JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
생화학

Verifiserer strukturen og dynamikken i Nucleosomes med Atomic Force mikroskopi Imaging

Published: January 31, 2019
doi:
10.3791/58820
, , ,
1Department of Pharmaceutical Sciences,University of Nebraska Medical Center

Summary

Her presenterer vi en protokoll for å karakterisere nucleosome partikler på enkelt-molekylet nivå bruker statisk og time-lapse atomic force mikroskopi (AFM) imaging teknikker. Overflate functionalization metoden beskrevet tillater for fangst av strukturen og dynamikken i nucleosomes i høy oppløsning på nanoskala.

Abstract

Chromatin, som er en lang kjede av nucleosome underenheter, er et dynamisk system som gjør at for slike kritiske prosesser som utryddelse og transkripsjon ta sted i eukaryote celler. Dynamikken i nucleosomes gir tilgang til DNA ved replikering og transkripsjon machineries og bidrar kritisk til molekylære mekanismer underliggende chromatin funksjoner. Single-molekylet studier som atomic force mikroskopi (AFM) imaging har bidratt betydelig til vår nåværende forståelse av rollen som nucleosome strukturen og dynamikken. Gjeldende protokollen beskriver trinnene slik at høyoppløselig AFM Bildeteknikker å studere strukturelle og dynamiske egenskapene til nucleosomes. Protokollen er illustrert av AFM data innhentet for centromere nucleosomes der H3 histone er erstattet med sin motpart centromere protein (CENP-A). Protokollen starter med montering av mono-nucleosomes bruker en kontinuerlig fortynning metoden. Utarbeidelse av glimmer underlaget functionalized med aminopropyl silatrane (APS-glimmer) som brukes for nucleosome avbilding er avgjørende for den AFM visualiseringen av nucleosomes beskrevet og prosedyren for å forberede underlaget er tilgjengelig. Nucleosomes satt på APS-glimmer overflaten er først fotografert med statisk AFM, som fanger et øyeblikksbilde av befolkningen nucleosome. Slike parametre som størrelsen på DNA pakket rundt nucleosomes kan måles fra analyser av disse bildene, og denne prosessen er også beskrevet. Time-lapse AFM imaging prosedyre i væsken er beskrevet for høyhastighets time-lapse AFM som kan ta flere bilder av nucleosome dynamics per sekund. Endelig er analyse av nucleosome dynamics aktivere kvantitative karakterisering av dynamisk prosessene beskrevet og illustrert.

Introduction

I eukaryote celler er DNA svært komprimert og organisert i kromosomer. 1 det første nivået av DNA organisasjonen i et kromosom er samlingen av nucleosomes i hvilke 147 bp DNA er tett pakket rundt en histone octamer kjerne. 2 , 3 nucleosome partikler montere på en lang DNA-molekyl som danner en chromatin matrise som er så organisert til en svært kompakt kromosom enhet er dannet. 4 demontering av chromatin gir tilgang til gratis DNA kreves av kritiske cellulære prosesser som gene transkripsjon og genom replikering, antyder at chromatin er et svært dynamisk system. 5 , 6 , 7 forstå de dynamiske egenskapene til DNA på ulike chromatin nivåer er kritisk viktig for Klargjørende genetisk prosesser på molekylært nivå hvor feil kan føre til celledød eller utvikling av sykdommer som kreft. 8 chromatin egenskap av stor betydning er dynamikken i nucleosomes. 9 , 10 , 11 , 12 høy stabilitet disse partiklene er tillatt for strukturelle karakterisering av krystallografisk teknikker. 2 hva disse studier mangel er dynamisk detaljer om nucleosomes som mekanismen av DNA pakke dem ut fra histone kjernen; dynamisk veien som kreves for transkripsjon og replikering. 7 , 9 , 13 , 14 , 15 , 16 videre spesielle proteiner kalt remodeling faktorer har blitt vist å lette demontering av nucleosomal partikler17; iboende dynamikken i nucleosomes er imidlertid den avgjørende faktoren i denne prosessen som bidrar til hele demontering prosessen. 14 , 16 , 18 , 19

