肿瘤细胞 （H-TPDC） 的裂解剂进行了比较，该疫苗以前已被我们组5，6以及临床前研究和临床试验中的其他研究人员 7 使用。
Protocol
1. 阿尔德弗卢尔染色
- 细胞样本制备：准备肿瘤细胞的单细胞悬浮，无论是从培养的肿瘤细胞或从新收获的肿瘤样本。数数细胞并调整细胞悬浮到ALDEFLUOR检测缓冲区中1 x10 6 细胞/毫升的浓度。
- 将四个 12 mm x 75 mm 聚苯乙烯试管标记为控制管，具体如下： #1： 未染色， #2： 阿尔德弗卢尔， #3： 阿尔德弗卢尔加 DEAB， 和#4： 7AAD.
- 对于这些控制管，将 1ml 细胞悬浮放入#1和#4，但将 2 毫升放入管#2。将 5μl DEAB （ALDH 抑制剂） 添加到管#3中，并保持冰上。然后将 10 μl 激活的ALDEFLUOR基板加入管#2，混合并立即将1毫升的混合物转移到管#3。
- 同时，在ALDEFLUOR测定缓冲区中，以1 x 106细胞/毫升的速度将每百万个细胞中激活的ALDEFLUOR基板添加到其他细胞（样本管）中。
- 在 37 °C 水浴中将 4 个控制管和样品管孵育 30 分钟。
- 孵化后，将 5μl 7AAD 添加到控制管#4中，并将 1 μl 7AAD 1 x 106 细胞添加到样品管中。在4°C孵育10分钟。
- 在250 x g下将所有管子离心5分钟，并去除超自然物。
- 在阿尔德弗卢尔分析缓冲区中恢复细胞。
- 执行基于流细胞测量的排序。
- 使用与DEAB视为负控制的ALDEFLUOR染色细胞和硫化物（PI）7AAD染色细胞设置分拣门，以进行生存控制。基于这些控制，建立了一个门来区分ALDEFLUOR®/ALDH高，D5和SCC7细胞。然后，这些门将用于对上面为ALDEFLUOR®/ALDH高 D5和SCC7细胞准备的所有样本细胞进行排序。
2. 癌症干细胞莱萨特-脉冲丹德里特细胞（CSC-TPDC）疫苗的制备
- 使用二氧化碳 2和分离股骨和头骨，对小鼠（分别合成B6和C3H）进行安乐死。
- 在室温下将骨头放入75%乙醇中1分钟。然后使用 HBSS 清洗骨头。
- 切掉骨头，用21G针和10毫升注射器将细胞推入菜中。
- 使用注射器吸气并吹击细胞，使单细胞悬架。
- 离心后在1，500转米5分钟，丢弃超自然。然后添加 5 毫升 RBC 裂解缓冲器，在 37 °C 水浴中溶解 RBC 1 分钟。
- 计算细胞数量，并将细胞悬浮量调整为100万个细胞/毫升的浓度，在全中等（CM）中含有10 ng/ml GM-CSF和10 ng/ml IL-4。
- 培养细胞，并在3天后补偿CM加IL-4和GM-CSF。
- 在第5天，收获不成熟的树突状细胞（DCs），并准备包含4.2毫升溶液C加1毫升OptiPrep密度梯度介质的直流隔离介质。
- 将细胞颗粒悬浮在 5 毫升 CM 中。将细胞悬浮缓慢添加到隔离介质上。离心机在室温下为 2，000 rpm。
- 收集CM和隔离介质之间的DC。计算细胞数量，并将细胞悬浮量调整为培养介质中浓度为 1000 万细胞/毫升，其中含有 10 ng/ml GM-CSF 和 10 ng/ml IL-4。
- 通过将ALDH高 或未分类的D5或SCC7细胞悬浮在培养介质中，并接受四次快速冻解暴露，然后以∼100 x g旋转5分钟来收集岩气的膜部分，从而准备肿瘤解冻。
- 为了准备 CSC-TPDC，脉冲 DCs 与自体 ALDH高细胞的解体。为了准备H-TPDC，脉冲DC与未分类的异质肿瘤细胞催化。直流与肿瘤细胞的对比是相同的。
3. 疫苗接种和有效性评估
- 分别用2，500个D5 CSC-TPDC或D5 H-TPDC肿瘤细胞皮下（s.c）给普通B6小鼠接种疫苗。分别 用 5000个SCC7 CSC-TPDC和SCC7 H-TPDC肿瘤细胞接种正常的C3H动物.c。
- 接种疫苗后，用异质D5肿瘤细胞（即20天后使用二氧化碳对小鼠实施安乐死）挑战B6小鼠。收获肺部并列举肺转移。
- 在SCC7模型中，挑战C3H小鼠与未分类的SCC7肿瘤细胞 .c 在DC疫苗的对面。监测肿瘤大小。
