Summary

有丝分裂中的不同发育阶段小鼠胚胎皮层实时成像

Published: June 04, 2014
doi:

Summary

神经祖细胞有丝分裂是神经发生的一个关键参数。很多我们的神经祖有丝分裂的理解是基于固定的组织分析。在胚胎大脑切片实时成像是一种通用的技术,以评估有丝分裂与在受控环境中高时空分辨率。

Abstract

虽然时间短,有丝分裂是一个复杂和动态的多步骤过程,基本为器官,包括脑的发育。在发展中大脑皮层,神经祖细胞的有丝分裂异常可引起脑容量和功能的缺陷。因此,有迫切需要的工具来理解的神经祖有丝分裂的机制。在啮齿类动物皮质发育是研究这一过程的杰出典范。神经祖细胞有丝分裂通常在检查固定脑切片。该协议将详细描述用于在有丝分裂体外胚胎脑片实时成像的方法。我们将描述的关键步骤,此步骤,其中包括:脑提取,嵌入脑,脑切片vibratome切片,染色和切片的培养,和时间推移成像。然后,我们将演示并详细说明如何执行有丝分裂的收购后分析。我们有代表性的结果神父嗡使用活体染料Syto11,转基因小鼠(组蛋白H2B-EGFP和中心蛋白-EGFP),并在子宫内的电穿孔(的mCherry-α-微管蛋白),此测定法。我们将讨论如何此程序可以最优化,以及它如何可以修改为有丝分裂的基因调控的研究。有丝分裂中的脑切片的实时成像是一种灵活的方法,以评估年龄,解剖,和遗传扰动在一个受控制的环境的影响,并产生大量的具有高时间和空间分辨率的数据。因此,该协议将补充为神经前体有丝分裂分析现有的工具。

Introduction

本协议的总体目标是描述如何在胚胎大脑切片进行神经祖细胞有丝分裂的实时成像。用文化的脑片实时成像,该协议提供了一种简单的方法来测定在一个环境非常相似, 在体内环境的神经祖细胞有丝分裂的多个方面。它可以应用到已经被操纵以在子宫内电穿孔)1-5突变的动物和/或大脑的大脑。该技术也适合用于测试药剂对神经前体“有丝分裂的作用,通过简单地增加一个代理到培养基中。总而言之,本文将做一个技术上的挑战协议访问到那些学习神经。

在神经发生,不同的神经祖细胞群进行精确分割,产生神经元,最终有助于成年人的六个皮质层大脑皮层6-8。早在皮质发育,神经前体池扩大为神经上皮(NE)细胞分裂对称地自我更新。东北细胞,然后转换成放射状胶质细胞(RGC的)。最初,视网膜神经节细胞对称分裂产生两个新的视网膜神经节细胞,但大部分神经发生过程中,视网膜神经节细胞的主要分工模式是不对称的。在不对称分裂,1 RGC产生了一个新的RGC以及一个有丝分裂后的神经元,或更专门的祖细胞(无论是短期的神经前体(SNP),外放射状胶质(ORG),或一个中间祖(INP) 2,3,7,9。综合邻舍计划,单核苷酸多态性,以及ORGS然后可以在该子心室,左心室产生的神经元,和皮层的基底区域,分别,因此,祖细胞的细胞分裂是产生的神经元的基本处理新皮层。

许多研究指出,视网膜神经节细胞的有丝分裂的具体特征和子细胞的命运之间的相关性。海达尔和Takahashi 等。已经表明,研资局有丝分裂期和细胞周期的长度增加为神经收益,这一发现回荡在后续研究10-13。大量的研究表明,有丝分裂纺锤体相对于心室取向影响神经发生和corticogenesis的各方面,包括在大脑中,生成的类型的神经元和后代的位置分别3,10,14-16。无论是解理面取向直接影响着细胞的命运是有争议的,但结论仍然是,这种有丝分裂参数影响神经发生。进一步强调了有丝分裂的重要性是观察,涉及有丝分裂的机制的许多基因是至关重要的神经发生和进行适当的大脑发育17-20。