Single-molekylet teknikker som enkelt-molekylet fluorescens19,20,21og optisk overlapping (pinsett)13,18,22,23 AFM 10 , 14 , 15 , 16 , 24 , 25 , 26 har vært medvirkende i å forstå dynamikken i nucleosomes. Blant disse metodene, AFM har flere enestående og attraktiv funksjoner. AFM gjør det mulig å visualisere og karakterisere personlige nucleosomes samt de lengre matriser27. Fra AFM bilder, kan viktige egenskaper av nucleosome struktur som DNA pakket rundt histone kjernen være målt 10,14,26,28; en parameter som er sentrale for karakterisering av nucleosome unwrapping dynamics. Forbi AFM har undersøkelser avdekket nucleosomes svært dynamiske systemer og at DNA kan spontant pakke fra histone kjernen14. Den spontane pakke dem ut av DNA fra nucleosomes ble direkte visualisert ved AFM opererer i time-lapse modus når avbilding gjøres i vandige løsninger 14,26,29.

Ankomsten av høyhastighets time-lapse AFM (HS-AFM) instrumentering gjort det mulig å visualisere nucleosome unwrapping prosessen på millisekund tidsskala 14,15,24. HS-AFM 16,30 studier av centromere bestemte nucleosomes avdekket flere nye funksjoner i nucleosomes sammenlignet med den kanoniske typen. Centromere nucleosomes utgjør av en centromere, en liten del av kromosomet kritisk viktig for kromosom segregering31. I motsetning til kanoniske nucleosomes i bulk chromatin inneholder histone kjernen i centromere nucleosomes CENP-A histone i stedet for histone H332,33. Som følge av denne histone substitusjon, DNA innpakning i centromere nucleosomes er ~ 120 bp i stedet for ~ 147 bp for kanoniske nucleosomes; en forskjell som kan føre til forskjellige morphologies av centromere og Kanonisk nucleosomes matriser34, antyder at centromere chromatin gjennomgår høyere dynamics sammenlignet med meste ett. Romanen dynamikken vises ved centromere nucleosomes i HS-AFM16,30 studier eksemplifiserer den unike muligheten av denne single-molekylet teknikken direkte visualisere egenskapene strukturelle og dynamisk nucleosomes. Eksempler på disse funksjonene er kort beskrevet og illustrert på slutten av papiret. Denne utviklingen ble gjort utbygging av romanen protokoller for AFM avbildning av nucleosomes, samt modifikasjoner av eksisterende metoder. Målet med protokollen beskrevet her er å gjøre disse spennende fremskritt i enkelt-molekylet AFM nucleosome studier tilgjengelig for alle som ønsker å benytte disse teknikkene i sine chromatin undersøkelser. Mange av teknikkene gjelder for problemer utenfor studiet av nucleosomes og kan brukes til undersøkelser av andre protein og DNA systemer rundt. Noen eksempler på slike programmer finnes i publikasjoner35,36,37,38,39,40,41, 42,43,44,45,46,47,48,49 og utsikter til AFM studier av ulike biomolecular systemer er gitt i av29,50,51,53,54.

Protocol

1. kontinuerlig fortynning montering av Mono-nucleosomes Generere og rense en ca 400 bp DNA substrat som inneholder en off-sentrert Widom 601 nucleosome posisjonering sekvens. 55Merk: For å begrense uønsket dannelsen av di-nucleosomes, hver arm flankert posisjonering sekvensen bør ikke overstige ~ 150 bp. Bruk plasmider pGEM3Z-601 sammen med designet primerne og forsterke substrat DNA bruker PCR. 423 bp underlaget med 122 og 154 bp lengder brukt her, bruke frem (5′-CAGTGAA…

Representative Results

Mono-nucleosomes ble først forberedt på AFM imaging eksperimenter ved hjelp av en kontinuerlig fortynning montering metode (figur 1). De forberedt nucleosomes ble deretter kontrollert usammenhengende SDS-siden (figur 2). En glimmer overflate ble neste functionalized bruker APS, som fanger opp nucleosomes på overflaten samtidig opprettholde en jevn bakgrunn for høyoppløselig imaging (Figur 3). Nucleosomes ble avsatt på APS-glim…

