JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
의학

השתלת של שוואן תאים בתוך תעלות PVDF-TrFE לגשר עכברוש Transected גדמי חוט השדרה כדי לקדם התחדשות האקסון על פני הפער

Published: November 03, 2017
doi:
10.3791/56077
, , ,
1The Miami Project to Cure Paralysis,University of Miami Miller School of Medicine, 2Department of Materials Science and Engineering,New Jersey Institute of Technology, 3Department of Biomedical Engineering,New Jersey Institute of Technology, 4Department of Cell Biology,University of Miami Miller School of Medicine, 5Department of Neurological Surgery,University of Miami Miller School of Medicine

Summary

מאמר זה מתאר שיטה להוספת צינור חלול בין גדמי חוט השדרה לאחר חיתוך מלא מילוי עם תאי שוואן (SCs), קרום המרתף להזרקה מטריקס על מנת לגשר, לקדם התחדשות האקסון על פני הפער.

Abstract

בין מודלים שונים עבור פגיעה בחוט השדרה אצל חולדות, המודל החבורה משמש לעתים קרובות ביותר כי הוא הסוג הנפוץ ביותר של פגיעה בחוט השדרה האנושית. המודל המלא חיתוך, אמנם לא כמו קלינית הרלוונטיים כמודל החבורה, היא השיטה ואינטלקטואלית כדי להעריך את האקסון התחדשות. במודל החבורה, קשה להבחין מחדש של אקסונים נבט או והבחירה הנכונה מצילה בשל נוכחותם של הנותרים רקמות שלאחר הפציעה. במודל חיתוך מלאה, שיטת הגישור יש צורך למלא את הפער וליצור המשכיות של rostral גדמי סימטרית על מנת להעריך את האפקטיביות של הטיפולים. ניתוח גישור אמין חיוני כדי לבדוק את התוצאה אמצעים על-ידי הפחתת מידת ההשתנות בשל שיטת. הפרוטוקולים המתוארים כאן משמשים להכנת שוואן תאים (SCs), תעלות לפני ההשתלה, חיתוך מלאה של חוט השדרה החזי רמה 8 (T8), הכנס את הצינור ולאחר השתלת SCs לתוך הצינור. גישה זו משתמשת גם בחיי עיר ג’לי של מטריקס קרום המרתף בזריקות עם השתלת SC המאפשר צמיחה האקסון משופרת על פני הממשקים rostral וסימטרית עם רקמת המארח.

Introduction

תיקון פגיעה בחוט השדרה הוא בעיה מורכבים ומאתגרים שיחייבו טיפול קומבינטורית אסטרטגיה מעורבים, לדוגמה, השימוש של תאים biomaterial לפרנס microenvironment חיובית ותפקוד התאים המושתלים האקסון התחדשות באתר של פציעה. Hemisection1,2,3,4,5,6,7,8,9 , חיתוך מלא10 ,11,12,13,14,15,16,17,18,19 ,20,21,22 מודלים משמשים לעתים קרובות כדי להעריך את ההשפעות של biomaterial מבוססי טיפולים גישור. היתרון של שימוש דגם hemisection הוא כי הוא מספק יציבות יותר הבונה גישור לעומת חיתוך מלאה. עם זאת, hemisection דגמים, קשה להוכיח התחדשות האקסון כפועל של השיטה הטיפולית יישומית בשל נוכחותם של רקמות והבחירה הנכונה מצילה. המודל חיתוך מלאה היא השיטה ואינטלקטואלית כדי להדגים האקסון התחדשות.