有丝分裂是一个动态的过程,但迄今最为详细的研究神经祖有丝分裂利用的固定的组织切片或神经祖细胞成像通过体外细胞培养分析。因此,主流的方法来评价有丝分裂只提供这一过程的快照,并不能揭示细胞如何表现在组织。神经祖细胞有丝分裂实时成像日益成为了解神经祖细胞功能的重要工具。有关示例,请参阅这些引用4,8,10,21-25。几个突出的协议已经出版的准备和脑切片26,27的成像。然而迄今为止,全面协议用于成像和有丝分裂的分析还没有被描述,也不在视频演示。

这种技术提供了一些显著优势的脑切片固定的分析。脑切片的时间推移分析使之能够以一种灵活的方式来分析显著更多的数据点产生。首先,数据被聚集在单个时间点在数分钟或数小时的过程。我们可以分析各个时间点(创建一个静态蒙太奇)或可以结合不同的时间点成电影。其次,切片共焦成像能够产生数据在脑片不同的Z部分。其结果是,各个部分可以被分析。或者,堆叠各个部分可以被组合成一个最大强度投影。第三,分析是在一个组织的背景下完成的,揭示细胞如何分裂相对于邻近的细胞和结构。第四,它是非常适合的,显示有丝分裂缺陷的一些证据突变体的分析。总之这个协议将有助于澄清,以帮助调查谁愿意开展神经祖有丝分裂实时成像在自己的实验室关键步骤。

Protocol

1,制备媒体(图1,步骤1) 片培养基 25毫升切片培养基足以制备5玻璃底培养皿中,每孔2片。 在50ml锥形管中,加入250微升的100×N2溶液及500微升的50倍溶液B27无维生素A的DMEM/F12添加到22.5毫升的体积。 过滤灭菌的溶液,随后加入1.25热灭活的马血清中的溶液和1.25ml胎牛血清。 孵育在水浴溶液在37℃下进行切片的制备的持续时间。 添加生长因子(FGF和EGF,10终?…

Representative Results

这个实验的成功,多有丝分裂细胞中的一个实时成像会议期间的观察很大程度上取决于双方的诚信和地点进行采集,切片解剖层次。如下面讨论的,切片的解剖水平是一个重要因素。 图3A示rostro-尾和中间-侧部,其中我们最成功的位置。对于这个问题的更多讨论,请参阅Noctor 26。切片的完整性可在该切片的不同区域而变化。这可以先于时间推移(使用整个切片的成像与步骤7.6?…

Discussion

我们已经描述了协议的主要优点是,它提供了神经祖细胞的有丝分裂的动态时间分辨率。通常情况下,检测到有丝分裂可视化在脑发育所使用的固定的组织切片进行免疫。但这种方法只提供了有丝分裂的快照在一个时间点。

有几个步骤是在大脑切片成像有丝分裂最关键的:1)脑片应保持附着在琼脂糖,转让和安装过程中保留的脑切片的完整性。 2)产生和切片成像,rostro-尾?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

作者感谢NINDS /美国国立卫生研究院,R00-NS064197和NINDS /美国国立卫生研究院,R01NS083897(既DLS)的资金。

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
100X N2 Life technologies 17502048 for culture medium
50X B27 without vitamin A Life technologies 12587010 for culture medium
DMEM/F12 Life technologies 11320033 for culture medium
Heat-inactivated horse serum Sigma Aldrich H1138-500ml for culture medium
Heat-inactivated calf serum Sigma Aldrich F4135-500ML for culture medium
FGF R&D Sytems 3139-FB-025 for culture medium
EGF for culture medium
10X HBSS Life technologies 14065-056 for the dissection of the embryos
Hepes Free Acid Sigma Aldrich  H4034 dilute to 1M (pH7.4)
2.5M D-Glucose Sigma Aldrich G8769 for the dissection of the embryos
0.9M NaHC03 Life technologies 25080-094 for the dissection of the embryos
low-melting agarose Fisher  BP165-25 for generating slices
Loctite 404 glue Loctite 404 46551 keep at 4˚C
syto11 Life technologies S7573 Make 5µl aliquots
3 mg/ml collagen type I  Life technologies A1048301 for culturing slices
glass bottom dish MatTek P35G-1.5-14-C for culturing slices
petri dishes for dissection of the embryos
digital thermometer to measure the temperature of the agarose
spatula to transfer brains
paintbrush alternative to transfer brains
vibratome Leica VT1000s for generating slices
dissecting microscope dissecting out embryos
imaging microscope A confocal microscope is required, it needs to be equipped with an incubation chamber