Discussion

Protokollen beskrevet ovenfor er ganske enkel og gir svært reproduserbar resultater, men noen viktige saker kan vektlegges. Functionalized APS-glimmer er et viktig medium for å få pålitelige og reproduserbar. En høy stabilitet av APS-glimmer er en av de viktigste funksjonene i dette underlaget som tillater en å forberede tenkelig underlaget på forhånd for bruk som kan brukes i minst to uker etter forberedes. 59 , 61 imidlertid overflaten kan bli skadet av…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatter bidrag: YLL og MSD utformet for prosjektet. MSD samlet nucleosomes. MSD og ZS utført AFM eksperimenter og data analyser. Alle forfattere skrev og redigeres manuskriptet.

Materials

Plasmid pGEM3Z-601 Addgene, Cambridge, MA 26656
PCR Primers IDT, Coralville, IA Custom Order (FP) 5'- CAGTGAATTGTAATACGACTC-3' (RP) 5'-ACAGCTATGACCATGATTAC-3'
DreamTaq polymerase ThermoFischer Scientific, Waltham, MA EP0701 Catalog number for 200 units
PCR purification kit Qiagen, Hilden, Germany  28104 Catalog number for 50 units
Tris base Sigma-Aldrich, St. Louis, MO 10708976001 Catalog number for 250 g
EDTA ThermoFischer Scientific, Waltham, MA 15576028 Catalog number for 500 g
(CENP-A/H4)2, recombinant human EpiCypher, Durham, NC 16-0010 Catalog number for 50 ug
H2A/H2B, recombinant human EpiCypher, Durham, NC 15-0311 Catalog number for 50 ug
H3 Octamer, recombinant human EpiCypher, Durham, NC 16-0001 Catalog number for 50 ug
Slide-A-Lyzer MINI Dialysis Device Kit, 10K MWCO, 0.1 mL ThermoFischer Scientific, Waltham, MA 69574 Catalog number for 10 devices
Sodium Chloride Sigma-Aldrich, St. Louis, MO S9888-500G Catalog number for 500 mg
Amicon Ultra-0.5 mL Centrifugal Filters  Millipore-sigma, Burlington, MO UFC501008 Catalog number for 8 devices
HCl Sigma-Aldrich, St. Louis, MO 258148-25ML Catalog number for 25 mL
Tricine Sigma-Aldrich, St. Louis, MO T0377-25G Catalog number for 25 g
SDS Sigma-Aldrich, St. Louis, MO 11667289001 Catalog number for 1 kg
Ammonium Persulfate (AmmPS)  Bio-Rad, Hercules, CA 1610700 Catalog number for 10 g
30% Acrylamide/Bis Solution, 37.5:1 Bio-Rad, Hercules, CA 1610158 Catalog number for 500 mL
TEMED Bio-Rad, Hercules, CA 1610800 Catalog number for 5 mL
4x Laemmli protein sample buffer for SDS-PAGE Bio-Rad, Hercules, CA 1610747 Catalog number for 10 mL
2-ME Sigma-Aldrich, St. Louis, MO M6250-10ML Catalog number for 10 mL
ageRuler Prestained Protein Ladder  ThermoFischer Scientific, Waltham, MA 26616 Catalog number for 500 uL
Bio-Safe™ Coomassie Stain Bio-Rad, Hercules, CA 1610786 Catalog number for 1 L
Nonwoven cleanroom wipes: TX604 TechniCloth  TexWipe, Kernersvile, NC TX604
Muscovite Block Mica AshevilleMica, Newport News, VA Grade-1
Aminopropyl silatrane (APS) Synthesized as described in 22
HEPES Sigma-Aldrich, St. Louis, MO H4034-25G Catalog number for 25 g
Scotch Tape Scotch-3M, St. Paul, MN
TESPA-V2 afm probe (for static imaging) Bruker AFM Probes, Camarillo, CA
MSNL-10 afm probe (for standard time-lapse imaing) Bruker AFM Probes, Camarillo, CA
Aron Alpha Industrial Krazy Glue Toagosei America, West Jefferson, OH AA480 Catalog number for 2 g tube
MgCl2 Sigma-Aldrich, St. Louis, MO M8266-100G Catalog number for 100 g