חומרים טבעיים וסינתטיים שונים נחקרו לשימוש ג’ל להזרקה, ג’ל הקבועים מראש להציב החבורה או מודלים hemisection, או כצינור תקשורת מובנית לתוך hemisection או להשלים חיתוך מודלים (מפורט את הדעת23 , 24 , 25). בחיי עיר ג’לי של תערובת להזרקה מטריקס/SC יוצר ממשק יותר מתירני בין ההשתלה את כבל מארח האקסון המעבר26,27 לעומת מטריקס וג’ל מראש/SC שתלים 5 , 18 , 19 , 28. בחיי עיר ג’לי מותר המטריקס כדי ליצור מתאר סביב הממשקים המארח לא סדיר בעוד צינור קשיח ומובנים יותר או פחות moldable ג’ל הקבועים מראש לא יכול. צינור מובנים לעיתים קרובות מספק הדרכה קשר ויציבות השתל לעומת מטריקס להזרקה. הפרוטוקולים המובאת כאן לתאר את הליך כירורגי מנצל של מטריקס להזרקה קרום המרתף (למשל, matrigel, ראה הטבלה של חומרים, המכונה כמו מטריקס להזרקה כאן) והן צינור מובנים הערכת האקסון התחדשות במודל פגיעה בחוט השדרה ואינטלקטואלית.

Electrospun פולי-vinylidenedifluoride-trifluoroethylene (PVDF-TrFE) מיושר תעלות חלול סיביים משמשים בגישתנו ניסיוני. PVDF-TrFE הוא פולימר פיזואלקטריים יוצר מטען ארעי כאשר מכנית מעוות ולא הוכח לקדם התחדשות האקסון והסיומת neurite הן במבחנה29,30 , ויוו בתוך 31. Electrospinning היא שיטה נפוצה לגרדום פבריקציה נוספת שיכול לייצר במהירות אמין פיגומים סיביים באמצעות מגוון של פולימרים עם מאפיינים לשליטה כגון יישור סיבים, סיבים בקוטר עובי לגרדום עבור 33,32,עצבית ויישומים אחרים34.

מחקרים רבים של עכברוש SCs מושתלים לתוך חוט השדרה פגיעה באתרים הראו הטיפול היעילות5,9,18,19,20,21 ,26. השתלות אלה הן neuroprotective בשביל לרקמות שמסביב לפצע, לצמצם את גודל חלל הנגע, לקדם התחדשות האקסון לתוך הנגע/השתלת האתר ואת myelination של האקסונים מחדש. יכול להיות מושתלים autologously SCs אנושי, יתרון לעומת שאר עצביות הקשורות תאים24. לאחר ביופסיה במערכת העצבים ההיקפית, SCs יכול להיות מבודדת וטיהרו ו ותתנהל כדי הסכום הרצוי עבור השתלת לתוך בני אדם. עצמיים השתלת SC לחולים חוט השדרה נפגע הוכח כדי להיות בטוחים איראן35,36,37,38,39,סין40, ו ארצות הברית41,42. SCs ידועים להפריש מספר גורמים neurotrophic של מטריצה חוץ-תאית חלבונים חשובים לצמיחה האקסון וכדי לשחק תפקיד חיוני האקסון התחדשות לאחר פגיעה במערכת העצבים ההיקפית. מטרתנו כאן היא לתאר את שיטות אשר יכולים לחקור conduit עיצובים כדי לשפר את התוצאה של השתלת SC במודל חיתוך בחוט השדרה עכברוש שלם.

Protocol

חולדות פישר למבוגרים נקבות (180-200 גרם משקל) שוכנות על פי הנחיות משרד החקלאות ו- NIH. המוסדיים חיה אכפת שימוש הוועדה (IACUC) של אוניברסיטת מיאמי אישר כל ההליכים בבעלי חיים- 1. הכנה לפני השתלת הכנה Conduit- לחתוך לצינור 5 מ”מ אורך באמצעות סכין #10 תחת מיקרוסקופ ויבתר. …

