Summary

Улучшенная способ получения человеческой клетки на основе, Связаться Модель гематоэнцефалического барьера

Published: November 12, 2013
doi:

Summary

Создание человека моделей гематоэнцефалический барьер (BBB) ​​может принести пользу исследования в условиях мозга, связанных с отказом BBB. Опишем здесь улучшенную методику для подготовки модели BBB контакта, что позволяет сокультивировани человеческих астроцитов и эндотелиальных клетках головного мозга на противоположных сторонах пористой мембраны.

Abstract

Гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) включает непроницаемые но адаптируемые капилляры мозга, которые плотно контролируют окружающую среду мозга. Выход из строя BBB была подразумеваемых в этиологии многих патологий головного мозга, создавая потребность в развитии человека в пробирке моделей BBB для оказания помощи в клинически соответствующих исследований. Среди многочисленных моделей BBB до сих пор описанных, статический (без потока), обратитесь ВВВ модель, в которой астроциты и эндотелиальных клетках головного мозга (БЭК) будут совместно культивировали на противоположных сторонах пористой мембраны, возникла как упрощенной еще аутентичной системы для моделирования BBB с высокопроизводительного скрининга мощности. Тем не менее, поколение этой модели представляет несколько технических проблем. Здесь мы опишем протокол для приготовления контакт человека BBB модели с использованием новой комбинацией первичных человеческих БЭК и увековечены человека астроцитов. В частности, мы подробно инновационный метод посева клеток на перевернутых вставками, а также указать INSERт методы окраски и примером того, как мы используем нашу модель для BBB-исследований, связанных с.

Introduction

BBB является специализированным интерфейсом между периферического кровообращения и центральной нервной системы, что особенно важно, ответственного за поддержание мозга гемостаза. Она включает в себя различные мозговые микрососудистых эндотелиальных клетках (БЭК), которые функционально зависит от нескольких клеточных и бесклеточных компонентов (ниже) с образованием жесткой и динамический шлюз в мозг. В физиологических условиях BBB ограничивает прохождение клеток крови, плазмы и компонентов вредных веществ, все потенциально нейротоксические, в мозг. Параллельно с этим BBB выборочно обменивается ключевые ионы и питательные вещества (глюкоза и аминокислоты) и продуктов обмена веществ между мозгом и циркуляции точно поддерживать среду мозга 1,2. В последние годы становится очевидным, что выход из строя BBB происходит в различных хронических патологий головного мозга, таких как нейродегенеративные или воспалительных заболеваний (например, болезни Альцгеймера и Multiplе склероз, соответственно) 3, а также в острых заболеваний, как ишемический инсульт 4.

Уникальные свойства BBB эндотелиальных клетках головного мозга (БЭК) в значительной степени индуцируется их головного среды 5, и, в частности, астроциты 6,7. Существует понимание того, что другие сотовые типы, такие как перицитами 8, нейронов и микроглии 1,3, а также базальная мембрана 9, поддерживает БЭК и образуют вместе функциональный блок называется "нервно-сосудистого аппарата" (NVU), который одновременно пары нейронных метаболические требования к их поставщикам капилляров 10.

Участие BBB в патологических ситуациях лежит в основе многочисленных попытки развить в пробирке моделей BBB для оказания помощи в BBB-исследований, связанных с 11,12. Эти модели направлены, чтобы имитировать как можно ближе в естественных условиях BBB характеристик в соответствии с принципом НВУ. Экстракорпоральное </EM> модели BBB обычно полагаются на монослой плотно распределительных формирования БЭК (в основном из шкур крупного рогатого скота 13 человека 14, крысы 15, мыши 16 и свиных 17,18 происхождения), культивировали на пористую мембрану вместе со вспомогательными астроцитов (широко рассмотрены Deli и др.. 2005 11).

Астроциты могут быть выращены в бесконтактных условий в нижней части культуре ткани также, отделенной от БЭК (культивируемых на верхней поверхности мембраны) по культуральную среду еще общении с БЭК с помощью растворимых факторов 16. В более продвинутых моделей, которые лучше напоминают анатомическое строение ГЭБ в естественных условиях, астроциты ведутся в условиях контакта и культивируют непосредственно на противоположной стороне мембраны в непосредственной близости от БЭК 13,15,17 (рис. 1). Такая конфигурация позволяет физический контакт между БЭК и астроцитов, устанавливается, когда астроциты проектих процессы через пористую мембрану. Важно отметить, что для настоящего контакта, чтобы произойти поры должны быть ≥ 1 мкм в диаметре, так как астроцитарных конечные ноги не могут пройти через меньших размеров пор (т.е. 0,4 мкм) 14,15. Примечательно, что контакт BBB системы демонстрируются в некоторых исследованиях, превосходит их бесконтактных коллегами в отношении их транс-эндотелиальной электрического сопротивления (Тир) и эндотелиальных значений проницаемости различных индикаторов 13,17,18. Дополнительный аспект медиапотока недавно был добавлен в ряде моделей в пробирке BBB применить усилия сдвига к эндотелию к более тесному моделирования сосудистой мозговой 12,19.