Millex-GP Filter, 0.22 µm Sigma-Aldrich, St. Louis, MO SLGP05010 Catalog number for 10 devices
BL-AC10DS-A2 afm probe (for HS-AFM) Olympus, Japan
Compound FG-3020C-20  FluoroTechnology Co., Ltd., Kagiya, Kasugai, Aichi, Japan 
Compound FS-1010S135-0.5  FluoroTechnology Co., Ltd., Kagiya, Kasugai, Aichi, Japan 
MultiMode Atomic Force Microscope Bruker-Nano/Veeco, Santa Barbara, CA
High-Speed Time-Lapse Atomic Force Microsocopy Toshio Ando, Nano-Life Science Institute, Kanazawa University, Kakuma-machi, Kanazawa, Japan
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kornberg, R. D. Chromatin structure: a repeating unit of histones and DNA. Science. 184 (4139), 868-871 (1974).
  2. Luger, K., Mäder, A. W., Richmond, R. K., Sargent, D. F., Richmond, T. J. Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 Å resolution. Nature. 389 (6648), 251-260 (1997).
  3. Clark, D. J. Nucleosome Positioning, Nucleosome Spacing and the Nucleosome Code. Journal of biomolecular structure. 27 (6), 781-793 (2010).
  4. Poirier, M. G., Oh, E., Tims, H. S., Widom, J. Dynamics and function of compact nucleosome arrays. Nature Structural & Molecular Biology. 16 (9), 938-944 (2009).
  5. Li, B., Carey, M., Workman, J. L. The Role of Chromatin during Transcription. Cell. 128 (4), 707-719 (2007).
  6. Venkatesh, S., Workman, J. L. Histone exchange, chromatin structure and the regulation of transcription. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 16, 178 (2015).
  7. Lai, W. K. M., Pugh, B. F. Understanding nucleosome dynamics and their links to gene expression and DNA replication. Nature Reviews in Molecular Cell Biology. 18 (9), 548-562 (2017).
  8. Adam, S., Polo, S. o. p. h. i. e. E., Almouzni, G. Transcription Recovery after DNA Damage Requires Chromatin Priming by the H3.3 Histone Chaperone HIRA. Cell. 155 (1), 94-106 (2013).
  9. Ahmad, K., Henikoff, S. Epigenetic Consequences of Nucleosome Dynamics. Cell. 111 (3), 281-284 (2002).
  10. Filenko, N. A., Palets, D. B., Lyubchenko, Y. L. Structure and dynamics of dinucleosomes assessed by atomic force microscopy. Journal of amino acids. 2012, 650840 (2012).
  11. Hihara, S., et al. Local nucleosome dynamics facilitate chromatin accessibility in living mammalian cells. Cell reports. 2 (6), 1645-1656 (2012).
  12. Jiang, C., Pugh, B. F. Nucleosome positioning and gene regulation: advances through genomics. Nature reviews. Genetics. 10 (3), 161-172 (2009).
  13. Brennan, L. D., Forties, R. A., Patel, S. S., Wang, M. D. DNA looping mediates nucleosome transfer. Nature Communications. 7, 13337 (2016).
  14. Lyubchenko, Y. L. Nanoscale nucleosome dynamics assessed with time-lapse AFM. Biophysical Reviews. 6 (2), 181-190 (2014).
  15. Miyagi, A., Ando, T., Lyubchenko, Y. L. Dynamics of nucleosomes assessed with time-lapse high-speed atomic force microscopy. 생화학. 50 (37), 7901-7908 (2011).
  16. Stumme-Diers, M. P., Banerjee, S., Hashemi, M., Sun, Z., Lyubchenko, Y. L. Nanoscale dynamics of centromere nucleosomes and the critical roles of CENP-A. Nucleic Acids Research. 46 (1), 94-103 (2018).
  17. Narlikar, G. e. e. t. a. J., Sundaramoorthy, R., Owen-Hughes, T. Mechanisms and Functions of ATP-Dependent Chromatin-Remodeling Enzymes. Cell. 154 (3), 490-503 (2013).
