Summary

Dissektion af<em> Xenopus laevis</em> Neural Crest<em> In vitro</em> Eksplantat kultur eller<em> In vivo</em> Transplantation

Published: March 04, 2014
doi:

Summary

Denne protokol beskriver, hvordan man dissekere premigratory kraniel neuralkam (NC) fra Xenopus laevis neurulas. Disse eksplantater kan udpladet på fibronectin og dyrket in vitro, eller podes tilbage i værten embryoner. Denne teknik gør det muligt at studere de mekanismer NC epitel-til-mesenchyme overgang, migration og differentiering.

Abstract

De neurale våbenskjold (NC) er en forbigående dorsal neuralrøret cellepopulation, som gennemgår et epithel-til-mesenchyme overgang (EMT) i slutningen af ​​neurulation, vandrer udstrakt i retning af forskellige organer, og skelner i mange typer af derivater (neuroner, glia, brusk og knogler, pigmenterede og endokrine celler). I denne protokol, beskriver vi, hvordan at dissekere premigratory kranie NC fra Xenopus laevis embryoner, for at studere NC udvikling in vivo og in vitro. Frøen model giver mange fordele til at studere tidlige udvikling, rigelige portioner er tilgængelige, embryoner udvikler sig hurtigt, in vivo gevinst og tab af funktion strategier giver manipulation af genekspression før NC dissektion i donor-og / eller værten embryoner. NC eksplantaterne kan være belagt på fibronektin og anvendes til in vitro-undersøgelser. De kan dyrkes i adskillige dage i et serum-frit defineret medium. Vi beskriver også hvordan man pode NC eksplanteret tilbagei host embryoner til at studere NC migration og differentiering in vivo.

Introduction

De neurale våbenskjold (NC) er en forbigående embryonale celle befolkning, der kommer fra neuralrøret i slutningen af ​​neurulation i hvirveldyr embryoner. Signal-og genetiske begivenheder, der styrer NC specifikation starte så tidligt som gastrulation. NC er angivet på grænsen mellem det neurale og ikke-neurale ectoderm af signaler fra de omkringliggende dorsale væv. Ved udgangen af ​​neurulation NC celler gennemgår en epitel-til-mesenchyme overgang (EMT), og i vidt omfang migrere i embryoet efter stereotype ruter ved at svare på omgivende vejledende signaler. Når de har nået deres endelige bestemmelsessted, de differentierer til en bred vifte af derivater fx neuroner, glia, knogler, brusk og pigmenterede celler 1-5. På grund af deres bidrag til mange celletyper og væv fra fostre, fejl på ethvert trin af NC-celler udvikling, fra induktion til den endelige differentiering, kan forårsage medfødte syndromer navngivne neurocristopathies 6. Experimental manipulation af udviklingen NC på forskellige stadier – Specifikation, EMT, migration og differentiering – vil forbedre vores forståelse af neurocristopathies og tillade design af potentielle terapeutiske strategier.

Xenopus laevis embryo er en model af valg for at studere NC udvikling. Et stort antal embryoner er nemme at få, og ekstern befrugtning giver adgang til de allerførste skridt i udviklingen. Mange værktøjer er tilgængelige for eksperimentelt manipulere X. laevis fosterudviklingen. Gene gain-of-funktion og knockdown er nemme at udføre ved mikroinjektion individuelle celler af tidlig blastulas. Embryonale væv kan skæres til in vitro reassociation 7-11 eller back-podning assays 12,13.

I denne protokol, beskriver vi, hvordan at dissekere ud premigratory kranie NC i X. laevis sene neurulas forud for migration. Disse eksplantater kan dyrkes på fibronectin-Coated plader at studere migration og differentiering i kontrolleret in vitro eksperimentelle betingelser. NC explanter kan også blive podet ind i normale eller manipulerede værten embryoner til at studere deres migrering og differentiering in vivo.

Protocol

Eksperimenter overholder nationale og europæiske bestemmelser om beskyttelse af dyr, der anvendes til videnskabelige formål, og med internationalt vedtagne principper om erstatning, begrænsning og forfinelse. 1.. Fremstilling af fibronectincoatede Dishes 14 Afpipetteres 500 ml 10 mg / ml kultur klasse fibronectin fortyndet i 1x phosphatpufret saltvand (PBS) i et standard plast petriskålen (Ø 40 x 11 mm). Der inkuberes ved 37 ° C i 1 time. Bemærk: Hvis du bruger g…

Representative Results

Når belagt på fibronektin, de neurale crest eksplantaterne vedhæfte hurtigt (15-30 min) og eksplantatet spreder flad inden 2 timer (Figur 1A). Efter 3-6 timers celler begynder at sprede. Ved 24 timer ved 15 ° C, har mange celler er begyndt at vandre væk fra eksplantatet (Fig. 1B og 1C). Æggeblomme gør cellerne meget lyse under fasekontrast (figur 1B). Cell fremspring (filopodes og lamellipodes) er tydeligt synlige efter phalloidin farvning af akt…