Representative Results

מטרת השימוש בטכניקה כירורגית זו היא להעריך את השימוש של צינור מובנית ו מטריצה להזרקה בדימונה SC פונקציה לאחר השתלת לתוך שידרה transected הושלמה. שלושה שבועות לאחר ההשתלה, החיות הן perfused עם 4% paraformaldehyde, העמודות השדרה בגסות גזור, תיקנו את לשבועיים זהה עבור עוד 24 שעות ביממה. חוט השדר…

Discussion

השלב הקריטי ביותר ביצירת מודל חיתוך יעיל קטיעת חוט השדרה ב חתכים אחד או שניים. פער 2-2.5 מ מ בין ליער rostral, סימטרית השדרה צריך להיות נוכח באתר חיתוך. הסיבות ככל הנראה שלושה פער לא מופיע הן שורשים הגחוני הגבי / / (1) שלא הוסרו כראוי, (2) דורא הגחון לא הוסר כראוי, ו/או היה (3) בעל החיים אינו ממוקם כראוי ע?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ברצוננו להודות את וקטור ויראלי ואת חיה ליבות בפרויקט מיאמי תרופה לשיתוק בהפקת הטיפול בבעלי חיים lenti-GFP-וירוס ומספקת, בהתאמה, היסטולוגיה ואת ליבות הדמיה לשימוש של cryostat, מיקרוסקופ קונפוקלי, והוא מיקרוסקופ פלואורסצנטי עם החוקר סטריאו. מימון סופק על ידי NINDS (09923), משרד ההגנה (W81XWH-14-1-0482) ואת ה-NSF (DMR-1006510). מ ב בונחה הוא כריסטין E לין נכבדים פרופסור של מדעי המוח.