  18. Ngo, T. T., Zhang, Q., Zhou, R., Yodh, J. G., Ha, T. Asymmetric Unwrapping of Nucleosomes under Tension Directed by DNA Local Flexibility. Cell. 160 (6), 1135-1144 (2015).
  19. Ruth, B., Wietske, K., Kirsten, M., John van, N. spFRET reveals changes in nucleosome breathing by neighboring nucleosomes. Journal of Physics: Condensed Matter. 27 (6), 064103 (2015).
  20. Buning, R., van Noort, J. Single-pair FRET experiments on nucleosome conformational dynamics. Biochimie. 92 (12), 1729-1740 (2010).
  21. Koopmans, W. J. A., Brehm, A., Logie, C., Schmidt, T., van Noort, J. Single-Pair FRET Microscopy Reveals Mononucleosome Dynamics. Journal of Fluorescence. 17 (6), 785-795 (2007).
  22. Brower-Toland, B. D., et al. Mechanical disruption of individual nucleosomes reveals a reversible multistage release of DNA. Proceedings of the National Academy of Sciences. 99 (4), 1960 (1960).
  23. Bennink, M. L., et al. Unfolding individual nucleosomes by stretching single chromatin fibers with optical tweezers. Nature Structural Biology. 8 (7), 606-610 (2001).
  24. Lyubchenko, Y. L., Shlyakhtenko, L. S., Chellappan, S. P. . Chromatin Protocols. , 27-42 (2015).
  25. Menshikova, I., Menshikov, E., Filenko, N., Lyubchenko, Y. L. Nucleosomes structure and dynamics: effect of CHAPS. International Journal of Biochemistry and Molecular Biology. 2, 2129-2137 (2011).
  26. Shlyakhtenko, L. S., Lushnikov, A. Y., Lyubchenko, Y. L. Dynamics of nucleosomes revealed by time-lapse atomic force microscopy. 생화학. 48 (33), 7842-7848 (2009).
  27. Yodh, J. G., Lyubchenko, Y. L., Shlyakhtenko, L. S., Woodbury, N., Lohr, D. Evidence for nonrandom behavior in 208-12 subsaturated nucleosomal array populations analyzed by AFM. 생화학. 38 (48), 15756-15763 (1999).
  28. Filenko, N. A., et al. The role of histone H4 biotinylation in the structure of nucleosomes. PLoS One. 6 (1), e16299 (2011).
  29. Lyubchenko, Y. L., Meyers, R. . Encyclopedia of Analytical Chemistry. , 1-24 (2013).
  30. Stumme-Diers, M. P., Banerjee, S., Sun, Z., Lyubchenko, Y. L., Lyubchenko, Y. L. . Nanoscale Imaging: Methods and Protocols. , 225-242 (2018).
  31. Cleveland, D. W., Mao, Y., Sullivan, K. F. Centromeres and Kinetochores. Cell. 112 (4), 407-421 (2003).
  32. Rosin, L. F., Mellone, B. G. Centromeres Drive a Hard Bargain. Trends in Genetics. 33 (2), 101-117 (2017).
  33. McKinley, K. L., Cheeseman, I. M. The molecular basis for centromere identity and function. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 17 (1), 16-29 (2016).
  34. Lyubchenko, Y. L. Centromere chromatin: a loose grip on the nucleosome. Nature Structural & Molecular Biology. 21 (1), 8 (2014).
  35. Lyubchenko, Y. L., Shlyakhtenko, L. S. Visualization of supercoiled DNA with atomic force microscopy in situ. Proceedings of the National Academy of Sciences. 94 (2), 496-501 (1997).
  36. Lyubchenko, Y. L., Shlyakhtenko, L. S., Aki, T., Adhya, S. Atomic force microscopic demonstration of DNA looping by GalR and HU. Nucleic Acids Research. 25 (4), 873-876 (1997).
  37. Herbert, A., et al. The Zalpha domain from human ADAR1 binds to the Z-DNA conformer of many different sequences. Nucleic acids research. 26 (15), 3486-3493 (1998).