Одним из технических препятствие преодолеть при создании модели контакт ВВВ является посев астроцитов против силы тяжести на abluminal поверхности пористой мембраны. Предыдущие протоколы 13,20, где астроциты были просто посеянные в капле СМИ на вершине инпреобразуется вставка, разрешается раз только короткая посева (т.е. 10 мин 13 или 2 часа 20), которые были найдены в наших руках, чтобы быть недостаточно для надлежащего прикрепления клеток. Используя этот базовый метод, период больше привязанность астроцитов требуется постоянный мониторинг вставок по частого открывания инкубатора (причинение колебания температуры, рН и влажности), а также склонны к неравномерному посева клеток вследствие утечки СМИ через поры, особенно если используются поры, размер которых превышает 1 мкм.

Здесь мы описываем общий протокол для подготовки модели контакт BBB. Наша процедура включает альтернативный способ посева клеток на перевернутых вставками, в которой рассматриваются вышеупомянутые ограничения. Способ позволяет спокойно прилипание астроцитов на abluminal поверхности мембраны, в равновесном инкубаторе в течение длительного периода времени. В результате равномерный посев астроцитов достигается который повышает качество барьернойи минимизирует базальные изменения проницаемости между вставками.

Поскольку использование человеческих клеток имеет важное значение для исследования человеческой релевантных 21, мы дополнительно продемонстрировать в этой статье с ростом удельной загрузки новой комбинации первичных человеческих БЭК и увековечил человека астроциты для создания контакта человека BBB модели с высокопроизводительного скрининга мощности . С просмотра клеток на пористых мембран может быть трудно, мы также методы окраски детали, которые могут помочь в определении слияния и морфологии клеток на пористых мембран. Наконец, мы примером того, как наша человеческая модель BBB могут быть использованы для изучения влияния тканевого типа активатора плазминогена (ТАП) – сгусток перебора фермент, который служит в качестве единственного варианта лечения острого ишемического инсульта – на BBB.

Protocol

1. Культура клеток (3-7 дней до BBB Ассамблеи) 1.1. Первичные элементы Человеческий мозг Микрососудистой эндотелия (БЭК) БЭК были коммерчески получены. Клетки были произведены диспаза диссоциации нормальной человеческой коры головного мозга ткани и при условии, …

Representative Results

Для того чтобы установить человека, контакт ВВВ модель мы должны были культивировать SVGs и БЭК на пористых мембран с размером пор 3 мкм, как показано, чтобы разрешить прохождение астроцитов конечных ног для контакта с эндотелиальных клеток 14,15,27,28. Схематическое представление полн?…

Discussion

Медицинские исследования в патологии мозга страдает много поступательное трудности. В области острого ишемического инсульта, например, многие препараты, которые показали большие перспективы в моделях на животных не удалось в клинике 38,39. Причины этих разочаровывающих результа?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование финансировалось за счет грантов, присужденных RLM от Национального здравоохранения и медицинских исследований Совета Австралии (грант № 606658).

Materials

Attachment Factor Cell-Systems Corporation 4Z0-210
Brain microvascular endothelial cells (BECs), primary, human Cell-Systems Corporation ACBRI 376
Complete medium Cell-Systems Corporation 4Z0-500 Supplemented with CSC JetFuel
Complete serum-free medium Cell-Systems Corporation SF-4Z0-500 Supplemented with CSC RocketFue
DMEM/F-12 with 15 mM HEPES Life Technologies 11330-032
Endothelial cells growth supplement (from bovine origin) Sigma-Aldrich E2759-15MG
External silicone tubing Watson-Marlow 913.A080.016 Pumpsil brand, 8 mm internal diameter, 1.6 mm wall
Foetal calf serum Lonza 14-501F
Gentamycin sulfate Life Technologies 15750-060
Heparin sodium Pfizer 1,000 U/ml
Hexamethyldisilazane (HMDS) Sigma-Aldrich H4875
Human brain microvascular endothelial cells Cell-Systems Corporation ACBRI 376
Internal silicone tubing Watson-Marlow 913.A032.016 Pumpsil brand, 3.2 mm internal diameter, 1.6 mm wall
L-Glutamine Life Technologies 25030
Mayer’s hematoxylin solution Amber Scientific MH
Minimum essential medium with Earle’s balanced salt solution HyClone Laboratories SH30244.01
Penicillin/Streptomycin Life Technologies 15140
Rat collagen I Trevigen 3440-100-01 Cultrex brand
Tissue culture inserts Corning Life Sciences 3472 Transwell brand, 6.5 mm in diameter, with polyester porous membrane, 3 µm pore-size