- 实验结束时，使用二氧化碳对B6和C3H小鼠实施安乐死。在第一次接种疫苗后的第34天，用二氧化碳对小鼠实施安乐死，同时通过无菌程序收集每组的脾脏。
- 激活脾 T 和/或 B 细胞与固定的反 CD3 加上抗 CD28 mAb 在 CM 包含 hrIL-2 或 LPS 加上防 CD40 （FGK45） mAb 阿西特。
- 激活后，收集超纳特并用于 ELISA 检测。
- 对于 ELISA 检测，涂层板与抗体为IFNγ，GM-CSF 和 IgG 在 4 °C O/N.
- 使用阻塞缓冲后，添加样品和标准，并在室温下孵化。
- 清洗板并添加HRP检测抗体和TMB基板进行孵化。
- 停止反应后 30 分钟内测量 ELISA 板读卡器上的吸收度，达到 450 nm。
Representative Results
ALDEFLUOR/ALDH已被用作分离多种恶性肿瘤中干细胞的单一标记。我们使用ALDEFLUOR作为标记，在两个肿瘤模型D5和SCC7中识别出癌症干细胞丰富的人群。我们在穆林黑色素黑色素瘤 B16-D5 和鳞状细胞癌 SCC7 中检测到 ALDEFLUOR® 细胞。我们发现，ALDEFLUOR®细胞在培养D5和SCC7肿瘤细胞系中分别贡献了约0.5%和5.2%（图1）。已对已建立肿瘤的新鲜收获的肿瘤细胞进行了分析，以确认ALDEFLUOR®细胞的存在。如图1所示，体内的ALDEFLUOR®细胞分别有2.5%和4.2%来自体内的D5和SCC7肿瘤。这些分类D5和SCC7 ALDEFLUOR®/ALDH高种群的肿瘤原性和自我更新能力分别在合成免疫能力宿主、C57BL/6和C3H小鼠中进行了评估。
我们在动物研究和临床试验中都使用异质未分类肿瘤细胞催化物来脉冲DC（H-TPDC）。为了检查CSC的免疫原性，我们分离出ALDH高 CSC和脉冲直流与CSC的脉冲直流产生CSC-TPDC（图2），并使用H-TPDC作为常规的癌症疫苗控制，以测试CSC-TPDC是否对预防肿瘤生长有任何有益作用。
我们通过检查CSC-TPDC诱导的保护性抗肿瘤免疫来评估CSC的免疫原性。在D5模型中，天真的免疫能力小鼠接种了CSC-TPDC或H-TPDC（在同一个lysate：直流比）.c。对照组收到盐水（PBS）。上次接种疫苗一周后，小鼠接受未分类的D5肿瘤细胞静脉注射（即静脉注射）的挑战，3周后采集肺部以列举肺转移。如表1所示，与PBS组相比，用H-TPDC治疗的小鼠的肺转移较少。重要的是，在两项实验中，用CSC-TPDC治疗的小鼠的肺转移比H-TPDC疫苗组少得多。在SCC7模型中，普通的C3H动物接种了疫苗.c SCC7 CSC-TPDC和H-TPDC分别在右侧，随后挑战未分类的SCC7肿瘤细胞.c到左侧。与PBS组相比，H-TPDC对肿瘤生长具有适度的抗肿瘤免疫力。然而，与对照组和H-TPDC组（p<0.05，图3）相比，用CSC-TPDC治疗的小鼠的肿瘤生长有显著的抑制作用。这些结果表明，CSC可以用作比传统未分类肿瘤细胞更有效的抗原源来加载DC，以诱导保护性免疫力免受肿瘤细胞的挑战。
为了进一步了解观测到的CSC诱导的保护性抗肿瘤免疫机制，我们在实验结束时从接受DC疫苗接种的动物身上采集了脾脏。然后，通过抗 CD3/CD28/IL-2 或反 CD3/CD28/IL-2 + LPS/抗 CD40 激活脾脏细胞。然后收集培养超纳特，以检测细胞因子和抗体的表达。 接种D5 CSC-TPDC或SCC7 CSC-TPDC（图4）的动物脾细胞产生的IFNγ和GM-CSF显著增加。此外，LPS/抗CD40活性脾细胞从接种D5 CSC-TPDC或SCC7 CSC-TPDC接种的动物身上采集的IgG产量显著（p<0.05）显著高于D5 H-TPDC或SCC7 H-TPDC。这些抗体分别与D5和SCC7 CSC结合，这种结合可能导致CSC裂解在补充8的情况下。
图1。 在培养以及新收获的新鲜穆林D5黑色素瘤和SCC7鳞状细胞肿瘤中检测到ALDHFLUOR®/ALDH高 种群。 用50 mmol/L DEAB（一种特定的ALDH抑制剂）治疗的肿瘤细胞被用作负控制。
单击此处查看更大的图像。