  38. Oussatcheva, E. A., et al. Structure of branched DNA molecules: gel retardation and atomic force microscopy studies. Journal of Molecular Biology. 292 (1), 75-86 (1999).
  39. Gaillard, C., Shlyakhtenko, L. S., Lyubchenko, Y. L., Strauss, F. Structural analysis of hemicatenated DNA loops. BMC Struct Biol. 2 (1), 7 (2002).
  40. Potaman, V. N., et al. Unpaired structures in SCA10 (ATTCT)n.(AGAAT)n repeats. Journal of Molecular Biology. 326 (4), 1095-1111 (2003).
  41. Virnik, K., et al. “Antiparallel” DNA loop in gal repressosome visualized by atomic force microscopy. Journal of Molecular Biology. 334 (1), 53-63 (2003).
  42. Pavlicek, J. W., et al. Supercoiling-induced DNA bending. 생화학. 43 (33), 10664-10668 (2004).
  43. Karymov, M., Daniel, D., Sankey, O. F., Lyubchenko, Y. L. Holliday junction dynamics and branch migration: single-molecule analysis. Proceedings of the National Academy of Sciences. 102 (23), 8186-8191 (2005).
  44. Shlyakhtenko, L. S., et al. Nanoscale structure and dynamics of ABOBEC3G complexes with single-stranded DNA. 생화학. 51 (32), 6432-6440 (2012).
  45. Shlyakhtenko, L. S., Lushnikov, A. Y., Miyagi, A., Lyubchenko, Y. L. Specificity of binding of single-stranded DNA-binding protein to its target. 생화학. 51 (7), 1500-1509 (2012).
  46. Shlyakhtenko, L. S., et al. APOBEC3G Interacts with ssDNA by Two Modes: AFM Studies. Scientific Reports. 5, 15648 (2015).
  47. Sun, Z., Tan, H. Y., Bianco, P. R., Lyubchenko, Y. L. Remodeling of RecG Helicase at the DNA Replication Fork by SSB Protein. Scientific Reports. 5, 9625 (2015).
  48. Bianco, P. R., Lyubchenko, Y. L. SSB and the RecG DNA helicase: An intimate association to rescue a stalled replication fork. Protein Science. 26 (4), 638-649 (2017).
  49. Zhang, Y., et al. High-speed atomic force microscopy reveals structural dynamics of alpha-synuclein monomers and dimers. Journal of Chemical Physics. 148 (12), 123322 (2018).
  50. Lyubchenko, Y. L. DNA structure and dynamics: an atomic force microscopy study. Cell Biochem Biophys. 41 (1), 75-98 (2004).
  51. Lyubchenko, Y. L., Shlyakhtenko, L. S. AFM for analysis of structure and dynamics of DNA and protein-DNA complexes. Methods. 47 (3), 206-213 (2009).
  52. Lyubchenko, Y. L., Shlyakhtenko, L. S., Gall, A. A. Atomic force microscopy imaging and probing of DNA, proteins, and protein DNA complexes: silatrane surface chemistry. Methods in Molecular Biology. 543, 337-351 (2009).
  53. Lyubchenko, Y. L. Nanoimaging methods for biomedicine. Methods. 60 (2), 111-112 (2013).
  54. Lyubchenko, Y. L., Shlyakhtenko, L. S. Imaging of DNA and Protein-DNA Complexes with Atomic Force Microscopy. Critical Reviews in Eukaryotic Gene Expression. 26 (1), 63-96 (2016).
  55. Lowary, P. T., Widom, J. New DNA sequence rules for high affinity binding to histone octamer and sequence-directed nucleosome positioning. Journal of Molecular Biology. 276 (1), 19-42 (1998).
  56. Lyubchenko, Y. L., Shlyakhtenko, L. S., Ando, T. Imaging of nucleic acids with atomic force microscopy. Methods (San Diego, Calif). 54 (2), 274-283 (2011).
  57. Luger, K., Rechsteiner, T. J., Richmond, T. J. Preparation of nucleosome core particle from recombinant histones. Methods in enzymology. 304, 3-19 (1999).