Materials

Cryogenic vials ThermoFisher Scientific 5000-0020
10 cm Petri dish VWR 25382-428
Dulbecco's modified Eagle's medium: nutrient mixture F-12 ThermoFisher Scientific 11039-021 "DMEM/F12" in protocol.
Penicillin-streptomycin ThermoFisher Scientific 15140-122 "Pen/Strep" in protcol.
Fetal bovine serum Hyclone SH300-70-03 "FBS" in protocol.
Pituitary extract Biomedical Technologies BT-215
Forskolin Sigma-Aldrich F6886
Heregulin R&D Systems 396-HB/CF
Poly L-lysine Sigma-Aldrich P2636 "PLL" in protocol.
Dulbecco's modified Eagle's medium ThermoFisher Scientific 11965-092 "DMEM" in protocol.
Hank's balanced salt solution ThermoFisher Scientific 14170-112 "HBSS" in protocol.
Tryspin-EDTA ThermoFisher Scientific 15400-054
Female Fischer rat (160-180g) Envigo
Vannas scissor, straight FST 15018-10
Ketamine Vedco Inc 5098976106 100 mg/ml
Xylazine Lloyd Inc AnaSed 20 mg/ml
Gentamycin APP Pharmaceuticals NDC 63323-010-02 Can be any brand of choice.
Micro Spatula FST 10089-11 Can be any brand of choice.
Curved scissors with blunt end FST 14017-18 Can be any brand of choice.
Blunt forceps FST 11006-12 Can be any brand of choice.
rongeur FST 16121-14 Can be any brand of choice.
Angled spring scissors FST 15006-09 Can be any brand of choice.
Absorption triangles FST 18105-03 Can be any brand of choice.
Gelfoam Henry Schein 9083300 "Compressed foam" in protocol.
#10 blades Sklar 06-3010 Can be any brand of choice.
Matrigel Corning 354234 "Injectable matrix" in protocol.
Chicken anti-green fluorescent protein antibody Millipore AB16901
Mouse RT97 hybridoma antibody DSHB RT97
Rabbit anti-neurofilament antibody Encor Biotechnology, Inc PRCA-NF-H
Polyclonal Rabbit anti-Glial Fibrillary Acidic Protein antibody Dako Z033401
Alexa Fluor 488 goat anti-chicken IgG (H+L) ThermoFisher Scientific A-11039
Alexa Fluor 546 goat anti-rabbit IgG (H+L) ThermoFisher Scientific A-11035
Alexa Fluor 647 goat anti-rabbit IgG (H+L) ThermoFisher Scientific A-21244
Alexa Fluor 647 goat anti-mouse IgG (H+L) ThermoFisher Scientific A-21236
Confocal Microscopy Nikon clsi
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. King, V. R., Alovskaya, A., Wei, D. Y., Brown, R. A., Priestley, J. V. The use of injectable forms of fibrin and fibronectin to support axonal ingrowth after spinal cord injury. Biomaterials. 31 (15), 4447-4456 (2010).
  2. Liu, T., Houle, J. D., Xu, J., Chan, B. P., Chew, S. Y. Nanofibrous collagen nerve conduits for spinal cord repair. Tissue Eng Part A. 18 (9-10), 1057-1066 (2012).
  3. Novikova, L. N., Pettersson, J., Brohlin, M., Wiberg, M., Novikov, L. N. Biodegradable poly-beta-hydroxybutyrate scaffold seeded with Schwann cells to promote spinal cord repair. Biomaterials. 29 (9), 1198-1206 (2008).
  4. Bamber, N. I., Li, H., Aebischer, P., Xu, X. M. Fetal spinal cord tissue in mini-guidance channels promotes longitudinal axonal growth after grafting into hemisected adult rat spinal cords. Neural Plast. 6 (4), 103-121 (1999).
  5. Xu, X. M., Zhang, S. X., Li, H., Aebischer, P., Bunge, M. B. Regrowth of axons into the distal spinal cord through a Schwann-cell-seeded mini-channel implanted into hemisected adult rat spinal cord. Eur J Neurosci. 11 (5), 1723-1740 (1999).
  6. Bamber, N. I., et al. Neurotrophins BDNF and NT-3 promote axonal re-entry into the distal host spinal cord through Schwann cell-seeded mini-channels. European Journal of Neuroscience. 13 (2), 257-268 (2001).
  7. Iannotti, C., et al. Glial cell line-derived neurotrophic factor-enriched bridging transplants promote propriospinal axonal regeneration and enhance myelination after spinal cord injury. Exp Neurol. 183 (2), 379-393 (2003).
  8. Deng, L. X., et al. GDNF modifies reactive astrogliosis allowing robust axonal regeneration through Schwann cell-seeded guidance channels after spinal cord injury. Exp Neurol. 229 (2), 238-250 (2011).