Discussion

Denne protokol beskriver en nem teknik eksplanteres premigratory kraniel NC i X. laevis embryoner. De embryoner, der anvendes til sådanne forsøg skal være robust og helbrede godt. Kassér parti af usunde embryoner. Desuden vokser embryoner ved forskellige temperaturer (fra 12 til 18-20 ° C), med henblik på at udskære neuralkam på 17. etape og ikke senere. Efter trin 17 kan neuralkam blandes med cephalic mesoderm og kan ikke fjernes helt. Xenopus væv heler hurtigt og miste deres adhæsion til an…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne takker Adeline Dolly for billeder af explant på fibronektin, Eric Theveneau for nyttige diskussioner og Animal Facility fra Institut Curie. CM er en post.doc i Region Ile de France (Domaine d'Interet Majeur Stem Pole), Université Paris Sud (Attache Temporaire d'Enseignement et de Recherche), og Agence Nationale de la Recherche. Dette arbejde blev finansieret af Université Paris Sud (Attractivite 2011), Centre National de la Recherche Scientifique (aktion thématique et Incitative sur-programmet), Association pour la Recherche contre le Cancer Grant SFI20101201882, Ligue contre le Cancer, og Agence Nationale de la Recherche (Agence Nationale de la Recherche Programme Blanc).

Materials

Fibronectin from bovine plasma Sigma F4759-1MG
Bovine Serum Albumine. Fraction V Euromedex 04-100-811-C Lower quality grade may  be suitable for this application
Stainless Steel Insect Pins. Size 000 FST 26001
Dumont #5 forceps 0.05 mm x 0.02 mm FST 11252-20