  58. Gallagher, S. R. One-dimensional SDS gel electrophoresis of proteins. Current protocols in immunology. , (2006).
  59. Shlyakhtenko, L. S., Gall, A. A., Lyubchenko, Y. L., Taatjes, D. J., Roth, J. . Cell Imaging Techniques: Methods and Protocols. , 295-312 (2013).
  60. Uchihashi, T., Ando, T., Braga, P. C., Ricci, D. . Atomic Force Microscopy in Biomedical Research: Methods and Protocols. , 285-300 (2011).
  61. Lyubchenko, Y. L., Gall, A. A., Shlyakhtenko, L. S. Visualization of DNA and protein-DNA complexes with atomic force microscopy. Methods in molecular biology. 1117, 367-384 (2014).
  62. Lyubchenko, Y. L., Shlyakhtenko, L. S. . Proceeding of the Fourth International Workshop: STM-AFM-SNOM: New Nanotools for Molecular Biology. , 20-34 (1997).
  63. Kato, M., et al. Interarm interaction of DNA cruciform forming at a short inverted repeat sequence. Biophys J. 85 (1), 402-408 (2003).
  64. Yodh, J. G., Woodbury, N., Shlyakhtenko, L. S., Lyubchenko, Y. L., Lohr, D. Mapping nucleosome locations on the 208-12 by AFM provides clear evidence for cooperativity in array occupation. 생화학. 41 (11), 3565-3574 (2002).
  65. Lyubchenko, Y. L., Gall, A. A., Shlyakhtenko, L. S. Atomic force microscopy of DNA and protein-DNA complexes using functionalized mica substrates. DNA-Protein Interactions: Principles and Protocols. , 569-578 (2001).
  66. Lyubchenko, Y. L. Preparation of DNA and nucleoprotein samples for AFM imaging. Micron. 42 (2), 196-206 (2011).
  67. Gilmore, J. L., et al. Single-molecule dynamics of the DNA-EcoRII protein complexes revealed with high-speed atomic force microscopy. 생화학. 48 (44), 10492-10498 (2009).
  68. Shlyakhtenko, L. S., et al. Molecular mechanism underlying RAG1/RAG2 synaptic complex formation. J Biol Chem. 284 (31), 20956-20965 (2009).
  69. Suzuki, Y., et al. Visual Analysis of Concerted Cleavage by Type IIF Restriction Enzyme SfiI in Subsecond Time Region. Biophysical. 101 (12), 2992-2998 (2011).
  70. Shlyakhtenko, L. S., Lushnikov, A. J., Li, M., Harris, R. S., Lyubchenko, Y. L. Interaction of APOBEC3A with DNA assessed by atomic force microscopy. PloS one. 9 (6), e99354 (2014).
  71. Pan, Y., et al. Nanoscale Characterization of Interaction of APOBEC3G with RNA. 생화학. 56 (10), 1473-1481 (2017).
  72. Sun, Z., Hashemi, M., Warren, G., Bianco, P. R., Lyubchenko, Y. L. Dynamics of the Interaction of RecG Protein with Stalled Replication Forks. 생화학. 57 (13), 1967-1976 (2018).
  73. Pavlicek, J. W., Lyubchenko, Y. L., Chang, Y. Quantitative analyses of RAG-RSS interactions and conformations revealed by atomic force microscopy. 생화학. 47 (43), 11204-11211 (2008).

Tags

Keywords: Atomic Force MicroscopyNucleosome StructureSingle-molecule ImagingProtein-DNA ComplexesAmyloid AggregatesAlzheimer’s DiseaseParkinson’s DiseaseMica Surface PreparationAPS ModificationStatic AFM Imaging
check_url/kr/58820?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Stumme-Diers, M. P., Stormberg, T., Sun, Z., Lyubchenko, Y. L. Probing The Structure And Dynamics Of Nucleosomes Using Atomic Force Microscopy Imaging. J. Vis. Exp. (143), e58820, doi:10.3791/58820 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image