  9. Deng, L. X., et al. A Novel Growth-Promoting Pathway Formed by GDNF-Overexpressing Schwann Cells Promotes Propriospinal Axonal Regeneration, Synapse Formation, and Partial Recovery of Function after Spinal Cord Injury. J Neurosci. 33 (13), 5655-5667 (2013).
  10. Chen, X., et al. Bone marrow stromal cells-loaded chitosan conduits promote repair of complete transection injury in rat spinal cord. J Mater Sci Mater Med. 22 (10), 2347-2356 (2011).
  11. Hurtado, A., et al. Robust CNS regeneration after complete spinal cord transection using aligned poly-L-lactic acid microfibers. Biomaterials. 32 (26), 6068-6079 (2011).
  12. Cheng, H., Huang, Y. C., Chang, P. T., Huang, Y. Y. Laminin-incorporated nerve conduits made by plasma treatment for repairing spinal cord injury. Biochem Biophys Res Commun. 357 (4), 938-944 (2007).
  13. Fan, J., et al. Neural regrowth induced by PLGA nerve conduits and neurotrophin-3 in rats with complete spinal cord transection. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 97 (2), 271-277 (2011).
  14. Lietz, M., et al. Physical and biological performance of a novel block copolymer nerve guide. Biotechnol Bioeng. 93 (1), 99-109 (2006).
  15. Novikova, L. N., Novikov, L. N., Kellerth, J. O. Biopolymers and biodegradable smart implants for tissue regeneration after spinal cord injury. Curr Opin Neurol. 16 (6), 711-715 (2003).
  16. Tang, S., et al. The effects of controlled release of neurotrophin-3 from PCLA Scaffolds on the survival and neuronal differentiation of transplanted neural stem cells in a rat spinal cord injury model. PLoS One. 9 (9), e107517 (2014).
  17. Yao, L., et al. Improved axonal regeneration of transected spinal cord mediated by multichannel collagen conduits functionalized with neurotrophin-3 gene. Gene Ther. , (2013).
  18. Xu, X. M., Guénard, V., Kleitman, N., Bunge, M. B. Axonal regeneration into Schwann cell-seeded guidance channels grafted into transected adult rat spinal cord. J Comp Neurol. 351 (1), 145-160 (1995).
  19. Xu, X. M., Chen, A., Guenard, V., Kleitman, N., Bunge, M. B. Bridging Schwann cell transplants promote axonal regeneration from both the rostral and caudal stumps of transected adult rat spinal cord. J Neurocytol. 26 (1), 1-16 (1997).
  20. Takami, T., et al. Schwann cell but not olfactory ensheathing glia transplants improve hindlimb locomotor performance in the moderately contused adult rat thoracic spinal cord. J Neurosci. 22 (15), 6670-6681 (2002).
  21. Bunge, M. B., Wood, P. M. . Handbook of Clinical Neurology. 109, 523-540 (2012).
  22. Fortun, J., Hill, C. E., Bunge, M. B. Combinatorial strategies with Schwann cell transplantation to improve repair of the injured spinal cord. Neurosci Lett. 456 (3), 124-132 (2009).
  23. Haggerty, A. E., Oudega, M. Biomaterials for spinal cord repair. Neurosci Bull. , (2013).
  24. Nomura, H., Tator, C. H., Shoichet, M. S. Bioengineered strategies for spinal cord repair. J Neurotrauma. 23 (3-4), 496-507 (2006).
  25. Straley, K. S., Foo, C. W. P., Heilshorn, S. C. Biomaterial Design Strategies for the Treatment of Spinal Cord Injuries. J Neurotrauma. 27 (1), 1-19 (2010).
  26. Williams, R. R., Henao, M., Pearse, D. D., Bunge, M. B. Permissive Schwann cell graft/spinal cord interfaces for axon regeneration. Cell Transplant. 24 (1), 115-131 (2015).
  27. Williams, R. R., Pearse, D. D., Tresco, P. A., Bunge, M. B. The assessment of adeno-associated vectors as potential intrinsic treatments for brainstem axon regeneration. J Gene Med. 14 (1), 20-34 (2012).
  28. Xu, X. M., Guenard, V., Kleitman, N., Aebischer, P., Bunge, M. B. A combination of BDNF and NT-3 promotes supraspinal axonal regeneration into Schwann cell grafts in adult rat thoracic spinal cord. Exp Neurol. 134 (2), 261-272 (1995).
  29. Lee, Y. S., Arinzeh, T. L. The influence of piezoelectric scaffolds on neural differentiation of human neural stem/progenitor cells. Tissue Eng Part A. 18 (19-20), 2063-2072 (2012).
  30. Lee, Y. S., Collins, G., Arinzeh, T. L. Neurite extension of primary neurons on electrospun piezoelectric scaffolds. Acta Biomater. 7 (11), 3877-3886 (2011).