References

  1. Gal, J. S., et al. Molecular and morphological heterogeneity of neural precursors in the mouse neocortical proliferative zones. J Neurosci. 26, 1045-1056 (2006).
  2. Stancik, E. K., Navarro-Quiroga, I., Sellke, R., Haydar, T. F. Heterogeneity in ventricular zone neural precursors contributes to neuronal fate diversity in the postnatal neocortex. Journal of Neuroscience. 30, 7028-7036 (2010).
  3. Konno, D., et al. Neuroepithelial progenitors undergo LGN-dependent planar divisions to maintain self-renewability during mammalian neurogenesis. Nat Cell Biol. 10, 93-101 (2008).
  4. LoTurco, J. J., Manent, J. -. B., Sidiqi, F. New and improved tools for in utero electroporation studies of developing cerebral cortex. Cereb Cortex. 19 Suppl 1, (2009).
  5. Shimogori, T., Ogawa, M. Gene application with in utero electroporation in mouse embryonic brain. Dev Growth Differ. 50, 499-506 (2008).
  6. Lui, J. H., Hansen, D. V., Kriegstein, A. R. Development and evolution of the human neocortex. Cell. 146, 18-36 (2011).
  7. Englund, C., et al. and Tbr1 are expressed sequentially by radial glia, intermediate progenitor cells, and postmitotic neurons in developing neocortex. Journal of Neuroscience. 25, 247-251 (2005).
  8. Noctor, S. C., Flint, A. C., Weissman, T. A., Dammerman, R. S., Kriegstein, A. R. Neurons derived from radial glial cells establish radial units in neocortex. Nature. 409, 714-720 (2001).
  9. Wang, X., Tsai, J. -. W., Lamonica, B., Kriegstein, A. R. A new subtype of progenitor cell in the mouse embryonic neocortex. Nat Neurosci. 14, 555-561 (2011).
  10. Haydar, T. F., Ang, E., Rakic, P. Mitotic spindle rotation and mode of cell division in the developing telencephalon. Proc Natl Acad Sci USA. 100, 2890-2895 (2003).
  11. Takahashi, T., Nowakowski, R. S., Caviness, V. S. The cell cycle of the pseudostratified ventricular epithelium of the embryonic murine cerebral wall. J Neurosci. 15, 6046-6057 (1995).
  12. Pilaz, L. -. J., et al. Forced G1-phase reduction alters mode of division, neuron number, and laminar phenotype in the cerebral cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 21924-21929 (2009).
  13. Calegari, F., Huttner, W. B. An inhibition of cyclin-dependent kinases that lengthens, but does not arrest, neuroepithelial cell cycle induces premature neurogenesis. J Cell Sci. 116, 4947-4955 (2003).
  14. LaMonica, B. E., Lui, J. H., Hansen, D. V., Kriegstein, A. R. Mitotic spindle orientation predicts outer radial glial cell generation in human neocortex. Nature Communications. 4, 1665 (2013).
  15. Postiglione, M. P., et al. Mouse Inscuteable Induces Apical-Basal Spindle Orientation to Facilitate Intermediate Progenitor Generation in the Developing Neocortex. Neuron. 72, 269-284 (2011).
  16. Silver, D. L., et al. The exon junction complex component Magoh controls brain size by regulating neural stem cell division. Nat Neurosci. 13, 551-558 (2010).
  17. Pulvers, J. N., et al. Mutations in mouse Aspm (abnormal spindle-like microcephaly associated) cause not only microcephaly but also major defects in the germline. Proc Natl Acad Sci USA. , 107-16595 (2010).
  18. Feng, Y., Walsh, C. A. Mitotic spindle regulation by Nde1 controls cerebral cortical size. Neuron. 44, 279-293 (2004).