References

  1. Hawkins, B. T., Davis, T. P. The blood-brain barrier/neurovascular unit in health and disease. Pharmacol. Rev. 57, 173-185 (2005).
  2. Abbott, N. J., Patabendige, A. A., Dolman, D. E., Yusof, S. R., Begley, D. J. Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiol. Dis. 37, 13-25 (2010).
  3. Zlokovic, B. V. The blood-brain barrier in health and chronic neurodegenerative disorders. Neuron. 57, 178-201 (2008).
  4. Vivien, D., Gauberti, M., Montagne, A., Defer, G., Touze, E. Impact of tissue plasminogen activator on the neurovascular unit: from clinical data to experimental evidence. J. Cereb. Blood Flow Metab. 31, 2119-2134 (2011).
  5. Stewart, P. A., Wiley, M. J. Developing nervous tissue induces formation of blood-brain barrier characteristics in invading endothelial cells: a study using quail–chick transplantation chimeras. Dev. Biol. 84, 183-192 (1981).
  6. Janzer, R. C., Raff, M. C. Astrocytes induce blood-brain barrier properties in endothelial cells. Nature. 325, 253-257 (1987).
  7. Abbott, N. J., Ronnback, L., Hansson, E. Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier. Nat. Rev. Neurosci. 7, 41-53 (2006).
  8. Dalkara, T., Gursoy-Ozdemir, Y., Yemisci, M. Brain microvascular pericytes in health and disease. Acta Neuropathol. 122, 1-9 (2011).
  9. Engelhardt, B., Sorokin, L. The blood-brain and the blood-cerebrospinal fluid barriers: function and dysfunction. Semin. Immunopathol. 31, 497-511 (2009).
  10. Girouard, H., Iadecola, C. Neurovascular coupling in the normal brain and in hypertension, stroke, and Alzheimer disease. J. Appl. Physiol. 100, 328-335 (2006).
  11. Deli, M. A., Abraham, C. S., Kataoka, Y., Niwa, M. Permeability studies on in vitro blood-brain barrier models: physiology, pathology, and pharmacology. Cell. Mol. Neurobiol. 25, 59-127 (2005).
  12. Booth, R., Kim, H. Characterization of a microfluidic in vitro model of the blood-brain barrier (muBBB). Lab Chip. 12, 1784-1792 (2012).
  13. Gaillard, P. J., et al. Establishment and functional characterization of an in vitro model of the blood-brain barrier, comprising a co-culture of brain capillary endothelial cells and astrocytes. Eur. Pharm. Sci. 12, 215-222 (2001).
  14. Hurwitz, A. A., Berman, J. W., Rashbaum, W. K., Lyman, W. D. Human fetal astrocytes induce the expression of blood-brain barrier specific proteins by autologous endothelial cells. Brain Res. 625, 238-243 (1993).
  15. Demeuse, P., et al. Compartmentalized coculture of rat brain endothelial cells and astrocytes: a syngenic model to study the blood-brain barrier. J. Neurosci. Methods. 121, 21-31 (2002).
  16. Coisne, C., et al. Mouse syngenic in vitro blood-brain barrier model: a new tool to examine inflammatory events in cerebral endothelium. Lab. Invest. 85, 734-746 (2005).
  17. Cohen-Kashi Malina, K., Cooper, I., Teichberg, V. I. Closing the gap between the in vivo and in vitro blood-brain barrier tightness. Brain Res. 1284, 12-21 (2009).
  18. Kroll, S., et al. Control of the blood-brain barrier by glucocorticoids and the cells of the neurovascular unit. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1165, 228-239 (2009).
  19. Cucullo, L., et al. Immortalized human brain endothelial cells and flow-based vascular modeling: a marriage of convenience for rational neurovascular studies. J. Cereb. Blood Flow Metab. 28, 312-328 (2008).
  20. Li, G., et al. Permeability of endothelial and astrocyte cocultures: in vitro blood-brain barrier models for drug delivery studies. Ann. Biomed. Eng. 38, 2499-2511 (2010).
  21. Antonic, A., Sena, E., Donnan, G., Howells, D. Human In Vitro Models of Ischaemic Stroke: a Test Bed for Translation. Transl. Stroke Res. 3, 306-309 (2012).
  22. Major, E. O., et al. Establishment of a line of human fetal glial cells that supports JC virus multiplication. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 82, 1257-1261 (1985).