  31. Lee, Y. S., Wu, S., Arinzeh, T. L., Bunge, M. B. Enhanced noradrenergic axon regeneration into schwann cell-filled PVDF-TrFE conduits after complete spinal cord transection. Biotechnol Bioeng. 114 (2), 444-456 (2017).
  32. Haider, A., Haider, S., Kang, I. -. K. A comprehensive review summarizing the effect of electrospinning parameters and potential applications of nanofibers in biomedical and biotechnology. Arab J Chem. , (2015).
  33. Hassiba, A. J., et al. Review of recent research on biomedical applications of electrospun polymer nanofibers for improved wound healing. Nanomedicine (Lond). 11 (6), 715-737 (2016).
  34. Lee, Y. -. S., Livingston Arinzeh, T. Electrospun Nanofibrous Materials for Neural Tissue Engineering. Polymers. 3 (1), 413-426 (2011).
  35. Oraee-Yazdani, S., et al. Co-transplantation of autologous bone marrow mesenchymal stem cells and Schwann cells through cerebral spinal fluid for the treatment of patients with chronic spinal cord injury: safety and possible outcome. Spinal Cord. 54 (2), 102-109 (2016).
  36. Saberi, H., et al. Safety of intramedullary Schwann cell transplantation for postrehabilitation spinal cord injuries: 2-year follow-up of 33 cases. J Neurosurg Spine. 15 (5), 515-525 (2011).
  37. Saberi, H., et al. Treatment of chronic thoracic spinal cord injury patients with autologous Schwann cell transplantation: an interim report on safety considerations and possible outcomes. Neurosci Lett. 443 (1), 46-50 (2008).
  38. Yazdani, S. O., et al. A comparison between neurally induced bone marrow derived mesenchymal stem cells and olfactory ensheathing glial cells to repair spinal cord injuries in rat. Tissue Cell. 44 (4), 205-213 (2012).
  39. Zhou, X. H., et al. Transplantation of autologous activated Schwann cells in the treatment of spinal cord injury: six cases, more than five years of follow-up. Cell Transplant. 21, S39-S47 (2012).
  40. Chen, L., et al. A prospective randomized double-blind clinical trial using a combination of olfactory ensheathing cells and Schwann cells for the treatment of chronic complete spinal cord injuries. Cell Transplant. 23, S35-S44 (2014).
  41. Guest, J., Santamaria, A. J., Benavides, F. D. Clinical translation of autologous Schwann cell transplantation for the treatment of spinal cord injury. Curr Opin Organ Transplant. 18 (6), 682-689 (2013).
  42. Bunge, M. B., Monje, P. V., Khan, A., Wood, P. M. . Progress in Brain Research. , (2017).
  43. Meijs, M. F., et al. Basic fibroblast growth factor promotes neuronal survival but not behavioral recovery in the transected and Schwann cell implanted rat thoracic spinal cord. J Neurotrauma. 21 (10), 1415-1430 (2004).
  44. Blits, B., et al. Lentiviral vector-mediated transduction of neural progenitor cells before implantation into injured spinal cord and brain to detect their migration, deliver neurotrophic factors and repair tissue. Restor Neurol Neurosci. 23 (5-6), 313-324 (2005).
  45. Follenzi, A., Naldini, L. HIV-based vectors. Preparation and use. Methods Mol Med. 69, 259-274 (2002).
  46. Fouad, K., et al. Combining Schwann cell bridges and olfactory-ensheathing glia grafts with chondroitinase promotes locomotor recovery after complete transection of the spinal cord. J Neurosci. 25 (2), 1169-1178 (2005).
  47. Bates, M. L., Puzis, R., Bunge, M. B., Lane, E. L., Dunnett, S. B. . Animal Models of Movement Disorders: Volume II. , 381-399 (2011).

Tags

Schwann CellsPVDF-TrFE ConduitsSpinal Cord TransectionAxon RegenerationLaminectomyRat ModelSurgical Procedure
check_url/kr/56077?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Lee, Y., Wu, S., Arinzeh, T. L., Bunge, M. B. Transplantation of Schwann Cells Inside PVDF-TrFE Conduits to Bridge Transected Rat Spinal Cord Stumps to Promote Axon Regeneration Across the Gap. J. Vis. Exp. (129), e56077, doi:10.3791/56077 (2017).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image