  19. Megraw, T. L., Sharkey, J. T., Nowakowski, R. S. Cdk5rap2 exposes the centrosomal root of microcephaly syndromes. Trends Cell Biol. 21, 1-11 (2011).
  20. Bond, J., et al. A centrosomal mechanism involving CDK5RAP2 and CENPJ controls brain size. Nat Genet. 37, 353-355 (2005).
  21. Shu, T., et al. Doublecortin-like kinase controls neurogenesis by regulating mitotic spindles and M phase progression. Neuron. 49, 25-39 (2006).
  22. Nelson, B. R., Hodge, R. D., Bedogni, F., Hevner, R. F. Dynamic Interactions between Intermediate Neurogenic Progenitors and Radial Glia in Embryonic Mouse Neocortex: Potential Role in Dll1-Notch Signaling. Journal of Neuroscience. 33, 9122-9139 (2013).
  23. Hu, D. J. -. K., et al. Dynein recruitment to nuclear pores activates apical nuclear migration and mitotic entry in brain progenitor cells. Cell. 154, 1300-1313 (2013).
  24. Noctor, S. C., Martínez-Cerdeño, V., Ivic, L., Kriegstein, A. R. Cortical neurons arise in symmetric and asymmetric division zones and migrate through specific phases. Nature Publishing Group. 7, 136-144 (2004).
  25. Tyler, W. A., Haydar, T. F. Multiplex Genetic Fate Mapping Reveals a Novel Route of Neocortical Neurogenesis, Which Is Altered in the Ts65Dn Mouse Model of Down Syndrome. Journal of Neuroscience. 33, 5106-5119 (2013).
  26. Noctor, S. C. Time-Lapse Imaging of Fluorescently Labeled Live Cells in the Embryonic Mammalian Forebrain. CSH Protoc. , (2011).
  27. Elias, L., Kriegstein, A. R. Organotypic slice culture of E18 rat brains. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2007).
  28. Shitamukai, A., Konno, D., Matsuzaki, F. Oblique radial glial divisions in the developing mouse neocortex induce self-renewing progenitors outside the germinal zone that resemble primate outer subventricular zone progenitors. Journal of Neuroscience. 31, 3683-3695 (2011).
  29. Hadjantonakis, A. -. K., Papaioannou, V. E. Dynamic in vivo imaging and cell tracking using a histone fluorescent protein fusion in mice. BMC Biotechnol. 4, 33 (2004).
  30. Higginbotham, H., Bielas, S., Tanaka, T., Gleeson, J. G. Transgenic mouse line with green-fluorescent protein-labeled Centrin 2 allows visualization of the centrosome in living cells. Transgenic Res. 13, 155-164 (2004).
  31. Walantus, W., Castaneda, D., Elias, L., Kriegstein, A. R. In utero intraventricular injection and electroporation of E15 mouse embryos. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2007).
  32. Saito, T., Nakatsuji, N. Efficient gene transfer into the embryonic mouse brain using in vivo electroporation. Dev Biol. 240, 237-246 (2001).
  33. Yang, Y. -. T., Wang, C. -. L., Van Aelst, L. DOCK7 interacts with TACC3 to regulate interkinetic nuclear migration and cortical neurogenesis. Nat Neurosci. 15, (2012).
  34. Siegenthaler, J. A., et al. Retinoic Acid from the meninges regulates cortical neuron generation. Cell. 139, 597-609 (2009).
  35. Schenk, J., Wilsch-Bräuninger, M., Calegari, F., Huttner, W. B. Myosin II is required for interkinetic nuclear migration of neural progenitors. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 16487-16492 (2009).
check_url/kr/51298?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Pilaz, L., Silver, D. L. Live Imaging of Mitosis in the Developing Mouse Embryonic Cortex. J. Vis. Exp. (88), e51298, doi:10.3791/51298 (2014).

View Video