图2。 生成树突状细胞为基础的癌症干细胞疫苗。 在CSC-TPDC和H-TPDC的制备中，骨髓衍生的树突状细胞分别用ALDH高 或未分类的肿瘤细胞催化物脉冲。
单击此处查看更大的图像。
图3。 CSC赖苏酸盐脉冲直流（CSC-TPDC）疫苗可以诱导更有效的保护性抗肿瘤免疫在 s.c。 SCC7肿瘤模型。
单击此处查看更大的图像。
图4。 更有力的全身细胞反应在免疫能力主机接种CSC-TPDC疫苗。 从接受H-TPDC或CSC-TPDC疫苗接种的动物身上采集了圈卵细胞，并按指示激活。然后收集培养超纳特，使用ELISA进行细胞因子检测。
单击此处查看更大的图像。
Discussion
免疫功能不强的宿主，如SCID小鼠，由于宿主内部缺乏适应性免疫力，排除了对CSC的免疫学评估。在这项研究中，我们评估了CSC在免疫能力宿主中的免疫原性，它可以更密切地模仿患者设置。与未经选用的肿瘤细胞利萨酸盐脉冲DC相比，富含浓缩的CS是免疫性的，当其利萨特作为疫苗加载到DC中时，可以诱导更有效的肿瘤保护免疫力。 从机械学上讲，保护是通过选择性地诱导CSC反应抗体和T细胞8 以及生产1型细胞因子， 如 IFNγ和GM-CSF而给予的。
目前大多数免疫疗法，包括树突状细胞基疫苗和采用T细胞转移，都旨在针对肿瘤分化抗原。因此，可能无法表达这些分化抗原的CSC可能逃脱这些免疫靶向。相比之下，专门针对癌症干细胞的CSC疫苗可能会破坏癌细胞的特殊群体，从而通过防止肿瘤复发和转移来提高疫苗的疗效。
在培养的肿瘤细胞和新收获的肿瘤中，我们根据高醛脱氢酶活性，通过流动细胞学识别出CSC富集人群。这种ALDH高 细胞可以通过流分拣来分离，用作脉冲直流以产生CSC-TPDC的抗原源。 与从培养肿瘤细胞中分离出来的ALDH高 细胞 与从新收获的肿瘤中分离出来的比较表明，抗CSC免疫8的诱导期没有显著差异。这些结果表明，有可能使用从培养肿瘤细胞或从新收获的肿瘤中分离出来用于临床应用的CSC。
为了在临床上相关，疫苗需要在治疗环境中检查。这些实验正在我们的实验室进行。
Disclosures
STEMCELL 技术公司支持开放访问出版费。
Acknowledgments
这项工作得到了密歇根大学综合癌症中心的威尔和珍妮·考德威尔捐赠研究基金的支持，部分得到了NIH授予CA82529和吉尔森·朗根博基金会的支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ALDHEFLOUR KIT | Stemcell Technologies | 1700 | |
| Murine IL-4 | Pepro Tech | 214-14 | |
| Murine GM-CSF | Pepro Tech | 315-03 | |
| Mouse GM-CSF ELISA KIT | BD Biosciences | 555167 | |
| OptiPrep Density Gradient Medium | Sigma Aldrich | D1556 | |
| BD OptEIA TMB Substrated Reagent Set | BD Biosciences | 555214 | |
| Equipment | |||
| BD FACS Aria Cell Sorter | BD Biosciences | 336834 | |
| Kcjunior | Bio-Tek Instruments | 176058 |
References
- Shafee, N., Smith, C. R., et al. Cancer stem cells contribute to cisplatin resistance in Brca1/p53-mediated mouse mammary tumors. Cancer Res. 68, 3243-3250 (2008).