References

  1. Sauka-Spengler, T., Bronner-Fraser, M. A gene regulatory network orchestrates neural crest formation. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 9 (7), 557-568 (2008).
  2. Theveneau, E., Mayor, R. Neural crest delamination and migration: from epithelium-to-mesenchyme transition to collective cell migration. Dev. Biol. 366 (1), 34-54 (2012).
  3. Stuhlmiller, T. J., García-Castro, M. I. Current perspectives of the signaling pathways directing neural crest induction. Cell. Mol. Life Sci. 69 (22), 3715-3737 (2012).
  4. Milet, C., Monsoro-Burq, A. H. Neural crest induction at the neural plate border in vertebrates. Dev. Biol. 366 (1), 22-33 (2012).
  5. Pegoraro, C., Monsoro-Burq, A. H. Signaling and transcriptional regulation in neural crest specification and migration: lessons from Xenopus embryos. Dev. Biol. 2 (2), 247-259 (2013).
  6. Etchevers, H. C., Amiel, J., Lyonnet, S. Molecular Bases of Human Neurocristopathies. Neural Crest Induct. Different. 589, 213-234 (2005).
  7. Nieuwkoop, P. D., et al. Activation and organization of the central nervous system in amphibians. Part II. Differentiation and organization. J. Exp. Zool. 120 (1), 33-81 (1952).
  8. Nieuwkoop, P. D., et al. Activation and organization of the central nervous system in amphibians Part I. Induction and activation. J. Exp. Zool. 120 (1), 1-31 (1952).
  9. Sharpe, C. R., Fritz, A., De Robertis, E. M., Gurdon, J. B. A homeobox-containing marker of posterior neural differentiation shows the importance of predetermination in neural induction. Cell. 50 (5), 749-758 (1987).
  10. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. . Early development of Xenopus laevis: a laboratory manual. , (2000).
  11. Monsoro-Burq, A. -. H., Fletcher, R. B., Harland, R. M. Neural crest induction by paraxial mesoderm in Xenopus embryos requires FGF signals. Development. 130 (14), 3111-3124 (2003).
  12. Milet, C., Maczkowiak, F., Roche, D. D., Monsoro-Burq, A. H. Pax3 and Zic1 drive induction and differentiation of multipotent, migratory, and functional neural crest in Xenopus embryos. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110 (14), 5528-5533 (2013).
  13. Sadaghiani, B., Thiébaud, C. H. Neural crest development in the Xenopus laevis embryo, studied by interspecific transplantation and scanning electron microscopy. Dev. Biol. 124 (1), 91-110 (1987).
  14. Theveneau, E., et al. Collective chemotaxis requires contact-dependent cell polarity. Dev. Cell. 19 (1), 39-53 (2010).
  15. Slack, J. M., Forman, D. An interaction between dorsal and ventral regions of the marginal zone in early amphibian embryos. J. Embryol. Exp. Morphol. 56, 283-299 (1980).
  16. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Embryo dissection and micromanipulation tools. CSH Protoc. , (2007).
  17. Nieuwkoop, P. D., Faber, J. Normal table of Xenopus laevis (Daudin): a systematical and chronological survey of the development from the fertilized egg till the end of metamorphosis. , (1994).
  18. Theveneau, E., Mayor, R. Beads on the run: beads as alternative tools for chemotaxis assays. Methods Mol. Biol. 769, 449-460 (2011).
  19. Bronner, M. E., LeDouarin, N. M. Development and evolution of the neural crest: An overview. Dev. Biol. 366 (1), 2-9 (2012).
  20. Alfandari, D., Cousin, H., Gaultier, A., Hoffstrom, B. G., DeSimone, D. W. Integrin α5β1 supports the migration of Xenopus cranial neural crest on fibronectin. Dev. Biol. 260 (2), 449-464 (2003).
  21. Fort, P., et al. Activity of the RhoU/Wrch1 GTPase is critical for cranial neural crest cell migration. Dev. Biol. 350 (2), 451-463 (2011).
  22. Matthews, H. K., et al. Directional migration of neural crest cells in vivo is regulated by Syndecan-4/Rac1 and non-canonical Wnt signaling/RhoA. Development. 135 (10), 1771-1780 (2008).
  23. Kashef, J., Köhler, A., Kuriyama, S., Alfandari, D., Mayor, R., Wedlich, D. Cadherin-11 regulates protrusive activity in Xenopus cranial neural crest cells upstream of Trio and the small GTPases. Genes Dev. 23 (12), 1393-1398 (2009).
  24. Hwang, Y. -. S., Luo, T., Xu, Y., Sargent, T. D. Myosin-X is required for cranial neural crest cell migration in Xenopus laevis. Dev. Dyn. 238 (10), 2522-2529 (2009).
  25. Lee, G., et al. Modelling pathogenesis and treatment of familial dysautonomia using patient-specific iPSCs. Nature. 461 (7262), 402-406 (2009).
  26. Mica, Y., Lee, G., Chambers, S. M., Tomishima, M. J., Studer, L. Modeling Neural Crest Induction, Melanocyte Specification, and Disease-Related Pigmentation Defects in hESCs and Patient-Specific iPSCs.. Cell Reports. 3 (4), 1140-1152 (2013).
  27. Shnitsar, I., Borchers, A. PTK7 recruits dsh to regulate neural crest migration. Development. 135 (24), 4015-4024 (2008).
  28. Matthews, H. K., et al. Directional migration of neural crest cells in vivo is regulated by Syndecan-4/Rac1 and non-canonical Wnt signaling/RhoA. Development. 135 (10), 1771-1780 (2008).
  29. Matthews, H. K., Broders-Bondon, F., Thiery, J. P., Mayor, R. Wnt11r is required for cranial neural crest migration. Dev. Dyn. 237 (11), 3404-3409 (2008).
  30. Carmona-Fontaine, C., et al. Contact inhibition of locomotion in vivo controls neural crest directional migration. Nature. 456 (7224), 957-961 (2008).
  31. Guiral, E. C., Faas, L., Pownall, M. E. Neural crest migration requires the activity of the extracellular sulphatases XtSulf1 and XtSulf2. Dev. Biol. 341 (2), 375-388 (2010).
  32. Cousin, H., Abbruzzese, G., Kerdavid, E., Gaultier, A., Alfandari, D. Translocation of the Cytoplasmic Domain of ADAM13 to the Nucleus Is Essential for Calpain8-a Expression and Cranial Neural Crest Cell Migration. Dev. Cell. 20 (2), 256-263 (2011).
  33. Borchers, A., David, R., Wedlich, D. Xenopus cadherin-11 restrains cranial neural crest migration and influences neural crest specification. Development. 128 (16), 3049-3060 (2001).
  34. Borchers, A., Epperlein, H. -. H., Wedlich, D. An assay system to study migratory behavior of cranial neural crest cells in Xenopus. Dev. Genes Evol. 210 (4), 217-222 (2000).
  35. Kerney, R., Gross, J. B., Hanken, J. Runx2 is essential for larval hyobranchial cartilage formation in Xenopus laevis. Dev. Dyn. 236 (6), 1650-1662 (2007).
  36. Yan, C. Y. I., Skourides, P., Chang, C., Samba Brivanlou, A. a Xenopus hnRNP expressed in neural and neural crest tissues. Dev. Dyn. 238 (1), 204-209 (2009).
  37. Acloque, H., Adams, M. S., Fishwick, K., Bronner-Fraser, M., Nieto, M. A. Epithelial-mesenchymal transitions: the importance of changing cell state in development and disease. J. Clin. Invest. 119 (6), 1438-1449 (2009).
check_url/51118?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Milet, C., Monsoro-Burq, A. H. Dissection of Xenopus laevis Neural Crest for in vitro Explant Culture or in vivo Transplantation. J. Vis. Exp. (85), e51118, doi:10.3791/51118 (2014).

View Video