  23. Eugenin, E. A., Berman, J. W. Chemokine-dependent mechanisms of leukocyte trafficking across a model of the blood-brain barrier. Methods. 29, 351-361 (2003).
  24. Dehouck, M. P., et al. Drug transfer across the blood-brain barrier: correlation between in vitro and in vivo models. J. Neurochem. 58, 1790-1797 (1992).
  25. Perriere, N., et al. Puromycin-based purification of rat brain capillary endothelial cell cultures. Effect on the expression of blood-brain barrier-specific properties. J. Neurochem. 93, 279-289 (2005).
  26. Niego, B., Samson, A. L., Petersen, K. U., Medcalf, R. L. Thrombin-induced activation of astrocytes in mixed rat hippocampal cultures is inhibited by soluble thrombomodulin. Brain Res. 1381, 38-51 (2011).
  27. Ma, S. H., Lepak, L. A., Hussain, R. J., Shain, W., Shuler, M. L. An endothelial and astrocyte co-culture model of the blood-brain barrier utilizing an ultra-thin, nanofabricated silicon nitride membrane. Lab Chip. 5, 74-85 (2005).
  28. Niego, B., Freeman, R., Puschmann, T. B., Turnley, A. M., Medcalf, R. L. t-PA-specific modulation of a human BBB model involves plasmin-mediated activation of the Rho-kinase pathway in astrocytes. Blood. , (2012).
  29. Deli, M. A., Abraham, C. S., Niwa, M., Falus, A. N,N-diethyl-2-[4-(phenylmethyl)phenoxy]ethanamine increases the permeability of primary mouse cerebral endothelial cell monolayers. Inflamm. Res. 52, 39-40 (2003).
  30. Su, E. J., et al. Activation of PDGF-CC by tissue plasminogen activator impairs blood-brain barrier integrity during ischemic stroke. Nat. Med. 14, 731-737 (2008).
  31. Yepes, M., et al. Tissue-type plasminogen activator induces opening of the blood-brain barrier via the LDL receptor-related protein. J. Clin. Invest. 112, 1533-1540 (2003).
  32. Abu Fanne, R., et al. Blood-brain barrier permeability and tPA-mediated neurotoxicity. Neuropharmacology. 58, 972-980 (1016).
  33. Wang, X., et al. Lipoprotein receptor-mediated induction of matrix metalloproteinase by tissue plasminogen activator. Nat. Med. 9, 1313-1317 (2003).
  34. Wang, X., et al. Mechanisms of hemorrhagic transformation after tissue plasminogen activator reperfusion therapy for ischemic stroke. Stroke. 35, 2726-2730 (2004).
  35. Donnan, G. A., et al. How to make better use of thrombolytic therapy in acute ischemic stroke. Nat. Rev. Neurol. 7, 400-409 (2011).
  36. Acheampong, P., Ford, G. A. Pharmacokinetics of alteplase in the treatment of ischaemic stroke. Expert Opin. Drug Metab. Toxicol. 8, 271-281 (2012).
  37. Derex, L., Nighoghossian, N. Intracerebral haemorrhage after thrombolysis for acute ischaemic stroke: an update. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 79, 1093-1099 (2008).
  38. Garber, K. Stroke treatment–light at the end of the tunnel. Nat. Biotechnol. 25, 838-840 (2007).
  39. Liebeskind, D. S. Reversing Stroke in the 2010s. Stroke. 40, 3156-3158 (2009).
  40. Weksler, B. B., et al. Blood-brain barrier-specific properties of a human adult brain endothelial cell line. FASEB J. 19, 1872-1874 (2005).
  41. Song, L., Pachter, J. S. Culture of murine brain microvascular endothelial cells that maintain expression and cytoskeletal association of tight junction-associated proteins. In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 39 (2003), 313-320 (2003).
  42. Steiner, O., Coisne, C., Engelhardt, B., Lyck, R. Comparison of immortalized bEnd5 and primary mouse brain microvascular endothelial cells as in vitro blood-brain barrier models for the study of T cell extravasation. J. Cereb. Blood Flow Metab. 31, 315-327 (2011).
check_url/kr/50934?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Niego, B., Medcalf, R. L. Improved Method for the Preparation of a Human Cell-based, Contact Model of the Blood-Brain Barrier. J. Vis. Exp. (81), e50934, doi:10.3791/50934 (2013).

View Video