- Nandi, S., Ulasov, I. V., et al. Low-dose radiation enhances survivin-mediated virotherapy against malignant glioma stem cells. Cancer Res. 68, 5778-5784 (2008).
- Dallas, N. A., Xia, L., et al. Chemoresistant colorectal cancer cells, the cancer stem cell phenotype, and increased sensitivity to insulin-like growth factor-I receptor inhibition. Cancer Res. 69, 1951-1957 (2009).
- Yamauchi, K., Yang, M., et al. Induction of cancer metastasis by cyclophosphamide pretreatment of host mice: an opposite effect of chemotherapy. Cancer Res. 68, 516-520 (2008).
- Chang, A. E., Redman, B. G., et al. A phase I trial of tumor lysate-pulsed dendritic cells in the treatment of advanced cancer. Clin. Cancer Res. 8, 1021-1032 (2002).
- Ito, F., Li, Q., Shreiner, A. B., et al. Anti-CD137 monoclonal antibody administration augments the antitumor efficacy of dendritic cell-based vaccines. Cancer Res. 64, 8411-8419 (2004).
- Kirk, C. J., Hartigan-O'Connor, D., et al. T cell-dependent antitumor immunity mediated by secondary lymphoid tissue chemokine: augmentation of dendritic cell-based immunotherapy. Cancer Res. 61, 2062-2070 (2001).
- Ning, N., Pan, Q., et al. Cancer stem cell vaccination confers significant antitumor immunity. Cancer Res. 72, 1853-1864 (2012).
- Ginestier, C., Liu, S., et al. CXCR1 blockade selectively targets human breast cancer stem cells in vitro and in xenografts. J. Clin. Invest. 120, 485-497 (2010).
- Carpentino, J. E., Hynes, M. J., et al. Aldehyde dehydrogenase-expressing colon stem cells contribute to tumorigenesis in the transition from colitis to cancer. Cancer Res. 69, 8208-8215 (2009).
- Charafe-Jauffret, E., Ginestier, C., et al. Breast cancer cell lines contain functional cancer stem cells with metastatic capacity and a distinct molecular signature. Cancer Res. 69, 1302-1313 (2009).
